وأيد هذا البحث من المنح المقدمة من جمعية الألمانية للبحوث GraKo1121، Hu1011/2-1 وSFB940 إلى SH

ملاحظة: معلومات تفصيلية عن مخازن مشار إليه في البروتوكول متاح في الجدول 1. 1. التثبيت من البروتين البروتين التفاعلات التي كتبها الفورمالديهايد عبر ربط في الخلايا الحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبدء إعداد وسائط النمو، حلول الأسهم وعازلة P1 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 500 مل المتوسطة: يجب على توفير الظروف المتوسطة التي تدعم التفاعل بين غشاء البروتين الطعم والبروتينات فريسة. بالإضافة إلى ذلك، يجب أن يتم تنفيذ تجربة واحدة في ظل الظروف حيث يتوقع أي تفاعل (على سبيل المثال دون عبر ربط). ملاحظة: نحن نقارن تفاعلات البروتين البروتين في البكتيريا وشدد وشدد غير. لذلك، نحن نستعد لوريا BERTANI 500 مل (LB) المتوسطة (الجدول 1) أننا تكمل مع وكيل الذي يحفز التوتر (مثل كلوريد الصوديوم 0.5 M) في قارورة 2 لتر مخروطي. للسيطرة، ونحن نستخدم العادي المتوسط ​​LB مع 0.17 M كلوريد الصوديوم (الرقم الهيدروجيني 7.0). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تريس العازلة (20 ملي تريس-Hالبنود؛ درجة الحموضة 8.0) و 0.1 M حمض ethylenediaminetetraacetic (EDTA)، ودرجة الحموضة 8.0 حل الأسهم (الجدول 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد العازلة P1. حل السكروز إلى تركيز النهائي من 0.5 M في تريس العازلة. تعقيم العازلة P1 عن طريق الترشيح وتخزينها في 4 درجات مئوية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو الخلايا معربا عن البروتين الطعم الغشاء مع محطة C بكتيريا علامة الانصهار من النواقل. لحث على التعبير عن غشاء بروتينات الطعم لفترة كافية. ملاحظة: نحن لحث على التعبير عن البروتينات البكتيرية الطعم الغشاء في مرحلة مبكرة سجل (A 600 = 0.3) من خلال إضافة 250 ميكرولتر 1 M-الآيزوبروبيل β-D-thiogalactopyranoside (IPTG) إلى 500 مل المتوسطة (تركيز النهائي: 0.5 ملم) . للسماح التعبير كافية، ونحن احتضان البكتيريا حتى مرحلة سجل في وقت متأخر من (A 600 = 1.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستعداد لكل ثقافة اثنين الأكواب الطرد المركزي مع الحد الأدنى من حجم 300 مل كل ووضعها على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء الفورمالديهايد عبر ربط. CAUTION: الفورمالديهايد هو شديدة السمية ونحن ننصح بالعمل تحت غطاء الدخان السلامة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل سفينة الثقافة تحت غطاء الدخان السلامة. تقسيم كل عينة إلى قسمين العينات، واحد إهمال عبر ربط (- X) واحد بما في ذلك الفورمالديهايد عبر ربط (+ X). إضافة 4 مل 37٪ محلول الفورمالديهايد إلى 250 مل الثقافة للوصول إلى التركيز النهائي من 0.6٪. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل السفن الثقافة ذهابا وتنمو الخلايا لمزيد من 20 دقيقة كما كان من قبل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء الثقافات الخاص في أنابيب الطرد المركزي تحت غطاء الدخان السلامة. جمع الخلايا بواسطة الطرد المركزي في 3000 x ج لمدة 30 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل طاف بواسطة pipetting بعناية تحت غطاء الدخان السلامة. جمع طاف السامة المحتوية على الفورمالديهايد والتخلص منها بشكل صحيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل الوصول إلى العائد الأمثل خلال غشاء إعداد البروتين، وإعداد spheroplasts الأولى. هنا، ونحن نقدم بروتوكول لتشكيل الكوراء من البكتيريا سالبة الجرام: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Preparه عازلة P2 (الجدول 1) من مسحوق مجفف بالتجميد. تذوب بلطف 2 ملغ الليزوزيم في 0.1 M EDTA، ودرجة الحموضة 8، في أنبوب 1.5 مل. إعداد العازلة P2 دائما طازجة لليوم من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تريس العازلة مع مثبطات الأنزيم البروتيني (العازلة P3). إلى 10 مل من تريس العازلة، إضافة 0.1 مل 1 M phenylmethylsulfonylfluoride (PMSF) (الجدول 1) إلى تركيز النهائي من 10 ملم. استخدام المخزن المؤقت فورا، لضمان وظيفة مناسبة من PMSF كما مثبط البروتياز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كريات الخلية resuspend في 10 مل تريس العازلة مع مثبطات الأنزيم البروتيني والحل نقلها إلى أنبوب 15 مل المخروطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1 مل العازلة P2 واحتضان على الجليد لمدة 30 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع spheroplasts بواسطة الطرد المركزي في 3000 x ج لمدة 30 دقيقة، وتجاهل طاف بعناية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الكريات الكوراء بين عشية وضحاها في -20 درجة مئوية. </li></ol> 2. تنقية بكتيريا علامة غشاء بروتين (بيت) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكوراء بيليه على الجليد. &lt;/ لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال فترة الكريات الكوراء ذوبان الجليد على الجليد، وإعداد 10 مل العازلة P3 لكل إعداد الكوراء. بلطف حل 1 ملغ DNaseI في 10 مل تريس العازلة. إضافة 0.1 مل 1 M PMSF فقط قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> resuspend الكرية في 6 مل الطازجة P3. يصوتن العينة أربع مرات لمدة 1 دقيقة باستمرار على الجليد مع وقفة 1 دقيقة بين كل انفجار، من أجل تعطيل spheroplasts. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي في العينة 10،000 x ج لمدة 10 دقيقة إلى الحصاد الحطام الخلية. نقل طاف باستخدام ماصة إلى أنبوب نابذة فائقة السرعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه الكسر غشاء على 100،000 x ج لمدة 30 دقيقة. غسل بيليه في تريس بعناية العازلة دون حلها. تجف الأنبوب بمنديل ورق (مثل كلينيكس). تجنب إزعاج بيليه في أي وقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> resuspend الكرية (= الأغشية) بعناية في 1 مل تريس العازلة. استخدام قسامة 20 ميكرولتر لتحديد تركيز البروتين مثل BCA الفحص. في هذه الخطوة، والأغشية يمكن صدمة المجمدة في لىالنيتروجين مضغة وتخزينها في -80 درجة مئوية. </li></ol> 3. تنقية بكتيريا علامة غشاء بيت البروتين وSDS-PAGE <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيع تركيز البروتين من الكسر غشاء إلى 5 ملغ / مل مع تريس العازلة. تأخذ 2.5 مل جزء الغشاء (5 ملغ / مل) في أنبوب نابذة فائقة السرعة وإضافة 0.25 مل من 20٪ تريتون X-100 للوصول إلى تركيز النهائي من 2٪، وذلك لذوبان البروتينات الغشاء. إضافة قضيب مغناطيسي الصغرى ويقلب على الجليد لمدة 1 ساعة. ملاحظة: على الرغم من أن بشكل عام لدينا نتائج جيدة باستخدام تريتون X-100 كما المنظفات، فإنه قد يكون من المفيد لتغيير المنظفات من أجل التحسين. في هذا الصدد، لدينا أفضل النتائج مع تلك المنظفات المستخدمة لتنقية وظيفية من البروتين الطعم الغشاء منها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أثناء أداء الخطوة 3.1، وإعداد 50 مل العازلة W و 5 مل العازلة E من (الجدول 1). ملء 10 مل 5X العازلة W التركيز إلى 50 مل وإضافة 150 ميكرولتر 20٪ تريتون X-100. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تملأ 1 مل 5X العازلهص E التركيز إلى 10 مل وإضافة 30 ميكرولتر 20٪ تريتون X-100. تتوازن 1 مل بكتيريا-Tactin superflow الجاذبية العمود تدفق مع 8 مل العازلة دبليو ملاحظة: من الضروري لإضافة المنظفات المستخدمة لالانحلالية في تركيز 10 أضعاف أعلاه تركيز مذيلة الحرجة (CMC) في أي العازلة أثناء إجراء تنقية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة قضيب مغناطيسي الصغرى من العينة الانحلالية ونابذة فائقة السرعة في 100،000 x ج لمدة 30 دقيقة، لتكوير الكسر غشاء غير قابلة للذوبان. إزالة طاف باستخدام ماصة لمزيد من التنقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل طاف إلى العمود. تشغيل العمود فقط مع تدفق الجاذبية. غسل العمود مع 5 مل العازلة دبليو كرر هذه الخطوة غسل 5X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أزل غشاء بروتينات الطعم مع 1 مل العازلة E. كرر هذه الخطوة شطف 4X. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التركيز الكسور شطف 2 و 3 و 4-300 ميكرولتر مع وحدة تصفية الطرد المركزي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيج 200 ميكرولتر من كل عينة مع 50 ميكرولتر 5X SDS-PAGE صبغ التحميل. تقسيم كل إعداد في 125 ميكرولتر مأخوذة. تغلي قسامة واحدة من كل إعداد لمدة 20 دقيقة في 95 درجة مئوية، وعلى عكس الفورمالديهايد عبر وصلات. دعونا عينات يبرد لRT لمدة 10 دقيقة على الأقل على مقاعد البدلاء أعلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل 30 ميكرولتر من كل عينة إلى حارة واحدة من بولكرلميد هلام مناسبة للimmunoblotting. استخدام prestained الوزن الجزيئي علامة للحصول على أفضل توجيه وتشغيل SDS-PAGE 10. </li></ol> 4. تحليل لطخة مناعية تأكيد الشركاء التفاعل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة الخطوة 3.8 اكتمال والبروتينات نقل إلى غشاء النيتروسليلوز من قبل مثل شبه الجافة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> منع غشاء لمنع وضع العلامات غير محددة. إعداد عرقلة العازلة وزنها ألبومين المصل البقري (BSA) لتحقيق 3٪ الوزن لكل وحدة التخزين في المياه المالحة تريس مخزنة تستكمل مع تركيز النهائي من 0.05٪ توين 20 (TBS-T). استخدام حجم كاف من عرقلة العازلة لتغطية الغشاء. منع الغشاء لمدة 1 ساعة على RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع والثانية احتضان الضد محددة الأولى البروتين فريسة كالمعتاد. استخدام الأجسام المضادة المرتبطة كما HRP الضد الثاني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطوير طخة مناعية استخدام عدة الكشف chemiluminescent مع حساسية عالية. رصد إشارة باستخدام إجراء تجهيز الأفلام الكلاسيكية أو معدات التصوير الرقمية. </li></ol> 5. تجارب NanoLC-ESI-MS/MS عالية الدقة لتحديد الشركاء التفاعل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حالة عدم وجود الأجسام المضادة المحددة متاح للبروتين فريسة أو الشركاء التفاعل غير معروفة ينبغي أن تحدد واستخدام مطياف الكتلة (MS) لتحديد الهوية. من أجل منع التلوث الكيراتين، واستخدام المواد الهلامية precasted لفصل البروتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفضة وصمة عار على SDS-PAGE باستخدام عدة تلطيخ-MS متوافقة وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة. تنفيذ كافة الخطوات تلطيخ والغسيل في خزانات زجاجية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العصابات المكوس منها وتحليل هذه بواسطة عالية الدقة LC / MS 9. </li></ol>

<ol>
	<li>Krogh, A., Larsson, B., von Heijne, G., Sonnhammer, E. L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predicting+transmembrane+protein+topology+with+a+hidden+markov+model:+application+to+complete+genomes.">Predicting transmembrane protein topology with a hidden markov model: application to complete genomes.</a> J. Mol. Biol. 305, 567-580 (2001).</li><li>Bakheet, T. M., Doig, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+and+identification+of+human+protein+drug+targets.">Properties and identification of human protein drug targets.</a> Bioinformatics. 25, 451-457 (2009).</li><li>Yildirim, M. A., Goh, K. I., Cusick, M. E., Barabasi, A. L., Vidal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug-target+network.">Drug-target network.</a> Nat. Biotechnol. 25, (2007).</li><li>Daley, D. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+assembly+of+membrane+proteins+into+complexes.">The assembly of membrane proteins into complexes.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 18, 420-424 (2008).</li><li>Jung, K., Fried, L., Behr, S., Heermann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histidine+kinases+and+response+regulators+in+networks.">Histidine kinases and response regulators in networks.</a> Curr. Opin. Microbiol. 15, 118-124 (2012).</li><li>M&#252;ller, V. S., Jungblut, P. R., Meyer, T. F., Hunke, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane-SPINE:+An+improved+method+to+identify+protein-protein+interaction+partners+of+membrane+proteins+in+vivo.">Membrane-SPINE: An improved method to identify protein-protein interaction partners of membrane proteins in vivo.</a> Proteomics. 11, 2124-2128 (2011).</li><li>Herzberg, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SPINE:+A+method+for+the+rapid+detection+and+analysis+of+protein-protein+interactions+in+vivo.">SPINE: A method for the rapid detection and analysis of protein-protein interactions in vivo.</a> Proteomics. 7, 4032-4035 (2007).</li><li>Sutherland, B. W., Toews, J., Kast, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+formaldehyde+cross-linking+and+mass+spectrometry+in+the+study+of+protein-protein+interactions.">Utility of formaldehyde cross-linking and mass spectrometry in the study of protein-protein interactions.</a> J. Mass Spectrom. 43, 699-715 (2008).</li><li>Hernandez, P., M&#252;ller, M., Appel, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+protein+identification+by+tandem+mass+spectrometry:+Issues+and+strategies.">Automated protein identification by tandem mass spectrometry: Issues and strategies.</a> Mass Spectrom. Rev. 25, 235-254 (2006).</li><li>Laemmli, U. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleavage+of+structural+proteins+during+the+assembly+of+the+head+of+bacteriophage+T4.">Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4.</a> Nature. 227, 680-685 (1970).</li><li>Hunke, S., Keller, R., M&#252;ller, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+integration+by+the+Cpx-envelope+stress+system.">Signal integration by the Cpx-envelope stress system.</a> FEMS Microbiol. Lett. 326, 12-22 (2012).</li><li>Weber, R. F., Silverman, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Cpx+proteins+of+Escherichia+coli+K12+:+Structure+of+the+CpxA+polypeptide+as+an+inner+membrane+component.">The Cpx proteins of Escherichia coli K12 : Structure of the CpxA polypeptide as an inner membrane component.</a> J. Mol. Biol. 203, 467-478 (1988).</li></ol>

ليس لدينا شيء في الكشف عنها.

تحليل الغشاء العمود الفقري هو نهج البيوكيميائية التي تمكن واحد لتأكيد وتحديد لهذه النقطة شركاء التفاعل غير معروف من البروتينات الغشاء. غشاء العمود الفقري يجمع في الجسم الحي عبر ربط بواسطة الفورمالديهايد مع تنقية البروتين الطعم غشاء الموسومة بكتيريا. الجمع مع i...

لفهم وظيفة البروتين فمن الضروري أن نعرف شركاء تفاعلها. تتوفر لتحديد الشركاء التفاعل من بروتينات قابلة للذوبان العديد من التقنيات الكلاسيكية. ولكن هذه التقنيات ليست قابلة للتحويل بسهولة إلى غشاء البروتينات نظرا لطبيعة مسعور بهم 4. للتغلب على هذا القيد، وقد وضعنا في غشاء بكتيريا البروتين التفاعل التجربة (غشاء العمود الفقري) 6. لأنه يقوم على طريقة العمود الفقري، والتي كانت مناسبة فقط للبروتينات قابلة للذوبان 7. فوائد غشاء العمود الفقري من اثنين من المزايا التي تتمتع بها عبر ربط كيل الفورمالديهايد: أولا، والفورمالديهايد يمكن أن تخترق بسهولة الأغشية ويولد لقطة دقيقة من interactome خلية الحية 8 بالتالي. الثانية، والفورمالديهايد عبر وصلات يمكن عكسها من الغليان 9. هنا، يتم استخدام هذه المزايا اثنين لتحديد ليس فقط مثبطات مضخة البروتون دائمة ولكن أيضا عابرة للالمتواجد الغشاء6 الإضافية. في سطور، وتنصهر في علامة بكتيريا لمحطة سي من البروتين لا يتجزأ الطعم الغشاء. يتم تحضين الخلايا معربا عن البروتين الطعم الغشاء مع الفورمالديهايد التي عبر وصلات البروتينات فريسة للبروتين الغشاء الطعم (الشكل 1). ليست هناك حاجة للبروتينات التعديلات الفريسة. المقبل، وجزء الغشاء مستعدة. لذلك، يتم solubilized البروتينات الغشاء عن طريق العلاج المنظفات والطعم البروتينات هي التعاون مع تنقية البروتينات فريسته باستخدام تنقية تقارب. بعد ذلك، يتم عكس الرابط عبر من الغليان، ويتم فصل الطعم والبروتينات فريسة المشترك مزال من قبل SDS-PAGE. أخيرا، يمكن تحديدها من خلال تحليل البروتينات فريسة طخة مناعية أو مطياف الكتلة.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="878">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">37% Formaldehyde</td>
			<td style="width:128px;">Roth</td>
			<td style="width:137px;">4979.1</td>
			<td style="width:271px;">Should not be older than one year</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">DNaseI</td>
			<td style="width:128px;">Sigma</td>
			<td style="width:137px;">DN25</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">BCA protein assay kit</td>
			<td style="width:128px;">Pierce</td>
			<td style="width:137px;">23225</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Micromagnetic rod</td>
			<td style="width:128px;">Roth</td>
			<td style="width:137px;">0955.2</td>
			<td style="width:271px;">5 mm in length, 2 mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:128px;">Roth</td>
			<td style="width:137px;">6683.1</td>
			<td style="width:271px;">standard detergent for solubilization</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">n-Dodecyl-&#946;-maltoside</td>
			<td style="width:128px;">Glycon</td>
			<td style="width:137px;">D97002-C</td>
			<td style="width:271px;">the best detergent to solubilze CpxA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">1 ml Strep-Tactin superflow gravity flow column</td>
			<td style="width:128px;">IBA</td>
			<td style="width:137px;">2-1207-050</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Strep-tag protein purification buffer set</td>
			<td style="width:128px;">IBA</td>
			<td style="width:137px;">2-1002-001</td>
			<td style="width:271px;">Contains buffer W and buffer E</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Amicon Ultra-4 centrifugal filter</td>
			<td style="width:128px;">Millipore</td>
			<td style="width:137px;">UFC803024</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:343px;">SuperSignal West Pico Chemiluminescent substrate</td>
			<td style="width:128px;">Pierce</td>
			<td style="width:137px;">34080</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">SilverQuest Silverstaining kit</td>
			<td style="width:128px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:137px;">LC6070</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">FireSilver Staining Kit</td>
			<td style="width:128px;">Proteome Factory</td>
			<td style="width:137px;">P-S-2001</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Ultracentrifuge</td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

membrane-spine: a biochemical tool to identify protein-protein interactions of membrane proteins in vivo

بروتينات الغشاء ضرورية لبقاء الخلية، وبالتالي فهي أهداف علاجية هامة 1-3. لأنها تعمل في المجمعات 4، وأساليب لتحديد وتوصيف تفاعلاتها ضرورية 5. تحقيقا لهذه الغاية، قمنا بتطوير بكتيريا غشاء البروتين تجربة التفاعل، ودعا غشاء العمود الفقري 6. هذا الأسلوب يجمع بين المجراة عبر ربط باستخدام عكسها عبر رابط مع الفورمالديهايد تنقية تقارب من بروتين الطعم غشاء الموسومة بكتيريا. أثناء الإجراء، والبروتينات فريسة عبر ربط والتعاون مع تنقية البروتين الطعم الغشاء ومفصولة الغليان في وقت لاحق. وبالتالي، واثنين من المهام الرئيسية التي يمكن تشغيلها عند تحليل التفاعلات البروتين البروتين (مثبطات مضخة البروتون) من بروتينات الغشاء باستخدام غشاء العمود الفقري: أولا، تأكيد وجود شريك التفاعل الذي اقترحه immunoblotting، والثانية، وتحديد الشركاء التفاعل جديدة عن طريق تحليل الطيف الكتلي . وعلاوة على ذلك، حتى لآه تقارب، مثبطات مضخة البروتون هي عابرة كشفها بواسطة هذه التقنية. أخيرا، غشاء العمود الفقري قابلة للتكيف مع ما يقرب من أي نوع من الخلايا، مما يجعلها قابلة للتطبيق كأداة فحص قوية لتحديد مثبطات مضخة البروتون من البروتينات الغشاء.

تحليل الغشاء يسمح العمود الفقري المشارك تنقية البروتينات الغشاء والتفاعل عابر شركاء البروتين. يتم تحقيق تنقية شارك باستخدام عبر ربط كيل الفورمالديهايد. معلمتين حاسمة لمنع غير محددة عبر الروابط التالية: تركيز الفورمالدهايد والوقت عبر ربط. استخدام كافية، ولكن ليست م...

Watch this Scientific Journal Video about Membrane-SPINE: A Biochemical Tool to Identify Protein-protein Interactions of Membrane Proteins In Vivo at JoVE.com

Membrane-SPINE: A Biochemical Tool to Identify Protein-protein Interactions of Membrane Proteins In Vivo

يوصف منهج الكيمياء الحيوية في الجسم الحي لتحديد البروتين البروتين التفاعلات (PPI) للبروتينات الغشاء. أسلوب يجمع بين البروتين عبر ربط، وتنقية تقارب ومطياف الكتلة، وقابلة للتكيف مع ما يقرب من أي نوع من الخلايا أو الكائن الحي. مع هذا النهج، وحتى تحديد مثبطات مضخة البروتون عابرة يصبح ذلك ممكنا.

غشاء العمود الفقري: أداة كيميائية حيوية لتحديد البروتين البروتين التفاعلات للبروتينات الغشاء<em&gt; في فيفو</em

Membrane proteins are essential for cell viability and are therefore important therapeutic targets1-3. Since they function in complexes4, methods to ...

membrane-spine-biochemical-tool-to-identify-protein-protein

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Membrane-SPINE: A Biochemical Tool to Identify Protein-protein Interactions of Membrane Proteins In Vivo

13.6K Views.  Universität Osnabrück.  يوصف منهج الكيمياء الحيوية في الجسم الحي لتحديد البروتين البروتين التفاعلات (PPI) للبروتينات الغشاء. أسلوب يجمع بين البروتين عبر ربط، وتنقية تقارب ومطياف الكتلة، وقابلة للتكيف مع ما يقرب من أي نوع من الخلايا أو الكائن الحي. مع هذا النهج...

Video: Membrane-SPINE: A Biochemical Tool to Identify Protein-protein Interactions of Membrane Proteins In Vivo

Fabrication of Electrochemical-DNA Biosensors for the Reagentless Detection of Nucleic Acids, Proteins and Small Molecules

As medicine is currently practiced, doctors send specimens to a central laboratory for testing and thus must wait hours or days to 
receive the results. Many patients would be better served by rapid, bedside tests. To this end our laboratory and others have developed a versatile, reagentless 
biosensor platform that supports the quantitative, reagentless, electrochemical detection of nucleic acids (DNA, RNA), proteins (including antibodies) and small 
molecules analytes directly in unprocessed clinical and environmental samples. In this video, we demonstrate the preparation and use of several biosensors in this 
"E-DNA" class. In particular, we fabricate and demonstrate sensors for the detection of a target DNA sequence in a polymerase chain reaction mixture, an HIV-specific antibody and the drug cocaine. The preparation procedure requires only three hours of hands-on effort followed by an overnight incubation, and their use requires only minutes.

"E-DNA" sensors, reagentless, electrochemical biosensors that perform well even when challenged directly in blood and other complex matrices, have been adapted to the detection of a wide range of nucleic acid, protein and small molecule analytes. Here we present a general procedure for the fabrication and use of such sensors.

تصنيع أجهزة الاستشعار الكهروكيميائية الدنا للكشف Reagentless من الأحماض النووية والبروتينات والجزيئات الصغيرة

As medicine is currently practiced, doctors send specimens to a central laboratory for testing and thus must wait hours or days to 
receive the results. ...

Visualizing Proteins and Macromolecular Complexes by Negative Stain EM: from Grid Preparation to Image Acquisition

Single particle electron microscopy (EM), of both negative stained or frozen hydrated biological samples, has become a versatile tool in structural biology 1. In recent years, this method has achieved great success in studying structures of proteins and macromolecular complexes 2, 3. Compared with electron cryomicroscopy (cryoEM), in which frozen hydrated protein samples are embedded in a thin layer of vitreous ice 4, negative staining is a simpler sample preparation method in which protein samples are embedded in a thin layer of dried heavy metal salt to increase specimen contrast 5. The enhanced contrast of negative stain EM allows examination of relatively small biological samples. In addition to determining three-dimensional (3D) structure of purified proteins or protein complexes 6, this method can be used for much broader purposes. For example, negative stain EM can be easily used to visualize purified protein samples, obtaining information such as homogeneity/heterogeneity of the sample, formation of protein complexes or large assemblies, or simply to evaluate the quality of a protein preparation.
In this video article, we present a complete protocol for using an EM to observe negatively stained protein sample, from preparing carbon coated grids for negative stain EM to acquiring images of negatively stained sample in an electron microscope operated at 120kV accelerating voltage. These protocols have been used in our laboratory routinely and can be easily followed by novice users.

Visualizing protein samples by negative stain electron microscopy (EM) has become a popular structural analysis method. It is useful for quantitative structural analysis, such as calculating a 3D reconstruction of the molecules being studied, and also for qualitative examination of the quality of protein preparations. In this article we present detailed protocols for preparing the EM grids, staining the sample and visualizing the sample in an electron microscope. Novice users can follow these protocols easily and to utilize negative stain EM as a routine assay, in addition to other biochemical assays, for evaluating their protein samples.

تصور البروتينات والمجمعات ضخم الجزيئات التي كتبها EM اللطخة السلبية : من إعداد الشبكة إلى الحصول على الصور

Single particle electron microscopy (EM), of both negative stained or frozen hydrated biological samples, has become a versatile tool in structural ...

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic valve leaflets are composed of interstitial cells suspended within an extracellular matrix (ECM) and are lined with an endothelial cell monolayer. The valve withstands a harsh, dynamic environment and is constantly exposed to shear, flexion, tension, and compression. Research has shown calcific lesions in diseased valves occur in areas of high mechanical stress as a result of endothelial disruption or interstitial matrix damage1-3. Hence, it is not surprising that epidemiological studies have shown high blood pressure to be a leading risk factor in the onset of aortic valve disease4. 
The only treatment option currently available for valve disease is surgical replacement of the diseased valve with a bioprosthetic or mechanical valve5. Improved understanding of valve biology in response to physical stresses would help elucidate the mechanisms of valve pathogenesis. In turn, this could help in the development of non-invasive therapies such as pharmaceutical intervention or prevention. Several bioreactors have been previously developed to study the mechanobiology of native or engineered heart valves6-9. Pulsatile bioreactors have also been developed to study a range of tissues including cartilage10, bone11 and bladder12. The aim of this work was to develop a cyclic pressure system that could be used to elucidate the biological response of aortic valve leaflets to increased pressure loads. 
The system consisted of an acrylic chamber in which to place samples and produce cyclic pressure, viton diaphragm solenoid valves to control the timing of the pressure cycle, and a computer to control electrical devices. The pressure was monitored using a pressure transducer, and the signal was conditioned using a load cell conditioner. A LabVIEW program regulated the pressure using an analog device to pump compressed air into the system at the appropriate rate. The system mimicked the dynamic transvalvular pressure levels associated with the aortic valve; a saw tooth wave produced a gradual increase in pressure, typical of the transvalvular pressure gradient that is present across the valve during diastole, followed by a sharp pressure drop depicting valve opening in systole. The LabVIEW program allowed users to control the magnitude and frequency of cyclic pressure. The system was able to subject tissue samples to physiological and pathological pressure conditions. This device can be used to increase our understanding of how heart valves respond to changes in the local mechanical environment.

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

A cyclic pressure bioreactor capable of subjecting heart valve tissue to physiological and pathological pressure conditions has been designed. A LabVIEW program allows users to control pressure magnitude, amplitude and frequency. This device can be used to study the mechanobiology of heart valve tissue or isolated cells.

تصميم مفاعل حيوي لضغط الدوري السابقين فيفو دراسة صمامات القلب الأورطي

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced birth defects and many later studies afterwards proved the opposite. Today several harmful xenobiotics like nicotine, heroin, methadone or drugs as well as environmental pollutants were described to overcome this barrier. With the growing use of nanotechnology, the placenta is likely to come into contact with novel nanoparticles either accidentally through exposure or intentionally in the case of potential nanomedical applications. Data from animal experiments cannot be extrapolated to humans because the placenta is the most species-specific mammalian organ 1. Therefore, the ex vivo dual recirculating human placental perfusion, developed by Panigel et al. in 1967 2 and continuously modified by Schneider et al. in 1972 3, can serve as an excellent model to study the transfer of xenobiotics or particles.
Here, we focus on the ex vivo dual recirculating human placental perfusion protocol and its further development to acquire reproducible results.
The placentae were obtained after informed consent of the mothers from uncomplicated term pregnancies undergoing caesarean delivery. The fetal and maternal vessels of an intact cotyledon were cannulated and perfused at least for five hours. As a model particle fluorescently labelled polystyrene particles with sizes of 80 and 500 nm in diameter were added to the maternal circuit. The 80 nm particles were able to cross the placental barrier and provide a perfect example for a substance which is transferred across the placenta to the fetus while the 500 nm particles were retained in the placental tissue or maternal circuit. The ex vivo human placental perfusion model is one of few models providing reliable information about the transport behavior of xenobiotics at an important tissue barrier which delivers predictive and clinical relevant data.

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

The ex vivo dual recirculating human placental perfusion model can be used to investigate the transfer of xenobiotics and nanoparticles across the human placenta. In this video protocol we describe the equipment and techniques required for a successful execution of a placenta perfusion.

تحديد معدل النقل من الاكسيوبيوتك والمواد النانوية عبر المشيمة باستخدام<em&gt; خارج الحي</em&gt; الإنسان المشيمة الإرواء الموديل

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced ...

Isolation and Characterization Of Chimeric Human Fc-expressing Proteins Using Protein A Membrane Adsorbers And A Streamlined Workflow

Laboratory scale to industrial scale purification of biomolecules from cell culture supernatants and lysed cell solutions can be accomplished using affinity chromatography.&#160;While affinity chromatography using porous protein A agarose beads packed in columns is arguably the most common method of laboratory scale isolation of antibodies and recombinant proteins expressing Fc fragments of IgG, it can be a time consuming and expensive process.&#160;Time and financial constraints are especially daunting in small basic science labs that must recover hundreds of micrograms to milligram quantities of protein from dilute solutions, yet lack access to high pressure liquid delivery systems and/or personnel with expertise in bioseparations. Moreover, product quantification and characterization may also excessively lengthen processing time over several workdays and inflate expenses (consumables, wages, etc.).&#160;Therefore, a fast, inexpensive, yet effective protocol is needed for laboratory scale isolation and characterization of antibodies and other proteins possessing an Fc fragment.&#160;To this end, we have devised a protocol that can be completed by limited-experience technical staff in less than 9 hr (roughly one workday) and as quickly as 4 hr, as opposed to traditional methods that demand 20+ work hours. Most required equipment is readily available in standard biomedical science, biochemistry, and (bio)chemical engineering labs, and all reagents are commercially available.&#160;To demonstrate this protocol, representative results are presented in which chimeric&#160;murine galectin-1 fused to human Fc (Gal-1hFc) from cell culture supernatant was isolated using a protein A membrane adsorber.&#160;Purified Gal-1hFc was quantified using an expedited Western blotting analysis procedure and characterized using flow cytometry. The streamlined workflow can be modified for other Fc-expressing proteins, such as antibodies, and/or altered to incorporate alternative quantification and characterization methods.

Compared with traditional affinity chromatography using protein A agarose bead-packed columns, protein A membrane adsorbers can significantly speed laboratory-scale isolation of antibodies and other Fc fragment-expressing proteins.&#160;Appropriate analysis and quantification methods can further accelerate protein processing, allowing isolation/characterization to be completed in one workday, instead of 20+ work hours.

عزل وتوصيف البروتينات التعبير عن مدينة Chimeric الإنسان باستخدام البروتين A غشاء Adsorbers وسير عمل مبسطة

Laboratory scale to industrial scale purification of biomolecules from cell culture supernatants and lysed cell solutions can be accomplished using ...

Luminescence Resonance Energy Transfer to Study Conformational Changes in Membrane Proteins Expressed in Mammalian Cells

Luminescence Resonance Energy Transfer, or LRET, is a powerful technique used to measure distances between two sites in proteins within the distance range of 10-100 &#197;. By measuring the distances under various ligated conditions, conformational changes of the protein can be easily assessed. With LRET, a lanthanide, most often chelated terbium, is used as the donor fluorophore, affording advantages such as a longer donor-only emission lifetime, the flexibility to use multiple acceptor fluorophores, and the opportunity to detect sensitized acceptor emission as an easy way to measure energy transfer without the risk of also detecting donor-only signal. Here, we describe a method to use LRET on membrane proteins expressed and assayed on the surface of intact mammalian cells. We introduce a protease cleavage site between the LRET fluorophore pair. After obtaining the original LRET signal, cleavage at that site removes the specific LRET signal from the protein of interest allowing us to quantitatively subtract the background signal that remains after cleavage. This method allows for more physiologically relevant measurements to be made without the need for purification of protein.

We describe here an improved Luminescence Resonance Energy Transfer (LRET) method where we introduce a protease cleavage site between the donor and acceptor fluorophore sites. This modification allows us to obtain specific LRET signals arising from membrane proteins of interest, allowing for the study of membrane proteins without protein purification.

نقل التلألؤ الرنين الطاقة لدراسة التغييرات بتكوين جزئي في غشاء البروتينات أعرب في خلايا الثدييات

Luminescence Resonance Energy Transfer, or LRET, is a powerful technique used to measure distances between two sites in proteins within the distance range ...

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous number of imaging techniques currently available and the progress in instrumentation, there is still a need for highly sensitive probes that are suitable for in vivo imaging. One typical problem of available preclinical fluorescent probes is their rapid clearance in vivo, which reduces their imaging sensitivity. To circumvent rapid clearance, increase number of dye molecules at the target site, and thereby reduce background autofluorescence, encapsulation of the near-infrared fluorescent dye, DY-676-COOH in liposomes and verification of its potential for in vivo imaging of inflammation was done. DY-676 is known for its ability to self-quench at high concentrations. We first determined the concentration suitable for self-quenching, and then encapsulated this quenching concentration into the aqueous interior of PEGylated liposomes. To substantiate the quenching and activation potential of the liposomes we use a harsh freezing method which leads to damage of liposomal membranes without affecting the encapsulated dye. The liposomes characterized by a high level of fluorescence quenching were termed Lip-Q. We show by experiments with different cell lines that uptake of Lip-Q is predominantly by phagocytosis which in turn enabled the characterization of its potential as a tool for in vivo imaging of inflammation in mice models. Furthermore, we use a zymosan-induced edema model in mice to substantiate the potential of Lip-Q in optical imaging of inflammation in vivo. Considering possible uptake due to inflammation-induced enhanced permeability and retention (EPR) effect, an always-on liposome formulation with low, non-quenched concentration of DY-676-COOH (termed Lip-dQ) and the free DY-676-COOH were compared with Lip-Q in animal trials.

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity.

مضان تبريد لالقريبة من الأشعة تحت الحمراء Fluorophore-مغلفة Liposomal كأداة لل<em&gt; في فيفو</em&gt; التصوير الضوئي

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Microenvironments-شطيرة مثل لتسخير خلية / المواد التفاعلات

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

إعداد 3D الهلام الكولاجين وMicrochannels لدراسة التفاعلات 3D<em&gt; في فيفو</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

DNA Nanotubes as a Versatile Tool to Study Semiflexible Polymers

Mechanical properties of complex, polymer-based soft matter, such as cells or biopolymer networks, can be understood in neither the classical frame of flexible polymers nor of rigid rods. Underlying filaments remain outstretched due to their non-vanishing backbone stiffness, which is quantified via the persistence length (lp), but they are also subject to strong thermal fluctuations. Their finite bending stiffness leads to unique, non-trivial collective mechanics of bulk networks, enabling the formation of stable scaffolds at low volume fractions while providing large mesh sizes. This underlying principle is prevalent in nature (e.g., in cells or tissues), minimizing the high molecular content and thereby facilitating diffusive or active transport. Due to their biological implications and potential technological applications in biocompatible hydrogels, semiflexible polymers have been subject to considerable study. However, comprehensible investigations remained challenging since they relied on natural polymers, such as actin filaments, which are not freely tunable. Despite these limitations and due to the lack of synthetic, mechanically tunable, and semiflexible polymers, actin filaments were established as the common model system. A major limitation is that the central quantity lp cannot be freely tuned to study its impact on macroscopic bulk structures. This limitation was resolved by employing structurally programmable DNA nanotubes, enabling controlled alteration of the filament stiffness. They are formed through tile-based designs, where a discrete set of partially complementary strands hybridize in a ring structure with a discrete circumference. These rings feature sticky ends, enabling the effective polymerization into filaments several microns in length, and display similar polymerization kinetics as natural biopolymers. Due to their programmable mechanics, these tubes are versatile, novel tools to study the impact of lp on the single-molecule as well as the bulk scale. In contrast to actin filaments, they remain stable over weeks, without notable degeneration, and their handling is comparably straightforward.

Semiflexible polymers display unique mechanical properties that are extensively applied by living systems. However, systematic studies on biopolymers are limited since properties such as polymer rigidity are inaccessible. This manuscript describes how this limitation is circumvented by programmable DNA nanotubes, enabling experimental studies on the impact of filament rigidity.

النانومترية الحمض النووي كأداة مرنة لدراسة البوليمرات سيميفليكسيبلي

Mechanical properties of complex, polymer-based soft matter, such as cells or biopolymer networks, can be understood in neither the classical frame of ...