نشكر أعضاء المختبر غيلفاند الذين ساهموا في تطوير هذه البروتوكولات. وأيد البحوث التي أعلن عنها في هذا المنشور من قبل المعهد الوطني للعلوم الطبية العامة من المعاهد الوطنية للصحة تحت رقم الجائزة R01GM052111 لVIG والباسك وزارة التربية والتعليم الحكومة والجامعات والبحوث تحت رقم الجائزة BFI-2011-295 إلى الشركة المتحدة للتنمية.

1. خلايا ذبابة الفاكهة S2 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد coverslips كونا المغلفة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع coverslips في رفوف السيراميك وغسلها عن طريق الغمر حامض الكروم لمدة 1 ساعة. [تحذير: حامض الكروم هو تآكل ويمكن أن يسبب تهيج العينين والأنف والحلق والجلد]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف coverslips تماما مع تشغيل باستمرار DH 2 O لمدة 30 دقيقة حتى يتم غسلها تماما من حامض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اسمحوا الهواء coverslips الجافة ومعطف لهم مع CONA (محلول 0.5 ملغ / مل في DH 2 O) لمدة 30 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف coverslips مع DH 2 O لمدة 15 دقيقة والسماح لهم الهواء الجاف. ويمكن تخزين coverslips كونا المغلفة يصل إلى 1 في الشهر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طلاء الخلايا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح للخلايا S2 لتنمو باطراد في T25 T75 أو سم 2 قوارير اعتمادا على عدد من الخلايا المطلوبة للتجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عد كثافة الخلايا باستخدام عدادة الكريات. إضافة 1 مل نمو مedium (على سبيل المثال الحشرات-إكسبرس) إلى 35 مم الأنسجة طبق الثقافة مع ساترة كونا المغلفة، وبلطف نقل ~ 1 × 10 5 خلايا إلى الطبق. هذا كثافة الخلية هو الأمثل للتصوير بسبب العمليات من خلايا مختلفة لا تتداخل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل حمل تشكيل العمليات، وعلى الفور بعد الطلاء إضافة المتوسطة 1ML مع 5 ميكرومتر CytoD إلى الطبق (إلى تركيز النهائي من 2.5 ميكرومتر CytoD). تسمح التنمية الكاملة للعمليات التي يحتضنها الخلايا على الأقل لمدة 2 ساعة على 25 درجة مئوية قبل التصوير. </li></ol></li></ol> 2. ذبابة الفاكهة الابتدائية العصبية الثقافة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استعدادا للثقافة العصبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ذبابة الفاكهة المتوسطة نمو الخلايا العصبية (وسط شنايدر تستكمل مع: 20٪ مصل بقري جنيني، والحرارة المعطل في 55 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة، 5 ميكروغرام / الانسولين مل و 100 ميكروغرام / مل البنسلين، 100 ميكروغرام / مل الستربتوميسين، و 10 ميكروغرام / التتراسيكلين مل) . هذا سوبويمكن تخزين المتوسطة plemented شنايدر في 4 درجة مئوية لمدة 6 أشهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد قارورة عصير التفاح أغار لجمع أجنة ذبابة الفاكهة (22.5 ز آغار، 12.0 غرام السكروز و 750 مل H 2 O في قارورة 2 لتر؛ الأوتوكلاف لمدة 20-25 دقيقة، ويضاف 250 مل عصير التفاح وتصب ~ 10 مل في كل ذبابة الفاكهة قنينة، وبعد التصلب، والمكونات قارورة مع كرات من القطن، والتفاف قارورة مع التفاف البلاستيك الغذائي لتجنب ما يزيد على تجفيف الطعام). يمكن تخزين عصير التفاح في قارورة أجار في 4 درجة مئوية في أكياس من البلاستيك مختوم بشكل جيد لمدة 4 أسابيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسلها حمض معطف 25 ملم coverslips دائرة مع CONA (انظر التفاصيل في البروتوكول لخلايا ذبابة الفاكهة S2) وتعقيم منهم تحت ضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة 10-15 دقيقة. ويمكن تخزين هذه coverslips لمدة شهر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية الجنينية الثقافة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الذباب حفاظ على الشباب البالغين في قارورة عصير التفاح أجار تستكمل مع الخميرة الجافة لمدة 1-2 أيام قبل جمع الأجنة وأو إعداد الخلايا العصبية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم جمع، من أجل مزامنة الأجنة التي تم جمعها، والذباب نقل الكبار إلى عصير التفاح أغار قارورة جديدة لمدة 1 ساعة precollection في ضوء وتجاهل هذه الأجنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الذباب لعصير التفاح أغار جديدة القارورة، وجمع الأجنة لمدة 1 ساعة، ونقل الذباب إلى قارورة أخرى لمدة ساعة أخرى، سواء في الظلام لزيادة الغلة الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الذباب الكبار من عصير التفاح أغار قارورة والسماح للأجنة تطوير ساعة أخرى 4 إلى مراحل 9-11 في درجة حرارة الغرفة (4-6 الأجنة ساعة قديمة ما بين مرحلة 9-11). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الأجنة من خلال دفق الماء في قارورة وتخفيف الأجنة من عصير التفاح أغار مع الفرشاة الصغيرة (مطلوبة لا يقل عن 10 أجنة واحدة جيدة الخلايا العصبية الإعدادية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأجنة إلى 100 ​​ميكرومتر شبكة النايلون مصفاة الخلية مع ماصة نقل لتصريف المياه (prerinse ماصة نقل في ذبابة الفاكهة غسل العازلة الجنين، 0.4٪ كلوريد الصوديوم، 0.03٪ تريتونX-100). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الأجنة من مصفاة باستخدام الفرشاة الصغيرة، ونقلها إلى 1.5 مل microtube مليئة 1 مل ذبابة الفاكهة غسل الجنين (ملاحظة: تنظيف أي ألياف القطن أجار أو باستخدام الفرشاة أو نصائح ماصة). في هذا البروتوكول، وmicrotube 1.5 مل يأتي مع مطابقة المتاح بيليه مدقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الأجنة في ذبابة الفاكهة غسل 3X الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dechorionate الأجنة في حل 1:1 جديدة من التبييض التجارية والايثانول 95٪ لمدة 10 دقيقة [تحذير: التبييض يمكن أن تسبب تهيج للعيون والأنف والحنجرة، والجلد]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتقال إلى نسيج الثقافة هود، وغسل الأجنة في 2X تستكمل المتوسطة شنايدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك 200-300 ميكرولتر المتوسطة في أنبوب مع الأجنة، وبلطف فصل ميكانيكيا باستخدام أجنة dechorionated كيمبل تشيس المطاحن بيليه القابل للتصرف التي تم تعقيمها بواسطة الايثانول 70٪ (طحن 10-15X). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي الخليط المتجانس في 20 x ج لمدة 2 دقيقة، وهيئة تنظيم الاتصالاتnsfer طاف لأنبوب جديد. [هذه الخطوة اختيارية، بل يساعد على إزالة الحطام الجنين] </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي لطاف في 550 x ج لمدة 2 دقيقة لتكوير الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> resuspend وبيليه في 500 ميكرولتر تستكمل الخلايا المتوسطة وتدور شنايدر إلى أسفل مرة أخرى في 550 x ج لمدة 2 دقيقة، كرر دورة إعادة تعليق الغزل مرة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخيرا resuspend وبيليه في 100 ميكرولتر ~ تستكمل المتوسطة شنايدر ولوحة الخلايا في الصعود إلى 25 ملم ساترة كونا المغلفة في العقيمة 35 ملم طبق بيتري. احتضان لمدة 10 دقيقة للسماح مرفق الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 2 مل من المتوسط ​​تستكمل شنايدر، مع 5 ميكرومتر CytoD لغمر ساترة مع الخلايا المرفقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الطبق في ترطيب 25 º C حاضنة بين عشية وضحاها قبل التصوير. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Schneider, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+lines+derived+from+late+embryonic+stages+of+Drosophila+melanogaster.">Cell lines derived from late embryonic stages of Drosophila melanogaster.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 27, 353-365 (1972).</li><li>Rogers, S. L., Rogers, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila+S2+cells+and+their+use+for+RNAi-mediated+loss-of-function+studies+and+immunofluorescence.">Culture of Drosophila S2 cells and their use for RNAi-mediated loss-of-function studies and immunofluorescence.</a> 3, 606-611 (2008).</li><li>Buster, D. W., Nye, J., Klebba, J. E., Rogers, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+Drosophila+S2+cells+for+light+microscopy.">Preparation of Drosophila S2 cells for light microscopy.</a> J. Vis. Exp. (40), e1982 (2010).</li><li>Ling, S. C., Fahrner, P. S., Greenough, W. T., Gelfand, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transport+of+Drosophila+fragile+X+mental+retardation+protein-containing+ribonucleoprotein+granules+by+kinesin-1+and+cytoplasmic+dynein.">Transport of Drosophila fragile X mental retardation protein-containing ribonucleoprotein granules by kinesin-1 and cytoplasmic dynein.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 17428-17433 (2004).</li><li>Kural, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin+and+dynein+move+a+peroxisome+in+vivo:+a+tug-of-war+or+coordinated+movement.">Kinesin and dynein move a peroxisome in vivo: a tug-of-war or coordinated movement.</a> Science. 308, 1469-1472 (2005).</li><li>Kim, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microtubule+binding+by+dynactin+is+required+for+microtubule+organization+but+not+cargo+transport.">Microtubule binding by dynactin is required for microtubule organization but not cargo transport.</a> J. Cell. Biol. 176, 641-651 (2007).</li><li>Ally, S., Larson, A. G., Barlan, K., Rice, S. E., Gelfand, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite-polarity+motors+activate+one+another+to+trigger+cargo+transport+in+live+cells.">Opposite-polarity motors activate one another to trigger cargo transport in live cells.</a> J. Cell. Biol. 187, 1071-1082 (2009).</li><li>Bensenor, L. B., Barlan, K., Rice, S. E., Fehon, R. G., Gelfand, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microtubule-mediated+transport+of+the+tumor-suppressor+protein+Merlin+and+its+mutants.">Microtubule-mediated transport of the tumor-suppressor protein Merlin and its mutants.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 7311-7316 (2010).</li><li>Jolly, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-1+heavy+chain+mediates+microtubule+sliding+to+drive+changes+in+cell+shape.">Kinesin-1 heavy chain mediates microtubule sliding to drive changes in cell shape.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 12151-12156 (2010).</li><li>Barlan, K., Lu, W., Gelfand, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microtubule-binding+protein+ensconsin+is+an+essential+cofactor+of+Kinesin-1.">The microtubule-binding protein ensconsin is an essential cofactor of Kinesin-1.</a> Curr. Biol. 23, 317-322 (2013).</li><li>Lu, W., Fox, P., Lakonishok, M., Davidson, M. W., Gelfand, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+Neurite+Outgrowth+in+Drosophila+Neurons+Is+Driven+by+Kinesin-Powered+Microtubule+Sliding.">Initial Neurite Outgrowth in Drosophila Neurons Is Driven by Kinesin-Powered Microtubule Sliding.</a> Curr. Biol. 23, 1018-1023 (2013).</li><li>Pathak, D., Sepp, K. J., Hollenbeck, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+that+myosin+activity+opposes+microtubule-based+axonal+transport+of+mitochondria.">Evidence that myosin activity opposes microtubule-based axonal transport of mitochondria.</a> J. Neurosci. 30, 8984-8992 (2010).</li><li>Clark, I. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+pink1+is+required+for+mitochondrial+function+and+interacts+genetically+with+parkin.">Drosophila pink1 is required for mitochondrial function and interacts genetically with parkin.</a> Nature. 441, 1162-1166 (2006).</li><li>Gunawardena, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+axonal+transport+by+loss+of+huntingtin+or+expression+of+pathogenic+polyQ+proteins+in+Drosophila.">Disruption of axonal transport by loss of huntingtin or expression of pathogenic polyQ proteins in Drosophila.</a> Neuron. 40, 25-40 (2003).</li><li>Koo, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precursor+of+amyloid+protein+in+Alzheimer+disease+undergoes+fast+anterograde+axonal+transport.">Precursor of amyloid protein in Alzheimer disease undergoes fast anterograde axonal transport.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 87, 1561-1565 (1990).</li><li>Stokin, G. B., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+transport+and+Alzheimer's+disease.">Axonal transport and Alzheimer's disease.</a> Annu. Rev. Biochem. 75, 607-627 (2006).</li><li>Bilsland, L. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficits+in+axonal+transport+precede+ALS+symptoms+in+vivo.">Deficits in axonal transport precede ALS symptoms in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 20523-20528 (2010).</li><li>Lloyd, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+p150(Glued)+CAP-Gly+domain+regulates+initiation+of+retrograde+transport+at+synaptic+termini.">The p150(Glued) CAP-Gly domain regulates initiation of retrograde transport at synaptic termini.</a> Neuron. 74, 344-360 (2012).</li><li>Moughamian, A. J., Holzbaur, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynactin+is+required+for+transport+initiation+from+the+distal+axon.">Dynactin is required for transport initiation from the distal axon.</a> Neuron. 74, 331-343 (2012).</li><li>Lorenzo, D. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrin+mutations+that+cause+spinocerebellar+ataxia+type+5+impair+axonal+transport+and+induce+neurodegeneration+in+Drosophila.">Spectrin mutations that cause spinocerebellar ataxia type 5 impair axonal transport and induce neurodegeneration in Drosophila.</a> J. Cell. Biol. 189, 143-158 (2010).</li><li>Robinow, S., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+locus+elav+of+Drosophila+melanogaster+is+expressed+in+neurons+at+all+developmental+stages.">The locus elav of Drosophila melanogaster is expressed in neurons at all developmental stages.</a> Dev. Biol. 126, 294-303 (1988).</li><li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons.">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li><li>Furst, A., Mahowald, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+of+primary+embryonic+neuroblasts+in+purified+neural+cell+cultures+from+Drosophila.">Differentiation of primary embryonic neuroblasts in purified neural cell cultures from Drosophila.</a> Dev. Biol. 109, 184-192 (1985).</li><li>Salvaterra, P. M., Bournias-Vardiabasis, N., Nair, T., Hou, G., Lieu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+neuronal+differentiation+of+Drosophila+embryo+cells.">In vitro neuronal differentiation of Drosophila embryo cells.</a> J. Neurosci. 7, 10-22 (1987).</li><li>Wiemer, E. A., Wenzel, T., Deerinck, T. J., Ellisman, M. H., Subramani, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+peroxisomal+compartment+in+living+mammalian+cells:+dynamic+behavior+and+association+with+microtubules.">Visualization of the peroxisomal compartment in living mammalian cells: dynamic behavior and association with microtubules.</a> J. Cell. Biol. 136, 71-80 (1997).</li><li>Rizzuto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gene+specifying+subunit+VIII+of+human+cytochrome+c+oxidase+is+localized+to+chromosome+11+and+is+expressed+in+both+muscle+and+non-muscle+tissues.">A gene specifying subunit VIII of human cytochrome c oxidase is localized to chromosome 11 and is expressed in both muscle and non-muscle tissues.</a> J. Biol. Chem. 264, 10595-10600 (1989).</li><li>Poot, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+mitochondrial+morphology+and+function+with+novel+fixable+fluorescent+stains.">Analysis of mitochondrial morphology and function with novel fixable fluorescent stains.</a> J. Histochem. Cytochem. 44, 1363-1372 (1996).</li><li>Haller, T., Dietl, P., Deetjen, P., Volkl, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+lysosomal+compartment+as+intracellular+calcium+store+in+MDCK+cells:+a+possible+involvement+in+InsP3-mediated+Ca2++release.">The lysosomal compartment as intracellular calcium store in MDCK cells: a possible involvement in InsP3-mediated Ca2+ release.</a> Cell Calcium. 19, 157-165 (1996).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

هنا نقدم بروتوكولات وإجراءات تفصيلية لدراسة نقل البضائع تعتمد على أنيبيب في الخلايا ذبابة الفاكهة S2 والثقافة الخلايا العصبية الأولية. كلتا العمليتين S2 وneurites التي هي هياكل يشغلها المجمعة الأنابيب الدقيقة المصفوفات التي تكون بمثابة مسارات للنقل عضية. <p class="jove...

اكتسبت خلايا ذبابة الفاكهة S2 شعبية متزايدة لدراسة العديد من العمليات الخلوية. وقد تم الحصول على هذه الخلايا في الأصل من trypsinized الأجنة مرحلة متأخرة من OregonR ذبابة الفاكهة السوداء البطن والحفاظ على ميزات مثل بلعم 1. خلايا ذبابة الفاكهة S2 توفر العديد من المزايا أكثر من خطوط الخلايا الأخرى. هم مثقف عند 25 درجة مئوية دون CO 2، ويمكن تصوير لساعات طويلة في درجة حرارة الغرفة دون الحاجة للتدفئة أو تبادل الغاز. الأهم من ذلك، خلايا ذبابة الفاكهة S2 حساسة للغاية للعلاج رني السماح كفاءة عالية من البروتينات ضربة قاضية من الفائدة. خلايا S2 هي transfectable للغاية وخطوط الخلايا مستقرة يمكن تحديدها في أقل من أربعة أسابيع للسماح للتعبير خارج الرحم مستقرة البروتينات المثيرة للاهتمام. خلايا S2 عادة تنمو إما فضفاضة يعلق ولكن لم ينتشر على قارورة أو في التعليق. أنها يمكن أن يتسبب في نشر coverslips على precoated مع كونكا كتين النباتnavalin A (كونا). هامش انتشار خلايا رقيقة خاصة، وبالتالي يعتبر مثاليا للفحص المجهري الخلية الحية. بروتوكولات مفصلة للثقافة الخلايا S2، العلاج رني، والتصوير ضوء الحية والمناعية ويمكن العثور عليها في 2،3 الأدب. وقد اعتمدت لدينا مختبر الخلايا S2 كنظام نموذج لدراسة نقل البضائع على أساس أنيبيب. خلايا ذبابة الفاكهة S2 تعامل مع أي نوع من المخدرات التي depolymerizes أو يقطع F-الأكتين، مثل مثبط حركة الخلايا D (CytoD)، وتنمو عمليات طويلة مليئة الأنابيب الدقيقة الاستقطاب بشكل موحد 4 -10، مما يجعله نظام مثالي لدراسة حركة نقل البضائع على طول صفائف أنيبيب. المعلمات النقل المختلفة في هذه العمليات (. أي أطوال المسارات، السرعات، الاتجاهية الخ) يمكن قياسها بسهولة باستخدام البرمجيات الآلي لتتبع الجسيمات، DiaTrack (Semasopht: http://www.microscopy.info/Organization/Details/4423، والدكتور باسكال Vallotton: http://www.csiro.au/en/Organisation-Structure/Divisions/Mathematics-Informatics-and-Statistics/PascalVallotton.aspx # A4). هذه الخصائص تجعل الخلايا S2 نظام جذابة لدراسة نقل البضائع على طول الأنابيب الدقيقة في الخلايا زراعة الأنسجة. التجارب الرائدة في الخلايا S2 يمكن أن تمتد إلى نموذج مهمة من الناحية الفسيولوجية للدراسات نقل البضائع في ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية الأولية. مماثلة لخلايا S2، الخلايا العصبية مثقف من أجنة فصلها هي قابلة للاختراق إلى جزيئات صغيرة مثل الأصباغ ومثبطات، وعالية الدقة التصوير الحي النقل عضية لا يمكن أن يؤديها في الخلايا العصبية في درجة حرارة الغرفة. باستخدام ذبابة الفاكهة مع خلفيات وراثية مختلفة، ونحن يمكن دراسة وظائف الجينات في الخلايا العصبية الأولية بالضربة القاضية (الجينية الخسارة من وظيفة الطفرات)، ضربة قاضية (الرنا المزدوج الجديلة حقن أو التعبير) أو التعبير خارج الرحم (الذباب المعدلة وراثيا). على وجه التحديد، تفتيت خيوط الأكتين باستخدام العلاج CytoD لا يمنع ثمرة neurite، بدلا من ذلك أنها تنمو بشكل أسرع، وبالتالي يمكننا دراسة أنيبيب-dependeالإقليم الشمالي النقل عضية في الخلايا العصبية CytoD المعاملة دون تأثير الأكتين خيوط 11. وبالتالي، الثقافات العصبية الأولية الجمع بين مزايا الخلايا زراعة الأنسجة وتطير الوراثة، مما يجعل من نظام كبير لدراسة نقل البضائع في نظام الفسيولوجية ذات الصلة 10،12. منذ قد يكون السبب العديد من الأمراض العصبية العائلية من قبل أو المرتبطة العيوب نقل البضائع (مثل مرض باركنسون 13، مرض هنتنغتون 14، 15،16 مرض الزهايمر، التصلب الجانبي الضموري / 17 ALS، وHMN7B بيري متلازمة 18،19، ومخيخي شوكي نوع ترنح 5/SCA5 20)، ويمكن الثقافات العصبية الأولية أن تكون مفيدة في تحليل آثار الطفرات محددة تسبب هذه الأمراض في وسائل النقل التي تعتمد على أنيبيب. أخيرا، الخصائص الهامة النقل التي تعتمد على أنيبيب يتم حفظها جيدا بين الثدييات والذباب، ولكن <em&gt; الثقافة الوراثية وخلية ذبابة الفاكهة هو أقل تكلفة وتستغرق وقتا طويلا، لتبرير استخدام خلايا ذبابة الفاكهة مثقف لدراسة الجوانب الأساسية للنقل عضية في الظروف العادية والمرضية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="435">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:124px;">Powder Insect cell medium (Schneider&#8217;s)</td>
			<td style="width:133px;">Sigma&#160;</td>
			<td style="width:179px;">S9895</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">Insect &#8211;Xpress medium</td>
			<td style="width:133px;">Fisher</td>
			<td style="width:179px;">BW12730Q</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:124px;">Insulin</td>
			<td style="width:133px;">Sigma</td>
			<td style="width:179px;">I6634</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:124px;">Penicillin</td>
			<td style="width:133px;">Research Products International</td>
			<td style="width:179px;">P93000</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:124px;">Streptomycin</td>
			<td style="width:133px;">Research Products International</td>
			<td style="width:179px;">S62000</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">Tetracycline hydrochloride</td>
			<td style="width:133px;">Sigma</td>
			<td style="width:179px;">T7660-5G</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">Fetal bovine serum</td>
			<td style="width:133px;">Atlanta Biologicals</td>
			<td style="width:179px;">S11150</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:124px;">Concanavalin A</td>
			<td style="width:133px;">Sigma</td>
			<td style="width:179px;">C2010</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:124px;">Cytochalasin D</td>
			<td style="width:133px;">VWR</td>
			<td style="width:179px;">IC15077105</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">LysoTracker Red DND-99</td>
			<td style="width:133px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:179px;">L7528</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">100 &#181;m Cell strainer</td>
			<td style="width:133px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:179px;">22363549</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">25 mm Circle cover glass</td>
			<td style="width:133px;">VWR</td>
			<td style="width:179px;">48380 080</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:124px;">Drosophila Vials</td>
			<td style="width:133px;">VWR</td>
			<td style="width:179px;">89092-730</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:124px;">Disposable pellet pestles with matching microtubes</td>
			<td style="width:133px;">Kimble Chase</td>
			<td style="width:179px;">749520-0000</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

organelle transport in cultured drosophila cells: s2 cell line and primary neurons.

خلايا ذبابة الفاكهة S2 مطلي على ساترة في وجود أي شكل من المخدرات depolymerizing الأكتين العمليات غير متفرعة طويلة مليئة الأنابيب الدقيقة الاستقطاب بشكل موحد. العضيات تتحرك هذه العمليات من قبل محركات أنيبيب. سهولة الصيانة، وحساسية عالية لبروتين رني بوساطة تدق إلى أسفل وإجراءات فعالة لإنشاء خطوط الخلايا مستقرة تجعل خلايا ذبابة الفاكهة S2 نظام نموذج مثالي لدراسة نقل البضائع عن طريق التصوير الحي. النتائج التي تم الحصول عليها مع الخلايا S2 يمكن تطبيقها إضافية لنظام أكثر ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية: نقل محور عصبي في الخلايا العصبية الأولية مثقف من أجنة ذبابة الفاكهة فصلها. تنمو الخلايا العصبية مثقف neurites التي طويلة مليئة الأنابيب الدقيقة المجمعة، تشبه الى حد بعيد عمليات S2. كما هو الحال في خلايا S2، العضيات في الخلايا العصبية مثقف يمكن تصور من قبل أي عضية محددة الأصباغ الفلورية أو باستخدام علامات عضية الفلورسنت المشفرة بواسطة الحمض النووي حقنها في أجنة مبكرة أو المعبر عنها في transgenجيم الذباب. وبالتالي، النقل عضية يمكن تسجيلها بسهولة في الخلايا العصبية مثقف على coverslips الزجاج باستخدام التصوير الحي. نحن هنا وصف الإجراءات لزراعة وتصور نقل البضائع في خلايا ذبابة الفاكهة S2 والخلايا العصبية الأولية. ونحن نعتقد أن هذه البروتوكولات جعل كلا النظامين للوصول للمختبرات دراسة نقل البضائع.

خلايا ذبابة الفاكهة S2 تعلق على انتشار ساترة كونا المغلفة في جولة شقة &quot;فطيرة&quot; شكل (أرقام 1A و 1C). ومع ذلك، عندما الخلايا S2 مطلي coverslips على في وجود CytoD وسمح لنشر لمدة 2-3 ساعة، أنها تشكل عمليات طويلة رقيقة يشغلها الأنابيب الدقيقة موازية (الأرق...

Watch this Scientific Journal Video about Organelle Transport in Cultured Drosophila Cells: S2 Cell Line and Primary Neurons. at JoVE.com

Organelle Transport in Cultured Drosophila Cells: S2 Cell Line and Primary Neurons.

خلايا ذبابة الفاكهة S2 والخلايا العصبية مثقف هي أنظمة كبيرة للتصوير النقل عضية بالمحركات في الجسم الحي. نحن هنا تصف بروتوكولات مفصلة لزراعة كل من أنواع الخلايا، والتصوير، وتحليل النقل.

النقل عضية في مثقف<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; الخلايا: S2 الخط الخليوي والخلايا العصبية الابتدائية.

Drosophila S2 cells plated on a coverslip in the presence of any actin-depolymerizing drug form long unbranched processes filled with uniformly polarized ...

organelle-transport-cultured-drosophila-cells-s2-cell-line-primary

Research

JoVE Journal

Biology

Organelle Transport in Cultured Drosophila Cells: S2 Cell Line and Primary Neurons.

13.6K Views.  Feinberg School of Medicine, Northwestern University.  خلايا ذبابة الفاكهة S2 والخلايا العصبية مثقف هي أنظمة كبيرة للتصوير النقل عضية بالمحركات في الجسم الحي. نحن هنا تصف بروتوكولات مفصلة لزراعة كل من أنواع الخلايا، والتصوير، وتحليل النقل. 

Video: Organelle Transport in Cultured Drosophila Cells: S2 Cell Line and Primary Neurons.

Primary Neuronal Cultures from the Brains of Late Stage Drosophila Pupae

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the removal of brains from animals at 70-78 hrs after puparium formation. The isolated brains are shown after brief incubation in papain followed by several washes in serum-free growth medium. The process of mechanical dissociation of each brain in a 5 ul drop of media on a coverslip is illustrated. The axons and dendrites of the post-mitotic neurons are sheered off near the soma during dissociation but the neurons begin to regenerate processes within a few hours of plating. Images show live cultures at 2 days. Neurons continue to elaborate processes during the first week in culture. Specific neuronal populations can be identified in culture using GAL4 lines to drive tissue specific expression of fluorescent markers such as  GFP or RFP. Whole cell recordings have demonstrated the cultured neurons form functional, spontaneously active cholinergic and GABAergic synapses. A short video segment illustrates calcium dynamics in the cultured neurons using Fura-2 as a calcium indicator dye to monitor spontaneous calcium transients and nicotine evoked calcium responses in a dish of cultured neurons. These pupal brain cultures are a useful model system in which genetic and pharmacological tools can be used to identify intrinsic and extrinsic factors that influence formation and function of central synapses.

This video demonstrates the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. Views of live cultures show neurite outgrowth and imaging of calcium levels using Fura-2.

متعلق بالخلايا العصبية الثقافات الأساسي من الأمخاخ في وقت متأخر من المرحلة ذبابة الفاكهة شرانق

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the ...

Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons

Observing and characterizing dynamic cellular processes can yield important information about cellular activity that cannot be gained from static images.  Vital fluorescent probes, particularly green fluorescent protein (GFP) have revolutionized cell biology stemming from the ability to label specific intracellular compartments and cellular structures. For example, the live imaging of GFP (and its spectral variants) chimeras have allowed for a dynamic 
analysis of the cytoskeleton, organelle transport, and membrane dynamics in a multitude of organisms and cell types [1-3].  Although live imaging has become prevalent, this approach still poses many technical challenges, particularly in primary cultured neurons.  One challenge is the expression of GFP-tagged proteins in post-mitotic neurons; the other is the ability to capture fluorescent images while minimizing phototoxicity, photobleaching, 
and maintaining general cell health.  Here we provide a protocol that describes a lipid-based transfection method that yields a relatively low transfection rate (~0.5%), however is ideal for the imaging of fully polarized neurons.  A low transfection rate is essential so that single axons and dendrites can be characterized as to their orientation to the cell body to confirm directionality of transport, i.e., anterograde v. retrograde.  Our approach to imaging 
GFP expressing neurons relies on a standard wide-field fluorescent microscope outfitted with a CCD camera, image capture software, and a heated imaging chamber. We have imaged a wide variety of organelles or structures, for example, dense-core vesicles, mitochondria, growth cones, and actin without any special optics or excitation requirements other than a fluorescent light source. Additionally, spectrally-distinct, fluorescently 
labeled proteins, e.g., GFP and dsRed-tagged proteins, can be visualized near simultaneously to characterize co-transport or other coordinated cellular events.  The imaging approach described here is flexible for a variety of imaging applications and can be adopted by a laboratory for relatively little cost provided a microscope is available.

Live cell imaging is of particular utility when studying the dynamics of organelle trafficking. Here we describe a protocol for live imaging of dense-core vesicles in cultured neurons using wide-field fluorescence microscopy. This protocol is flexible and can be adapted to image other organelles such as mitochondria, endosomes, and peroxisomes.

يعيش تصوير الكثيفة الأساسية الحويصلات في الخلايا العصبية الأولية الحصين مثقف

Observing and characterizing dynamic cellular processes can yield important information about cellular activity that cannot be gained from static images.  ...

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature and genome sequence database. Cultured Drosophila S2 cells, the product of disassociated 20-24 hour old embryos1, possess all these properties. Consequently, S2 cells are extremely well-suited for the analysis of cellular processes, including the discovery of the genes encoding the molecular components of the process or mechanism of interest. The features of S2 cells that are most responsible for their utility are the ease with which they are maintained, their exquisite sensitivity to double-stranded (ds)RNA-mediated interference (RNAi), and their tractability to fluorescence microscopy as either live or fixed cells.
S2 cells can be grown in a variety of media, including a number of inexpensive, commercially-available, fully-defined, serum-free media2. In addition, they grow optimally and quickly at 21-24&deg;C and can be cultured in a variety of containers. Unlike mammalian cells, S2 cells do not require a regulated atmosphere, but instead do well with normal air and can even be maintained in sealed flasks.
Complementing the ease of RNAi in S2 cells is the ability to readily analyze experimentally-induced phenotypes by phase or fluorescence microscopy of fixed or live cells. S2 cells grow in culture as a single monolayer but do not display contact inhibition. Instead, cells tend to grow in colonies in dense cultures. At low density, S2 cultures grown on glass or tissue culture-treated plastic are round and loosely-attached. However, the cytology of S2 cells can be greatly improved by inducing them to flatten extensively by briefly culturing them on a surface coated with the lectin, concanavalin A (ConA)3. S2 cells can also be stably transfected with fluorescently-tagged markers to label structures or organelles of interest in live or fixed cells. Therefore, the usual scenario for the microscopic analysis of cells is this: first, S2 cells (which can possess transgenes to express tagged markers) are treated by RNAi to eliminate a target protein(s). RNAi treatment time can be adjusted to allow for differences in protein turn-over kinetics and to minimize cell trauma/death if the target protein is important for viability. Next, the treated cells are transferred to a dish containing a coverslip pre-coated with conA to induce cells to spread and tightly adhere to the glass. Finally, cells are imaged with the researcher's choice of microscopy modes. S2 cells are particularly good for studies requiring extended visualization of live cells since these cells stay healthy at room temperature and normal atmosphere.

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

Drosophila Schneider (S2) cells are an increasingly popular system for the discovery and functional analysis of genes. Our goal is to describe some of the microscopic techniques that make S2 cells such an increasingly important experimental system.

إعداد ذبابة الفاكهة خلايا S2 الميكروسكوب لايت

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature ...

Adenovirus-mediated Genetic Removal of Signaling Molecules in Cultured Primary Mouse Embryonic Fibroblasts

The ability to genetically remove specific components of various cell signalling cascades has been an integral tool in modern signal transduction analysis. One particular method to achieve this conditional deletion is via the use of the Cre-loxP system. This method involves flanking the gene of interest with loxP sites, which are specific recognition sequences for the Cre recombinase protein. Exposure of the so-called floxed (flanked by loxP site) DNA to this enzyme results in a Cre-mediated recombination event at the loxP sites, and subsequent excision of the intervening gene3. Several different methods exist to administer Cre recombinase to the site of interest. In this video, we demonstrate the use of an adenovirus containing the Cre recombinase gene to infect primary mouse embryonic fibroblasts (MEFs) obtained from embryos containing a floxed Rac1 allele1. Our rationale for selecting Rac1 MEFs for our experiments is that clear morphological changes can be seen upon deletion of Rac1, due to alterations in the actin cytoskeleton2,5. 72 hours following viral transduction and Cre expression, cells were stained using the actin dye phalloidin and imaged using confocal laser scanning microscopy. It was observed that MEFs which had been exposed to the adeno-Cre virus appeared contracted and elongated in morphology compared to uninfected cells, consistent with previous reports2,5. The adenovirus method of Cre recombinase delivery is advantageous as the adeno-Cre virus is easily available, and gene deletion via Cre in nearly 100% of the cells can be achieved with optimized adenoviral infection.

In this video we use an adenovirus carrying the Cre recombinase gene to infect primary mouse embryonic fibroblasts carrying a floxed Rac1 allele.

اتش بوساطة إزالة الجزيئات الجينية في اشارة الى مثقف الخلايا الليفية الماوس الأولية الجنينية

The ability to genetically remove specific components of various cell signalling cascades has been an integral tool in modern signal transduction ...

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos. In brief, a large amount of staged embryos from young and healthy flies are collected, sterilized, and then physically dissociated into a single cell suspension using a glass homogenizer. After being plated on culture plates or chamber slides at an appropriate density in culture medium, these cells can further differentiate into several morphologically-distinct cell types, which can be identified by their specific cell markers. Furthermore, we present conditions for treating these cells with double stranded (ds) RNAs to elicit gene knockdown. Efficient RNAi in Drosophila primary cells is accomplished by simply bathing the cells in dsRNA-containing culture medium. The ability to carry out effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical, cell imaging analyses, will allow a variety of questions to be answered in Drosophila primary cells, especially those related to differentiated muscle and neuronal cells.

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

We provide a detailed protocol for preparing primary cells dissociated from Drosophila embryos. The ability to carry out the effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical and cell imaging methods will allow a variety of questions to be addressed in Drosophila primary cells.

الخلية الأولية من الثقافات ذبابة الفاكهة الأجنة المعيدة

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos.   In brief, a large amount of staged ...

Isolation and Primary Culture of Rat Hepatic Cells

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology and other related subjects. The method based on two-step collagenase perfusion for isolation of intact hepatocytes was first introduced by Berry and Friend in 1969 1 and, since then, has undergone many modifications. The most commonly used technique was described by Seglenin 1976 2. Essentially, hepatocytes are dissociated from anesthetized adult rats by a non-recirculating collagenase perfusion through the portal vein. The isolated cells are then filtered through a 100 &mu;m pore size mesh nylon filter, and cultured onto plates. After 4-hour culture, the medium is replaced with serum-containing or serum-free medium, e.g. HepatoZYME-SFM, for additional time to culture. These procedures require surgical and sterile culture steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol, which allow consistently in the generation of viable hepatocytes in large numbers.

Primary hepatocytes provide a valuable tool to evaluate biochemical, molecular, and metabolic functions in a physiologically relevant experimental system. We describe a reliable protocol for rat in situ liver perfusion, which consistently generates viable hepatocytes up to 1.0 &times; 108 cells per preparation with cell viability between 88 ~ 96%.

العزلة والثقافة الأساسي في الخلايا الكبدية الجرذ

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology ...

Imaging Local Ca2+ Signals in Cultured Mammalian Cells

Cytosolic Ca2+ ions regulate numerous aspects of cellular activity in almost all cell types, controlling processes as wide-ranging as gene transcription, electrical excitability and cell proliferation. The diversity and specificity of Ca2+ signaling derives from mechanisms by which Ca2+ signals are generated to act over different time and spatial scales, ranging from cell-wide oscillations and waves occurring over the periods of minutes to local transient Ca2+ microdomains (Ca2+ puffs) lasting milliseconds. Recent advances in electron multiplied CCD (EMCCD) cameras now allow for imaging of local Ca2+ signals with a 128 x 128 pixel spatial resolution at rates of &#62;500 frames sec-1 (fps). This approach is highly parallel and enables the simultaneous monitoring of hundreds of channels or puff sites in a single experiment. However, the vast amounts of data generated (ca. 1 Gb per min) render visual identification and analysis of local Ca2+ events impracticable. Here we describe and demonstrate the procedures for the acquisition, detection, and analysis of local IP3-mediated Ca2+ signals in intact mammalian cells loaded with Ca2+ indicators using both wide-field epi-fluorescence (WF) and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. Furthermore, we describe an algorithm developed within the open-source software environment Python that automates the identification and analysis of these local Ca2+ signals. The algorithm localizes sites of Ca2+ release with sub-pixel resolution; allows user review of data; and outputs time sequences of fluorescence ratio signals together with amplitude and kinetic data in an Excel-compatible table.

Imaging Local Ca2+ Signals in Cultured Mammalian Cells

Here we present techniques for imaging local IP3-mediated Ca2+ events using fluorescence microscopy in intact mammalian cells loaded with Ca2+ indicators together with an algorithm that automates identification and analysis of these events.

التصوير المحلية الكالسيوم<sup&gt; 2+</sup&gt; الإشارات في خلايا الثدييات مثقف

Cytosolic Ca2+ ions regulate numerous aspects of cellular activity in almost all cell types, controlling processes as wide-ranging as gene transcription, ...

Generating a &#34;Humanized&#34; Drosophila S2 Cell Line Sensitive to Pharmacological Inhibition of Kinesin-5

Kinetochores are large protein-based structures that assemble on centromeres during cell division and link chromosomes to spindle microtubules. Proper distribution of the genetic material requires that sister kinetochores on every chromosome become bioriented by attaching to microtubules from opposite spindle poles before progressing into anaphase. However, erroneous, non-bioriented attachment states are common and cellular pathways exist to both detect and correct such attachments during cell division. The process by which improper kinetochore-microtubule interactions are destabilized is referred to as error correction. To study error correction in living cells, incorrect attachments are purposely generated via chemical inhibition of kinesin-5 motor, which leads to monopolar spindle assembly, and the transition from mal-orientation to biorientation is observed following drug washout. The large number of chromosomes in many model tissue culture cell types poses a challenge in observing individual error correction events. Drosophila S2 cells are better subjects for such studies as they possess as few as 4 pairs of chromosomes. However, small molecule kinesin-5 inhibitors are ineffective against Drosophila kinesin-5 (Klp61F). Here we describe how to build a Drosophila cell line that effectively replaces Klp61F with human kinesin-5, which renders the cells sensitive to pharmacological inhibition of the motor and suitable for use in the cell-based error correction assay.

Generating a &quot;Humanized&quot; Drosophila S2 Cell Line Sensitive to Pharmacological Inhibition of Kinesin-5

This protocol describes how to generate a Drosophila S2 cell line that is sensitive to small molecule inhibitors of kinesin-5. The use of these cells in a cell-based error correction assay is also outlined.

توليد &quot;أنسنة&quot;<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; S2 خط خلية حساسة للالدوائية تثبيط كينيسين-5

Kinetochores are large protein-based structures that assemble on centromeres during cell division and link chromosomes to spindle microtubules. Proper ...

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle cells is of major relevance for all studies dedicated to exploring muscle glucose metabolism and characterizing metabolic alterations. In muscle cells, glucose transporter type 4 (GLUT4) proteins translocate to the plasma membrane in response to insulin, thus allowing massive entry of glucose into the cell. The ability of muscle cells to respond to insulin by increasing the rate of glucose uptake is one of the standard readouts to quantify muscle cell sensitivity to insulin. Human primary myotubes are a suitable in vitro model, as the cells maintain many features of the donor phenotype, including insulin sensitivity. This in vitro model is also suitable for the test of any compounds that could impact insulin responsiveness. Measurements of the glucose uptake rate in differentiated myotubes reflect insulin sensitivity.
In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes, and glucose uptake rates with and without insulin stimulation are measured. We provide a detailed protocol to quantify passive and active glucose transport rates using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose ([3H]2dG). Calculation methods are provided to quantify active basal and insulin-stimulated rates, as well as stimulation fold.

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes and glucose uptake rates are measured. We provide a detailed protocol to quantify rates in basal and insulin-stimulated states using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose.

قياس امتصاص الجلوكوز والاستجابة لتحفيز الأنسولين في<em&gt; في المختبر</em&gt; مثقف الإنسان ميوتوبيس الابتدائية

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle ...

Whole Cell Electrophysiology of Primary Cultured Murine Enterochromaffin Cells

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory cells, EC cells sense luminal stimuli and convert them into serotonin (5-hyroxytryptamine, 5-HT) release events. However, the electrophysiology of these cells is poorly understood because they are difficult to culture and to identify. The method presented in this paper outlines primary EC cell cultures optimized for single cell electrophysiology. This protocol utilizes a transgenic cyan fluorescent protein (CFP) reporter to identify mouse EC cells in mixed primary cultures, advancing the approach to obtaining high-quality recordings of whole cell electrophysiology in voltage- and current-clamp modes.

Enterochromaffin (EC) cells comprise a small subset of gastrointestinal epithelial cells. EC cells are electrically excitable and release serotonin, yet difficulties in culturing and identifying EC cells have limited physiological studies. The method presented here establishes a primary culture model amenable to examination of single EC cells by electrophysiology.

الكهربية كل خلية من خلايا Enterochromaffin موريني مثقف الأولية

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory ...