نشكر هيومانا الصحافة للحصول على إذن لنشر تلفيق ماصة microinjection الرقم الذي ظهر أصلا في الصفحة 130 من مرجع 11؛ لاري Dlugas ستيفن وونغ، OHSU وزارة الاتصالات للتربية وللبالفيديو، لاري Dlugas لتصميم الفيديو والتحرير؛ آدم M. O &#39;كوين، مصمم مميز، Trion / Envirco لتصميم عادتنا تدفق رقائقي الأفقي غطاء محرك السيارة وغولدسميث ليه لتوفير التخطيطي التقنية؛ فيكتور مونتيروسو، MV، ماجستير، دكتوراه، وChatkupt توم، DVM، OHSU قسم الطب المقارن، للاسترشاد مع شركائنا حيوان بروتوكول الرعاية، والتقنيات الجراحية، ونظام وقائي للوعي، مارسيل بيريت، جنتيل، DVM، MS، لتبادل النشرات له على تقنيات خياطة البيطرية؛ إدوارد Porsov، MS، لتصميم لدينا برنامج Adobe Premiere Pro والفيديو المجهر محطة عمل الكمبيوتر، والأبيض وليا جوناس هينكلي من LNS السفلية (بورتلاند، أو). وأيد هذا العمل من المنح المقدمة من المعهد القومي للصمم وآلات موسيقية أخرىص اضطرابات التواصل: DC R01 008595 و 008595-R01 العاصمة 04S2 (لJB) وP30 DC005983 (ولاية أوريغون السمع مركز البحوث الأساسية غرانت، بيتر جيليسبي، الباحث الرئيسي).

1. بطني البطن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير أحد السدود التي هي أجنة في يوم الجنينية 11.5 (E11.5؛ ظهر اليوم تم الكشف عن المكونات المهبل هو يوم 0.5 من التطور الجنيني) عن طريق الحقن داخل الصفاق من حل صوديوم مخدر بنتوباربيتال (7.5 ميكروليتر لكل غرام من وزن الجسم). عامل مخدر حل: 180 ميكرولتر من 50 ملغ / مل حل الصوديوم بنتوباربيتال و 100 ميكرولتر من الايثانول المطلقة؛ 320 ميكرولتر من 65 ملغ / مل سلفات المغنيزيوم مائي (ينظم لهجة الرحم)، و 400 ميكرولتر من البروبيلين جليكول (غير قابلة للامتزاج مع مركبة مائي وعضوي المكونات). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقييم اكتمال التخدير عن طريق إجراء التجارب المؤذية المنبهات: أزمة مخلب؛ قرصة الذيل، وبرمشة استجابة للمس الخد وvibrissae. تطبيق مرهم معقم للعين على القرنيات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق الفراء البطن من منطقة فوق العانة إلى القفص الصدري مع المقص وشفرة غرامة (اوستر # 40 شفرة). تطهير البطن مع الايثانول 70٪، 10٪ اليود البوفيدون (Betadine)، وهوالثانية والايثانول 70٪، بالتسلسل. مكان الماوس البطن الجانبية أسفل على الستارة معقم ومن ثم وضع على وسادة التدفئة أو لوحة دافئ (37 درجة مئوية) لمدة 2-5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شق الجلد في منطقة البطن في خط الوسط مع بطني الكرة ذات الرؤوس مقص. تمديد شق لمدة 10-14 ملم. تحديد ألبا الخط، وهو، أبيض اوعائي الفرقة النسيج الضام على طول خط الوسط بطني من جدار البطن. شق في ألبا الخط مع الكرة يميل مقص وتوسيع شق 10-14 ملم. ري على الفور في البطن مع prewarmed (37 درجة مئوية) lactated رينغر حل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عناصر خارجية قرني الرحم بالملقط حلقة دون تطبيق الضغط المفرط على مواقع التوطين. ري قرون تخريجها الرحم مع prewarmed، حل رينغر lactated. </li></ol> 2. Transuterine Microinjection <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> افتعال سميك الجدران، ماصة البورسليكات الزجاج microinjection الشعرية مع الخصائص التالية: 12-16 μم القطر الخارجي وشطبة 20 درجة. على مجتذب P-97 سوتر ماصة مع خيوط مربع صغير، واستخدام البرنامج التالي: حرارة = اختبار المنحدر بالإضافة إلى وحدات (3)؛ الضغط = 200؛ سحب = 0؛ سرعة = 46؛ مرة = 100). مع beveler BV-10 سوتر، استخدم 104C (الذهب) قرص جلخ لماصات قطرها كبير. مخزنة التعبير Resuspend البلازميد في ميكروغرام 3-4 / ميكرولتر في فوسفات الكالسيوم الحرة المالحة (درجة الحموضة 7،2-7،4). إضافة أخضر سريع بلوري إلى دوامة المركزة، والحمض النووي بلطف لمدة 30 ثانية، وتدور في 10000 جم لمدة 10 ثانية. يتم تحديد الحد الأدنى للأخضر سريع المطلوبة لتعقب بصريا على فعالية حقن تجريبيا. ردم ماصة مشطوف مع الحمض النووي / حل سريع الخضراء. ربط ماصة microinjection المحملة على حامل ماصة للحاقن الضغط (Picospritzer باستخدام&gt; النيتروجين نقي بنسبة 99٪ والغاز المصدر). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Transilluminate الرحم مع كثافة منخفضة، وعلى ضوء الهالوجين لتصور الجنين داخل موقع غرس لها. التعرف على BEAتينغ القلب، وحويصلات الدماغ، وبراعم الأطراف، الوليدة البطين ال 4 من الدماغ المؤخر، والعين. ري الرحم كل دقيقة 2 مع prewarmed، lactated حل رينغر للحفاظ على الماء. تطبيق ضغط لطيف على الرحم لإعادة توجيه جنين والتعرف على المعالم التشريحية المشار إليها أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه جنين للتعرف على وريد رئيس الأولية التي الأمامية والخلفية فروع الجهة الوسيطة في الأراضي التي يقيم otocyst. لا يمكن otocyst المناسب أن ينظر من قبل تضوء الرحم. يقع في منتصف الطريق بين otocyst الفروع الأمامية والخلفية من وريد رئيس الأولية التي، جنبا إلى جنب مع الجذع الرئيسي للالسياق، تشكل شكل توجد القوائم أو القائمين على ملعب لكرة القدم الاميركية. وotocyst هو في منتصف الطريق بين توجد القوائم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ماصة حقن عن طريق الرحم في مسار تماشيا مع موقع مفترض لotocyst. نبض microinjector مرة واحدة بعد مرورا uterلنا تصور الصبغة الكاشفة وتقريبي في موقع رأس ماصة. دفع ماصة تحت السيطرة ميكرومتر والنبض مرة أخرى لتقييم عمق. مزيد من التقدم في ماصة في اللحمة المتوسطة رئيس الجانبية ونبض مرارا وتكرارا. وسوف ناجحة تستهدف otocyst تكشف عن شكل مدبب من قناة اللمف الباطن ظهريا والإسكالوب شل شكل من الدهليز. lactated حل رينغر الافراج عن الضغط على الرحم، وإزالة ماصة من الجنين / الرحم في اقتراح واحد، وعلى الفور لري الرحم مع prewarmed،. </li></ol> 3. في الجسم الحي Electroporation <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ري الرحم مع حل قارع الأجراس في lactated. حل تطبيقها حديثا قارع الأجراس lactated هو ضروري لزوجين كهربائيا الأقطاب مجداف على غرار إلى الرحم. يبلل السطوح التنغستن من الأقطاب مع وقارع الأجراس lactated. مركز otocyst حقنه في طريق الأقطاب. بلطف ضغط الرحم مع السلطة الفلسطينية electroporationddles. الكاثود هي على اتصال مع جدار الرحم الجانبية لحقن otocyst والقطب الموجب على اتصال مع جدار الرحم المتاخمة للotocyst uninjected. يؤدي الى نبض موجة مربع قطار مع التبديل دواسة القدم على electroporator. المعلمات Electroporation هي: 5، 50 ميللي ثانية البقول بنسبة 43 فولت في النبضة و 950 ميللي ثانية تأخير interpulse. ري فورا الرحم بعد تسليم القطار نبض. تسجيل الحالية تسليمها إلى الأنسجة: 60-100 mAmps يكفي لtransfect الأسلاف الظهارية أذني. حقن وelectroporate 4-6 و الأجنة E11.5 في السد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنفيذ، مستقل 2 microinjection transuterine من ديكستران فلوري مائي (اليكسا فلور 488 إذا كان التعبير البلازميد يشفر بروتين أحمر فلوري أو أليكس فلور 594 إذا كان التعبير البلازميد يشفر ببروتين أخضر) إلى البطين ال 4 من هذه الأجنة التي داخلي آذان حقن بدقة وعلى الأقل 60 mAmps الحالية في النبضة وكان ديlivered خلال electroporation. سوف ديكستران فلوري تكون قابلة للكشف عند الولادة في الدماغ المؤخر، وتمكين مجموعة من الجراء التي تم التلاعب بها آذان الداخلية خلال مرحلة التطور الجنيني (انظر 3.5). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ري قرون الرحم مع وقارع الأجراس lactated. معاودة قرون الرحم في تجويف البطن. مسح تجويف الرحم مع 2-4 مل من prewarmed، حل رينغر lactated والسماح للفيضان إلى استنزاف للخروج من موقع على شق وثنى العقيمة. استبدال اللف مع مادة جافة ومعقمة. خياطة جدار البطن مع إبرة من غير قطع وخياطة 6-0 resorbable. نحن نفضل غرزة تشغيل، وتأمين كل غرزة أخرى، على جدار على حد سواء في منطقة البطن والجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجف الفراء والسدود وتدير غير الستيرويدية المضادة للالتهابات مثل Meloxicam عن طريق الحقن تحت الجلد. عودة السد إلى القفص انتعاش prewarmed على الستارة العقيمة. رصد وتسجيل التنفس والسدود، شق سالكية موقع، والمهبل لإفرازات دموية. النزيف هو التهاب المفاصل الروماتويديإعادة ولكن إذا كان الحاضر وبلا هوادة، الموت ببطء السد في حين انها لا تزال تحت تأثير التخدير. لاحظ الوقت الذي يستعيد وعيه ويحاول أن ambulate. عودة السد إلى مستعمرة الماوس عندما تظهر بوادر من الأكل والشرب وبدأت في بناء العش. عادة، يحدث هذا في غضون 12 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند الولادة (يوم بعد الولادة 0)، وضع فلاش في منطقة الدماغ المؤخر من كل الجرو في القمامة للكشف عن ديكستران فلوري باستخدام مجهر stereofluorescence تشريح مع GFP أو تكساس مرشح الأحمر، حسب الاقتضاء. عودة إلى سد المرضعات فقط تلك الجراء التي تعرض العلامات الدماغ المؤخر. </li></ol> 4. ممثل النتائج <img src="/files/ftp_upload/3653/3653fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. تم حقن نقل Electroporation بوساطة الجينات إلى القوقعة النامية. otocyst E11.5 مع بروتين التعبير الترميز الخضراء المعززة البلازميد فلوري (EGFP) وelectroporated (نبض هيئة تنظيم الاتصالاتفي المعلمات: 5، 43 فولت والبقول بنسبة 50 ميللي ثانية / نبض و 950 ميللي ثانية تأخير interpulse). أ) ممثل الأذن الداخلية من يوم واحد بعد الولادة 6 (P6) الجرو الذي otocyst تم حقن وelectroporated في E11.5 يدل التعبير EGFP من القاعدة من خلال بدوره منتصف القوقعة. تمت إزالة الجدار الجانبي من القوقعة من مطلع الاوسط وقمة فقط. لم transfected الأسلاف E11.5 التي تؤدي إلى قمة. B) جبل الجامعة المناعية من القوقعة في (أ) مع الشعر علامة الخلية، الميوسين 7A (Myo7a)، يشير إلى أن التعبير EGFP يتبع مسار للجهاز كورتي ويكون موضعيا بشكل صارخ لظهارة الخلية الحاملة للشعر الحسية. ج) والأذن الداخلية ممثل من جنين E18.5 otocyst التي تم حقن وelectroporated في E11.5. إسقاط ليزر متحد البؤر يوضح التعبير EGFP في Myo7a إيجابية خلايا الشعر الحسية. D) ليزر متحد البؤر الإسقاط من ظهارة والحسية قوقعة من الجهاز E18.5 كورتي تشير EGFP expression في خلايا الشعر الداخلية (IHC)، خلايا الشعر الخارجي (OHC)، وخلايا phalangial الداخلية (IPC)، وخلايا عمود (PC)، وخلايا دايترس &quot;(DC). شريط النطاق في (ب) ينطبق على (A).

<ol>
	<li>Gillespie, P. G., Muller, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanotransduction+by+hair+cells:+models,+molecules,+and+mechanisms.">Mechanotransduction by hair cells: models, molecules, and mechanisms.</a> Cell. 139, 33-44 (2009).</li><li>Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterning+and+morphogenesis+of+the+vertebrate+inner+ear.">Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear.</a> Int. J. Dev. Biol. 51, 521-533 (2007).</li><li>Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+cell+fate+in+the+sensory+epithelia+of+the+inner+ear.">Regulation of cell fate in the sensory epithelia of the inner ear.</a> Nat. Rev. Neurosci. 7, 837-849 (2006).</li><li>Ohyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BMP+signaling+is+necessary+for+patterning+the+sensory+and+nonsensory+regions+of+the+developing+mammalian+cochlea.">BMP signaling is necessary for patterning the sensory and nonsensory regions of the developing mammalian cochlea.</a> J. Neurosci. 30, 15044-15051 (2010).</li><li>Pan, W., Jin, Y., Stanger, B., Kiernan, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+is+required+for+the+generation+of+hair+cells+and+supporting+cells+in+the+mammalian+inner+ear.">Notch signaling is required for the generation of hair cells and supporting cells in the mammalian inner ear.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 15798-15803 (2010).</li><li>Gubbels, S. P., Woessner, D. W., Mitchell, J. C., Ricci, A. J., Brigande, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+auditory+hair+cells+produced+in+the+mammalian+cochlea+by+in+utero+gene+transfer.">Functional auditory hair cells produced in the mammalian cochlea by in utero gene transfer.</a> Nature. 455, 537-541 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2010).</li><li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+expression+of+transgenes+introduced+by+in+vivo+electroporation.">Controlled expression of transgenes introduced by in vivo electroporation.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 1027-1032 (2007).</li><li>Chen, C., Smye, S. W., Robinson, M. P., Evans, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+electroporation+theories:+a+review.">Membrane electroporation theories: a review.</a> Med. Biol. Eng. Comput. 44, 5-14 (2006).</li><li>Saito, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+electroporation+in+the+embryonic+mouse+central+nervous+system.">In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system.</a> Nat. Protoc. 1, 1552-1558 (2006).</li><li>Brigande, J. V., Gubbels, S. P., Woessner, D. W., Jungwirth, J. J., Bresee, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation-mediated+gene+transfer+to+the+developing+mouse+inner+ear.">Electroporation-mediated gene transfer to the developing mouse inner ear.</a> Methods Mol. Biol. 493, 125-139 (2009).</li><li>Morsli, H., Choo, D., Ryan, A., Johnson, R., Wu, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+mouse+inner+ear+and+origin+of+its+sensory+organs.">Development of the mouse inner ear and origin of its sensory organs.</a> J. Neurosci. 18, 3327-3335 (1998).</li><li>Sher, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+embryonic+and+postnatal+development+of+the+inner+ear+of+the+mouse.">The embryonic and postnatal development of the inner ear of the mouse.</a> Acta. Otolaryngol. , 1-77 (1971).</li><li>Sheffield, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+vector+tropism+for+supporting+cells+in+the+developing+murine+cochlea.">Viral vector tropism for supporting cells in the developing murine cochlea.</a> Hear Res. 277, 28-36 (2011).</li><li>Bedrosian, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+delivery+of+recombinant+viruses+to+the+fetal+murine+cochlea:+transduction+characteristics+and+long-term+effects+on+auditory+function.">In vivo delivery of recombinant viruses to the fetal murine cochlea: transduction characteristics and long-term effects on auditory function.</a> Mol. Ther. 14, 328-335 (2006).</li><li>Reisinger, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+the+functional+equivalence+of+otoferlin+and+synaptotagmin+1+in+exocytosis.">Probing the functional equivalence of otoferlin and synaptotagmin 1 in exocytosis.</a> J. Neurosci. 31, 4886-4895 (2011).</li><li>Magnani, E., Bartling, L., Hake, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Gateway+to+MultiSite+Gateway+in+one+recombination+event.">From Gateway to MultiSite Gateway in one recombination event.</a> BMC Mol. Biol. 7, 46 (2006).</li><li>Perret-Gentil, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of Veterinary Suturing. , .</li><li>Oesterle, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> P-1000 &#38; P-97 Pipette Cookbook. , (2011).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

نقل الجينات إلى الأذن الداخلية الماوس النامية: الأذن الداخلية الماوس يطور من اللوحاء أذني خلال الأسبوع الأول من التنمية postimplantation 12،13. بعد يوم الجنينية 9.5 (E9.5)، فقد invaginated في اللوحاء وتحولت إلى حويصلة مملوءة بسائل يسمى otocyst 2. السلائف أذني في حويصلة...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> الجزئي حالة تعقيم </td><td> ROBOZ </td><td> RS-9900a </td><td> 8X8.5X1.25 بوصة </td></tr><tr><td> كرة ذات الرؤوس مقص </td><td> أدوات العلم غرامة </td><td> 14109-09 </td><td></td></tr><tr><td> حلقة ملقط </td><td> أدوات العلم غرامة </td><td> 11106-09 </td><td> 4.8mm ID/6mm OD </td></tr><tr><td> الملقط أدسون الأنسجة </td><td> أدوات العلم غرامة </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> إبرة سائق </td><td> أدوات العلم غرامة </td><td> 12502-12 </td><td></td></tr><tr><td> حساسية الحقنة صينية </td><td> بيكتون Dickison </td><td> 305536 </td><td></td></tr><tr><td> خاط 6-0 </td><td> Syneture </td><td> GL-889 </td><td> 0.7 خياطة المعدة والأمعاء متري </td></tr><tr><td> Lactated رينغر حقن USP </td><td> باكستر </td><td> 2B2323 </td><td></td></tr><tr><td> سريع أخضر </td><td> سيجما ألدريتش </td><td> F7258 </td><td></td></tr><tr><td> البورسليكات الزجاج الشعرية </td><td> هارفارد جهاز </td><td> 30-0053 </td><td></td></tr><tr><td> Nembutal الصوديوم الحل </td><td> الحفاوة شركة ادوية </td><td> NDC 67386-501-52 </td><td></td></tr><tr><td> MgSO4.7H2O </td><td> فيشر العلمية </td><td> M63-500 </td><td></td></tr><tr><td> البروبيلين غليكول </td><td> فيشر العلمية </td><td> P355-1 </td><td></td></tr><tr><td> الإيثانول </td><td> سيجما ألدريتش </td><td> E7023-500 </td><td></td></tr><tr><td> Meloxicam </td><td> بورنغير Ingeheim </td><td> ندى 141-219 </td><td></td></tr><tr><td> Micropipette بولير </td><td> سوتر الآلات </td><td> P-97 </td><td> FB255B خيوط مربع؛ تشاور كتاب الطبخ الماصة من الصكوك سوتر </td></tr><tr><td> Microelectrode Beveler </td><td> سوتر الآلات </td><td> BV-10 </td><td> 104C القرص تجليف لماصات كبيرة، راجع دليل المالك لنظرية الميلا </td></tr><tr><td> Micropipette حامل </td><td> نذير الآلات </td><td> MP-S15T </td><td> ل1.5mm ماصة القطر الخارجي والإناث ميناء الضغط لأنابيب Picospritzer. </td></tr><tr><td> ملاقط على غرار قطب كهربائي </td><td> بروتك الدولية المحدودة </td><td> CUY650P5 </td><td> 5 مم القطر الخارجي </td></tr><tr><td> مربع الموجة Electroporator </td><td> بروتك الدولية المحدودة </td><td> CUY21EDIT </td><td> Footpedal الموصى بها </td></tr><tr><td> PICOSPRITZER الثالث </td><td> باركر Hannifin </td><td> 051-0500-900 </td><td> Footpedal الموصى بها </td></tr><tr><td> التحكم اليدوي Micromanipulator </td><td> هارفارد جهاز </td><td> 640056 </td><td></td></tr><tr><td> أفقي مقعد تدفق رقائقي نظيفة </td><td> Envirco </td><td></td><td> عرف تعديلات على 630-10554 LF. عرض معلومات تكميلية لالتخطيطي غطاء محرك السيارة. </td></tr><tr><td> لايكا stereofluorescence تشريح microcope مع محرك Lumencor ضوء SOLA </td><td> بارتلز وبدينة وLumencor </td><td> MZ10F مع محرك Lumencor ضوء SOLA </td><td> ويوصى Footpedals لتركيز وMZ10F لتحريك محرك ضوء SOLA </td></tr><tr><td> اليكسا فلور 594 ديكستران </td><td> إينفيتروجن </td><td> D22913 </td><td> 10mg/ml، مائي </td></tr><tr><td> اليكسا فلور 488 ديكستران </td><td> إينفيتروجن </td><td> D22910 </td><td> 10mg/ml، مائي </td></tr><tr><td> بيئى DRI </td><td> الراعي الاختصاص عنق الرحمالمتطلبات البيئية </td><td></td><td> <a href="http://www.ssponline.com" target="_blank">www.ssponline.com</a> </td></tr></tbody></table>

gene transfer to the developing mouse inner ear by in vivo electroporation

الأذن الداخلية الثدييات على 6 ظهائر الحسية متميزة: 3 عرف في الأمبولات من القنوات نصف دائري؛ بقع في utricle والكييس، وعضو كورتي في القوقعة ملفوف. وعرف وبقع تحتوي على خلايا شعر الدهليزي أن transduce المحفزات الميكانيكية إلى أيد بالمعنى الخاص للتوازن، في حين أن خلايا الشعر السمعي في جهاز كورتي هي محولات الطاقة الأولية لعقد جلسات استماع 1. خلية مواصفات مصير هؤلاء في ظهائر الحسي والتشكل من القنوات الهلالية والقوقعة تجرى خلال الأسبوع الثاني من الحمل في الماوس ويتم الانتهاء إلى حد كبير قبل الولادة 2،3. وتجرى بشكل روتيني دراسات التنموية في الأذن الداخلية من خلال الماوس حصاد الأجنة وراثيا في مختلف المراحل الجنينية أو بعد الولادة إلى التبصر في الأساس الجزيئي لل/ والخلوية أو الظواهر المورفولوجية 4،5. نحن نفترض أن نقل الجينات إلى الأذن الداخلية الماوس النامية في الرحم &lt;<html> / em&gt; في سياق المكاسب والخسائر من دراسات وظيفة يمثل نهجا مجانية إلى transgenesis الماوس التقليدية للاستجواب من الآليات الوراثية الكامنة وراء تطور الثدييات الأذن الداخلية 6. نموذج تجريبي لإجراء دراسات misexpression الجينات في الأذن الداخلية الماوس النامية أثبتت هنا يحل في ثلاث خطوات عامة: 1) البطن بطني، 2) microinjection transuterine، و 3) في electroporation الجسم الحي. البطن بطني هو أسلوب البقاء على قيد الحياة الماوس الجراحية التي تسمح لجهات خارجية من الرحم للوصول تجريبية لزرع الأجنة 7. microinjection Transuterine هو استخدام مشطوف بال micropipettes الزجاج، وشعري لإدخال التعبير البلازميد في تجويف الحويصلة الأذنية أو otocyst. في الجسم الحي electroporation هو تطبيق موجة مربع، والبقول الحالية مباشرة إلى قيادة التعبير البلازميد إلى 8-10 الخلايا الاصلية. الحمار = &quot;jove_content&quot;&gt; نحن سبق وصفها هذا نقل الجينات electroporation القائم على تقنية وشملت مذكرات مفصلة عن كل خطوة من البروتوكول 11. يمكن للتقنيات الفأر الجنينية التجريبية يكون من الصعب معرفة من النثر والصور الثابتة وحدها. في العمل الحالي، ونحن شرح الخطوات 3 في الجينات إجراء التحويل. الأهم من ذلك، نحن نشر الرقمي المجهر الفيديو لاظهار وجه التحديد كيفية: 1) تحديد اتجاه الجنين في الرحم، 2) إعادة توجيه الأجنة لاستهداف الحقن لotocyst، 3) microinject الحمض النووي مختلطة مع حل الصبغة الكاشفة في otocyst في أيام الجنينية 11.5 و 12.5، 4) electroporate في otocyst حقنه، و 5) الأجنة التسمية electroporated لاختيار ما بعد الولادة عند الولادة. ونحن نقدم نماذج تمثيلية من الأذن الداخلية transfected بنجاح، ودليل التصويرية لأكثر الأسباب شيوعا للmistargeting otocyst؛ مناقشة كيفية تجنب الأخطاء المنهجية المشتركة، والمبادئ التوجيهية الحالية للكتابة في الرحم زين رعاية الحيوان بروتوكول نقل.

Watch this Scientific Journal Video about Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation at JoVE.com

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

الأذن الداخلية الماوس هي جهاز اللوحاء المستمدة من الحواس التي التنموية البرنامج وضعت خلال فترة الحمل. نحن تعريف<em&gt; في الرحم</em&gt; تقنية نقل الجينات التي تتكون من ثلاث خطوات: الفأر البطن بطني، microinjection transuterine، و<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; electroporation. نحن نستخدم الفيديو الرقمية المجهر لإثبات حاسم تقنيات الجنينية التجريبية.

نقل الجينات إلى الأذن الداخلية عن طريق تطوير ماوس<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

gene-transfer-to-developing-mouse-inner-ear-vivo

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

13.9K Views.  Oregon Health & Science University. الأذن الداخلية الماوس هي جهاز اللوحاء المستمدة من الحواس التي التنموية البرنامج وضعت خلال فترة الحمل. نحن تعريف في الرحم تقنية نقل الجينات التي تتكون من ثلاث خطوات: الفأر البطن بطني، microinjection transuterine، و في الجسم الحي electroporation. نحن نستخدم الفيديو ا?...

Video: Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

Gene Delivery to Postnatal Rat Brain by Non-ventricular Plasmid Injection and Electroporation

Creation of transgenic animals is a standard approach in studying functions of a gene of interest in vivo. However, many knockout or transgenic animals are not viable in those cases where the modified gene is expressed or deleted in the whole organism. Moreover, a variety of compensatory mechanisms often make it difficult to interpret the results. The compensatory effects can be alleviated by either timing the gene expression or limiting the amount of transfected cells.
The method of postnatal non-ventricular microinjection and in vivo electroporation allows targeted delivery of genes, siRNA or dye molecules directly to a small region of interest in the newborn rodent brain. In contrast to conventional ventricular injection technique, this method allows transfection of non-migratory cell types. Animals transfected by means of the method described here can be used, for example, for two-photon in vivo imaging or in electrophysiological experiments on acute brain slices.

This protocol describes a non-viral method of delivery of genetic constructs to a certain area of living rodent brain. The method consists of plasmid preparation, micropipette fabrication, neonatal rat pup surgery, microinjection of the construct, and in vivo electroporation.

تسليم الجينات إلى الدماغ الجرذ بعد الولادة من غير البطين حقن البلازميد وElectroporation

Creation of transgenic animals is a standard approach in studying functions of a gene of interest in vivo. However, many knockout or transgenic animals ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

ترنسفكأيشن من خلايا الشبكية بواسطة الماوس العقدة في الجسم الحي Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Quantifying the Activity of cis-Regulatory Elements in the Mouse Retina by Explant Electroporation

Transcription factors within cellular gene networks control the spatiotemporal pattern and levels of expression of their target genes by binding to cis-regulatory elements (CREs), short (&tilde;300-600 bp) stretches of genomic DNA which can lie upstream, downstream, or within the introns of the genes they control. CREs (i.e., enhancers/promoters) typically consist of multiple clustered binding sites for both transcriptional activators and repressors1-3. They serve as logical integrators of transcriptional input giving a unitary output in the form of spatiotemporally precise and quantitatively exact promoter activity. Most studies of mammalian cis-regulation to date have relied on mouse transgenesis as a means of assaying the enhancer function of CREs4-5. This technique is time-consuming, costly and, on account of insertion site effects, largely non-quantitative. On the other hand, quantitative assays for mammalian CRE function have been developed in tissue culture systems (e.g., dual luciferase assays), but the in vivo relevance of these results is often uncertain. 
Electroporation offers an excellent alternative to traditional mouse transgenesis in that it permits both spatiotemporal and quantitative assessment of cis-regulatory activity in living mammalian tissue. This technique has been particularly useful in the analysis of cis-regulation in the central nervous system, especially in the cerebral cortex and the retina6-8. While mouse retinal electroporation, both in vivo and ex vivo, has been developed and extensively described by Matsuda and Cepko6-7,9, we have recently developed a simple approach to quantify the activity of photoreceptor-specific CREs in electroporated mouse retinas10. Given that the amount of DNA that is introduced into the retina by electroporation can vary from experiment to experiment, it is necessary to include a co-electroporated 'loading control' in all experiments. In this respect, the technique is very similar to the dual luciferase assay used to quantify promoter activity in cultured cells. 
When assaying photoreceptor cis-regulatory activity, electroporation is usually performed in newborn mice (postnatal day 0, P0) which is the time of peak rod production11-12. Once retinal cell types become post-mitotic, electroporation is much less efficient. Given the high rate of rod birth in newborn mice and the fact that rods constitute more than 70% of the cells in the adult mouse retina, the majority of cells that are electroporated at P0 are rods. For this reason, rod photoreceptors are the easiest retinal cell type to study via electroporation. The technique we describe here is primarily useful for quantifying the activity of photoreceptor CREs.

Quantifying the Activity of cis-Regulatory Elements in the Mouse Retina by Explant Electroporation

This protocol describes a simple and inexpensive way to quantify the activity of cis-regulatory elements (i.e., enhancer/promoters) in living mouse retinas via explant electroporation. DNA preparation, retinal dissection, electroporation, retinal explant culture, and post-fixation analysis and quantification are described.

قياس نشاط رابطة الدول المستقلة عناصر التنظيم في الشبكية بواسطة الماوس Electroporation يزدرع

Transcription factors within cellular gene networks control the spatiotemporal pattern and levels of expression of their target genes by binding to ...

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

Electroporation في الجسم الحي من الشبكية ماوس النامية

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance molecules, local gene transfer or knock- out is required. Gene targeting knock-in or knock-out into local regions is possible to perform with combination with a specific CRE line, which is laborious, costly, and time consuming. Therefore, a simple transfection method, an in utero electroporation technique, which can be performed with short time, will be handy to test the possible function of candidate genes prior to the generation of transgenic animals 1,2. In addition to this, in utero electroporation targets areas of the brain where no specific CRE line exists, and will limit embryonic lethality 3,4. Here, we present a method of in utero electroporation combining two different types of electrodes for simple and convenient gene transfer into target areas of the developing brain. First, a unique holding method of embryos using an optic fiber optic light cable will make small embryos (from E9.5) visible for targeted DNA solution injection into ventricles and needle type electrodes insertion to the targeted brain area 5,6. The patterning of the brain such as cortical area occur at early embryonic stage, therefore, these early electroporation from E9.5 make a big contribution to understand entire area patterning event. Second, the precise shape of a capillary prevents uterine damage by making holes by insertion of the capillary. Furthermore, the precise shape of the needle electrodes are created with tungsten and platinum wire and sharpened using sand paper and insulated with nail polish 7, a method which is described in great detail in this protocol. This unique technique allows transfection of plasmid DNA into restricted areas of the brain and will enable small embryos to be electroporated. This will help to, open a new window for many scientists who are working on cell differentiation, cell migration, axon guidance in very early embryonic stage. Moreover, this technique will allow scientists to transfect plasmid DNA into deep parts of the developing brain such as thalamus and hypothalamus, where not many region-specific CRE lines exist for gain of function (GOF) or loss of function (LOF) analyses.

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

A gene transfer method into the developing mouse brain is described by using a unique surgical method and special shape of electrodes. This unique technique allows transfection of plasmid DNA temporally and spatially, which will aid many neuroscientists in studying brain development.

فأر في الرحم Electroporation : الشواهد ترنسفكأيشن جين Spatiotemporal

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Isolating LacZ-expressing Cells from Mouse Inner Ear Tissues using Flow Cytometry

Isolation of specific cell types allows one to analyze rare cell populations such as stem/progenitor cells. Such an approach to studying inner ear tissues presents a unique challenge because of the paucity of cells of interest and few transgenic reporter mouse models. Here, we describe a protocol using fluorescence-conjugated probes to selectively label LacZ-positive cells from the neonatal cochleae.
The most common underlying pathology of sensorineural hearing loss is the irreversible damage and loss of cochlear sensory hair cells, which are required to transduce sound waves to neural impulses. Recent evidence suggests that the murine auditory and vestibular organs harbor stem/progenitor cells that may have regenerative potential1,2. These findings warrant further investigation, including identifying specific cell types with stem/progenitor cell characteristics. The Wnt signaling pathway has been demonstrated to play a critical role in maintaining stem/progenitor cell populations in several organ systems3-7. We have recently identified Wnt-responsive Axin2-expressing cells in the neonatal cochlea, but their function is largely unknown8.
To better understand the behavior of these Wnt-responsive cells in vitro, we have developed a method of isolating Axin2-expressing cells from cochleae of Axin2-LacZ reporter mice9. Using flow cytometry to isolate Axin2-LacZ positive cells from the neonatal cochleae, we could in turn execute a variety of experiments on live cells to interrogate their behavior as stem/progenitor cells. Here, we describe in detail the steps for the microdissection of neonatal cochlea, dissociation of these tissues, labeling of the LacZ-positive cells using a fluorogenic substrate, and cell sorting. Techniques for dissociating cochleae into single cells and isolating cochlear cells via flow cytometry have been described2,10-12. We have made modifications to these techniques to establish a novel protocol to isolate LacZ-expressing cells from the neonatal cochlea.

Flow cytometry is a powerful tool allowing for the isolation and study of specific cell populations. This protocol describes steps for isolating LacZ-expressing cells from cochlear tissues from neonatal transgenic mice. Dissociated cochlear cells were labeled using fluorescent-conjugated substrates of &#946;-galactosidase prior to separation via flow cytometry.

عزل LacZ - معربا عن خلايا من أنسجة الأذن الداخلية باستخدام الماوس التدفق الخلوي

Isolation of specific cell types allows one to analyze rare cell populations such as stem/progenitor cells. Such an approach to studying inner ear tissues ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

عالية الدقة التصوير لايف من سلوك خلية في الظهارة العصبية النامية

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

Patch clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated from a variety of species have been described previously1-4 but this video represents the first application of those techniques to hair cells from zebrafish. Here we demonstrate a method to isolate healthy, intact hair cells from all of the inner ear end-organs: saccule, lagena, utricle and semicircular canals. Further, we demonstrate the diversity in hair cell size and morphology and give an example of the kinds of patch clamp recordings that can be obtained. The advantage of the use of this zebrafish model system over others stems from the availability of zebrafish mutants that affect both hearing and balance. In combination with the use of transgenic lines and other techniques that utilize genetic analysis and manipulation, the cell isolation and electrophysiological methods introduced here should facilitate greater insight into the roles hair cells play in mediating these sensory modalities.

The purpose of this video is to demonstrate procedures for obtaining healthy, intact hair cells from the inner ear organs of adult zebrafish and then using them for patch clamp studies aimed at characterizing the biophysical properties of their voltage-gated channels.

تسجيلات المشبك التصحيح في الأذن الداخلية خلايا الشعر المعزولة من اسماك الزرد

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Genetic modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very powerful experimental approach. However, generating novel mouse mutants is often frustratingly slow. It has been shown that access to the mouse brain developing in utero with reasonable post-operatory survival is possible. Still, results with this procedure have been reported almost exclusively for the most superficial and easily accessible part of the developing brain, i.e. the cortex. The thalamus, a narrower and more medial region, has proven more difficult to target. Transfection into deeper nuclei, especially those of the hypothalamus, is perhaps the most challenging and therefore very few results have been reported. Here we demonstrate a procedure to target the entire hypothalamic neuroepithelium or part of it (hypothalamic regions) for transfection through electroporation. The keys to our approach are longer narcosis times, injection in the third ventricle, and appropriate kind and positioning of the electrodes. Additionally, we show results of targeting and subsequent histological analysis of the most recessed hypothalamic nucleus, the mammillary body.

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Despite the functional and medical importance of the hypothalamus, in utero genetic manipulation of its development has rarely been attempted. We show a detailed procedure for in utero electroporation into the mouse hypothalamus and show representative results of total and partial (regional) hypothalamic transfection.

التلاعب الجيني من الفأرة النامية من خلال المهاد<em&gt; في الرحم</em&gt; Electroporation

Genetic  modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very  powerful experimental approach. However, generating novel mouse ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and genetic mechanisms that contribute to hearing loss. Introduction of vectors into the inner ear must be done in a way that widely distributes the agent throughout the cochlea while minimizing injury to the existing structures. This manuscript describes a post-auricular surgical approach that can be used for mouse cochlear therapy using molecular, pharmacologic, and viral delivery to mice postnatal day 10 and older via the round window membrane (RWM). This surgical approach enables rapid and direct delivery into the scala tympani while minimizing blood loss and avoiding animal mortality. This technique involves negligible or no damage to essential structures of the inner and middle ear as well as neck muscles while wholly preserving hearing. To demonstrate the efficacy of this surgical technique, the vesicular glutamate transporter 3 knockout (VGLUT3 KO) mice will be used as an example of a mouse model of congenital deafness that recovers hearing after delivery of VGLUT3 to the inner ear using an adeno-associated virus (AAV-1).

The described post-auricular surgical approach allows rapid and direct delivery into the mouse cochlear scala tympani while minimizing blood loss and animal mortality. This method can be used for cochlear therapy using molecular, pharmacologic and viral delivery to postnatal mice through the round window membrane.

الطريقة الجراحية لفيروسي وساطة جين التسليم إلى الأذن الداخلية الماوس من خلال جولة النافذة غشاء

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...