وأيد هذه الدراسة من قبل المعهد الوطني لتعاطي المخدرات يمنح DA 006886 (MOW) وDA 032270 (DJB).

يجب أن تؤخذ بعناية فائقة للحفاظ على ظروف معقمة (كما هو موضح في دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية 9)، في حين تستعد لوإجراء الإجراء التالي. بروتوكول التالية هي في الامتثال للدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل لجنة رعاية الحيوان واستخدام المؤسسية، جامعة روتجرز. وتشير التقديرات إلى أن الإجراءات اللاحقة سوف يتطلب 3-6 ساعة لإكمال. زرع صفيف الميكروسلك: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكان حيوانات تحت التخدير باستخدام 50 ملغم / كغم بنتوباربيتال الصوديوم (IP) وإدارة 10 ملغ / كغ من نترات الأتروبين الميثيل (IP؛ غليكوبيرولات قد تكون بديلا) و 0.25 ملغ البنسلين (300،000 U / مل ايم) للحفاظ على وظيفة الجهاز التنفسي ومنع العدوى ، على التوالي. ملاحظة: مع طول 3-6 ساعة من هذه الجراحة زرع، يتم استخدام بنتوباربيتال الصوديوم لأنها فعالة من حيث التكلفة ويحد من تعرض الإنسان للالتخدير (كما قد يحدث مع الاستعمال لفترة طويلة من التخدير الغاز)، في حين لا يزال توفير التخدير طويلة الأمد. استبدال التخدير أخرى غير مقبولة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من أن التخدير قد اتخذت باستخدام اختبار تأثير ذيل قرصة قبل المتابعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند الضرورة، وإعطاء الحقن بالتناوب من هيدروكلوريد الكيتامين (60 ملغ / كغ IP) وبنتوباربيتال الصوديوم (5-10 ملغم / كغم IP) للحفاظ على التخدير في جميع أنحاء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يحلق فروة الرأس باستخدام مشرط شفرة # 22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير فروة الرأس حلق مع بوفيدون اليود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعطاء الحقن تحت الجلد من بوبيفاكايين (~ 1 ملغ كجم SC انتشار / على مواقع الحقن 4) لتخدير محليا فروة الرأس. تسمح 5-10 دقيقة لمخدر موضعي حتى تصبح نافذة المفعول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مواد التشحيم العيون في العيون للحفاظ على رطوبة أثناء التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين الحيوان في الحانات الأذن والأنف المشبك من جهاز التجسيمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المعالم البصرية (مثل شريط أفقي على ستيرالإطار eotaxic) إلى ما يقرب من مستوى رأس الحيوان. وتهدف هذه الخطوة فقط إلى ما يقرب من مستوى الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق على طول خط الوسط من فروة الرأس باستخدام مشرط رقم 11 شفرة تركيبه على حامل مشرط. شق يجب أن تمتد من خلف الأذنين إلى الجزء الخلفي من عظم الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملعقة تشريح، مسح الجمجمة من جميع الأنسجة المتبقية حتى تم التوصل إلى كل من التلال الجمجمة الجانبي والخلفي الجمجمة التلال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الجلد حول الجرح باستخدام عدد من المرقأة (6X). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف الجمجمة من أي دم واتركه حتى يجف. في حالة حدوث أي نزيف المتبقية، إنهاء نزيف المتبقية مع أداة الكي الصغيرة. ضمان أن الجمجمة لا يزال نظيف وجاف يسمح الاكريليك الأسنان المستخدمة في الخطوات اللاحقة لربط الجمجمة بشكل دائم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علامة bregma وامدا (الشكل 2D) من خلال التحريف تقاطع الغرز الجمجمة. وهيئة التصنيع العسكري تشريحroscope ضروري للاحتفال بدقة هذه المواقف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق البند مدببة صغيرة (مثل دبوس أو مثقاب الأسنان) إلى ذراع التجسيمي وخفضه لتحديد ظهري / بطني (DV) تنسيق من bregma وامدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط المشبك الأنف حتى ينسق DV لbregma وامدا ضمن 100 ميكرومتر (0.1 ملم) من بعضهما البعض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وتعادل، سجل الأمامي / الخلفي (AP)، وسطي / الوحشي (ML) وينسق DV من bregma جنبا إلى جنب مع موقف المشبك الأنف. مضاعفة التحقق من الإحداثيات للتأكد من دقتها، والباقي من الجراحة يعتمد على دقة هذه الإحداثيات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الإحداثيات قياس لحساب ML وينسق AP للالأركان الأربعة لل&quot;نافذة الجمجمة&quot; نسبة إلى bregma (أي حج القحف؛ الشكل 1). نافذة الجمجمة عبارة عن مستطيل وضعه على وجه التحديد من خلالها مجموعة ميكروسلك سوف تمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الإحداثيات المحسوبة للاحتفالإحداثيات الجمجمة نافذة على الجمجمة باستخدام مرفق التجسيمي وأشار الحبر وقلم حبر. للحصول على علامات دقيقة، لا تنطبق إلا على كمية صغيرة من الحبر إلى غيض من أداة الوسم باستخدام قضيب من القطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر خارج النافذة الجمجمة عن طريق إزالة العظام في سلسلة من طبقات صغيرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ من خلال حفر زوايا ملحوظ من النافذة حيث وضعت علامات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل، وربط الزوايا والخطوط العريضة للإطار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخيرا، واضحة للخروج من منطقة داخل المخطط وصولا الى عمق الأم الجافية. يجب أن يكون الثقب أوسع (أي مشطوف) تحت الطبقات السطحية من الجمجمة لضمان أن يحافظ على نافذة لعرض المناسب من أعلى إلى أسفل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام microforceps لإزالة أي رقائق العظام المتبقية، والحطام، أو الأم الجافية بعناية داخل نافذة الجمجمة. هذه الخطوة مهمة للغاية، وهذه القطع من المواد يمكن أن تعرض للخطر سلامة مجموعة خلال خفض. مرة واحدة تطهيرها، لا بد من الحفاظ على اله النافذة رطبة مع المياه المالحة للجراثيم للفترة المتبقية من عملية جراحية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع علامات على الجمجمة لمدة 5 مسامير الجمجمة و1 سلك الأرض (الشكل 1). سوف تختلف هذه المواقف تبعا للمنطقة في الدماغ المستهدفة. سوف headstage يكون الأكثر أمانا إذا ما وضعت المسمار واحدة على كل من عظام الجمجمة 5. وضع كل من المسامير الجمجمة وسلك الأرض في المواقع التي لن تتداخل مع وضع مجموعة ميكروسلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر ثقوب للمسامير الجمجمة وتأمين مسامير في المكان. يجب خفض مسامير حتى المواضيع فقط 3-4 تظهر (أو، في حالة استخدام مسامير غير تلك الموصى بها، عميقة بما يكفي لاجتياز سمك الجمجمة لتعزيز الاستقرار مجموعة لكن ليست عميقة جدا وذلك لتلف القشرة). تنظيف المواضيع من مسامير بعد التنسيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر حفرة لسلك الأرض. خفض السلك ببطء (أكثر من 1-2 دقيقة) إلى DV هدف تنسيق وإصلاح الأسلاك في مكانها باستخدام الاكريليك الأسنان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة الاكريليك حول المواضيعمن مسامير الجمجمة. قبل أن يجف الاكريليك، وإزالة أي فائض الأسمنت الذي يتدفق بعيدا عن سلك الأرض أو مسامير الجمجمة. سماح 15 دقيقة لالاكريليك الأسنان لتجف / تتصلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الصفيف إلى الذراع التجسيمي. مستوى مجموعة وتوجيهه بحيث سيمر مباشرة من خلال حدود إطار الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع المالحة في إطار الجمجمة بحيث يكون مستوى الجمجمة. خفض مجموعة حتى أنه يخلق الدمل في المياه المالحة. هذا التنسيق يتم استخدام مستوى الجمجمة للمجموعة. استخدام هذه القيمة لحساب DV تنسيق النهائية للمجموعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض مجموعة ببطء حتى يصل DV النهائية تنسيق. وقف كل 1MM خفض وانتظر عدة دقائق من أجل السماح للأنسجة المخ للتعافي من التنقير وحل الجزء السفلي من البولي ايثيلين جلايكول (PEG) على مجموعة (PEG يستخدم للحفاظ مؤقتا الأسلاك في التشكل في حين خفض ، ويذوب ببطء في المياه المالحة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما الصفيف هو 1MMبعيدا عن الهدف، خفضه أكثر ببطء حتى يتم الوصول إلى الهدف النهائي. تخفيض في 0.1-0.2 ملم في وقت قبل السماح للأنسجة للراحة لمدة 5 دقائق يهدف إلى الحفاظ على الأنسجة في موقع الهدف وكذلك اتصالات متشابك الداني. إذا كانت المعدات المتاحة، والدقة خفض صفيف يمكن مساعدتهم باستخدام مناور الآلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حل PEG المتبقية واستخدام الاكريليك الأسنان لتدعيم microwires في المكان. إضافة طبقات متعددة من الاسمنت للتأكد من أن الأسلاك هي آمنة وثم السماح 15-20 دقيقة للأسمنت لتتصلب قبل المتابعة. وهذا يضمن أن الأسلاك لن تزاحم من وضع النهائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بناء ما تبقى من headstage الحيوان باستخدام الاكريليك الأسنان. استخدام الاكريليك ليغلف المسامير الجمجمة، الأسلاك الأرضية، وموصل للmicrowires. السماح للقبعة الاكريليك الى التشدد بما فيه الكفاية قبل الشروع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة شق فروة الرأس باستخدام الخيوط الجراحية القابلة للامتصاص وإدارة 2 مل سو المالحة للجراثيم (الشوري) لاستعادة الترطيب من الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحيوان من القضبان الأذن ووضع الموضوع في منطقة نظيفة. مراقبة الحيوان في كثير من الأحيان خلال الانتعاش بعد العملية حتى تعافى الحراري والحركة. بعد التعافي من التخدير، ونقل الحيوانات في السكن واحد للفترة المتبقية من الانتعاش بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعطاء الحيوانات الرصد اليومي بعد العملية الجراحية والرعاية في الأيام التالية الإجراء. الشفاء من هذا الإجراء هو الأمثل عندما يسمح سبعة أيام أو أكثر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعطاء الحيوانات حقن كاربروفين (5mg/kg) وانروفلوكساسين (5-10 ملغ / كلغ) أو ما يعادلها خلال الانتعاش في الجدول الزمني الموصى بها من قبل الطبيب البيطري الحضور. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم مصالح مالية تتنافس في الكشف عنها.

تمثل التسجيلات خارج الخلية تقنية التجريبية القوية التي يمكن إدراجها في إعداد التجريبية تقريبا أي في علم الأعصاب. يمكن تتبع الأسلاك التي تم زرعها في صفائف منظم، كما مهاوي لهم بالمرور عبر الدماغ وإلى المنطقة المستهدفة (الشكل 5A). عندما يتم إنشاء، الآفة آخر تجر?...

التسجيلات الكهربية تسمح للعلماء لدراسة الخصائص الكهربائية للخلايا البيولوجية. في النظام العصبي المركزي، حيث تخدم نبضات كهربائية كآلية الإشارات، هذه التسجيلات ذات أهمية خاصة لفهم وظيفة العصبية 1-2. خلال تسجيلات وحدة واحدة في التصرف الحيوانات، ومسرى مكروي التي تم إدراجها في الدماغ قادر على تسجيل التغيرات في توليد الخلايا العصبية من إمكانات العمل مع مرور الوقت. بينما العديد من التقنيات تسمح لأحد لتسجيل نشاط الدماغ، وحدة واحدة الكهربية هي واحدة من أكثر الوسائل دقة من خلال السماح القرار على مستوى الخلايا العصبية واحدة. عندما يتم المطلوب على درجة عالية من الدقة المكانية، ويمكن استخدامها لاستهداف microwires منفصلة نوى فرعية أو مجموعات من الخلايا داخل brain3. الاستفادة التسجيلات واحد وحدة أيضا من القرار الزماني يصل تسجيلات دقيقة على مستوى ميكروثانية. و، في الجسم الحي وتسجيلات أعقاب سماح سليمة التفاعلات الدائرة، مع الوسط الطبيعي من وارد وصادر التوقعات والكيميائية والتأثيرات الهرمونية الجهازية، والمعلمات الفسيولوجية. وتستمد الإشارات العصبية من المدخلات الحسية، والسلوكيات الحركية، وتجهيز المعرفية، الكيمياء العصبية / الصيدلة، أو الجمع بين بعض. وفقا لذلك، والفصل بين الحسية والحركية والمعرفية، والتأثيرات الكيميائية يتطلب تجارب مدروسة مع الحالات الطارئة والضوابط الفعالة التي قد تسمح لتقييم كل من التأثيرات المذكورة آنفا. الكل في الكل، والتسجيلات في التصرف الحيوانات تسمح المجربون لمراقبة التكامل بين مصادر متعددة للمعلومات داخل الدائرة تعمل واشتقاق نموذج أكثر شمولا وظيفة الدائرة. يعاني واحد وحدة تسجيلات أيضا من عدد من المساوئ التي يجب أن تكون على علم أي مجرب. أولا وقبل كل شيء، يمكن أن يكون من الصعب التسجيلات لإجراء. في الواقع، خصائص اله مكبرات الصوت headstage وmicrowires مزروع التي تسمح للخصوصية المكانية والزمانية في هذه التسجيلات أيضا يجعل التسجيلات عرضة لتأثير الإشارات الكهربائية دخيلة (أي الكهربائية &quot;الضوضاء&quot;). وفقا لذلك، والقدرة على استكشاف مشكلات في نظام الكهربية يستلزم فهم التقنية متطورة من المبادئ الكهربية والأجهزة. من المهم أيضا أن نلاحظ أنه في ظل ظروف معينة، الإشارات الكهربائية المسجلة في التسجيلات خارج الخلية يمكن أن تمثل الجمع للإشارات العصبية متعددة. وعلاوة على ذلك، وتعميم النشاط وحدة واحدة إلى النشاط السكاني ضمن المنطقة المستهدفة في كثير من الأحيان يمكن أن تقتصر من قبل على درجة من التجانس الخلوية داخل المنطقة المستهدفة (ولكن انظر كاردان 4). على سبيل المثال، قد يكون متحيزا نحو أقطاب تسجيل الخلايا العصبية الناتج السعة العالية بدلا من الخلايا الأخرى. يتم زيادة تفسيرها من تسجيلات وحدة واحدةمن خلال الجمع بين التسجيلات مع غيرها من التقنيات بما في ذلك، ولكن ليس على سبيل الحصر، الكهربائية (سوي المسار أو معاكس للمسيرة) والكيميائية (مثل iontophoretic أو مصمم مستقبلات) أو optogenetic التحفيز 4، inactivations العصبية المؤقتة، والفحوص الحسية 5، إجراءات الانفصال، أو المناعية 3. في البروتوكول الذي يلي سنقوم تعداد المواد والخطوات اللازمة لزرع مجموعة ميكروسلك نظمت في الفئران (على الرغم من أن البروتوكول يمكن تكييفها للاستخدام في الأنواع الأخرى). وقد أثبتت الإجراء وأسلوب المصفوفات الثابتة المستخدمة في المختبر لدينا موثوق بها للحصول على تسجيلات طولية ويمكن الحفاظ على تسجيلات من نفس الخلايا العصبية لأكثر من شهر واحد الساعة 6-8. هذا يجعل هذا الإجراء المثالي لدراسة الاستجابات للمؤثرات طوري التجريبية، والتغييرات في الاستجابات العصبية البلاستيك أو آليات التعلم والتحفيز.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

في التسجيلات الكهربية في الجسم الحي مستيقظا، يتصرف الحيوان توفير وسيلة قوية لفهم الإشارات العصبية على مستوى خلية واحدة. تقنية تسمح المجربون لدراسة زمنيا وإقليميا أنماط اطلاق محددة من أجل ربط امكانات العمل المسجلة مع السلوك الجارية. وعلاوة على ذلك، والتسجيلات وحدة واحدة يمكن أن تكون مجتمعة مع مجموعة كبيرة من التقنيات الأخرى من أجل إنتاج تفسيرات شاملة من وظيفة العصبية. في هذه المقالة، ونحن تصف التخدير والتحضير للميكروسلك زرع. في وقت لاحق، ونحن نعدد ما يلزم من المعدات والخطوات الجراحية بدقة لإدراج مجموعة ميكروسلك إلى بنية الهدف. أخيرا، نحن تصف بإيجاز المعدات المستخدمة لتسجيل كل من القطب الفردية في صفيف. صفائف ميكروسلك الثابتة وصفها ومناسبة تماما لزرع المزمنة والسماح للتسجيلات طولية من البيانات العصبية في أي تقريبا preparati السلوكيةعلى. نناقش تتبع مسارات الكهربائي لثلث المناصب ميكروسلك فضلا عن سبل الجمع بين زرع ميكروسلك مع تقنيات المناعى من أجل زيادة خصوصية التشريحية للنتائج المسجلة.

ويمكن الاطلاع على قائمة المعدات التي تستخدمها هذه المختبرات لتسجيل الإشارات الكهربية في الجدول 3. بعد الشفاء من الجراحة، وتسجل وحدات واحد عن طريق توصيل وحدة مكسب headstage في موصل مزروع. يتم توصيل هذا headstage عن طريق كابل إلى العاكس، وهو قادر على دوران حر دون فواصل ...

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals at JoVE.com

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

زرع صفائف نظمت من microwires للاستخدام في وحدة واحدة التسجيلات الكهربية يقدم عددا من التحديات التقنية. وصفت وسائل لأداء هذه التقنية والمعدات اللازمة. أيضا، يتم مناقشتها الاستخدام المفيد صفائف ميكروسلك المنظمة لتسجيل من المناطق الفرعية العصبية متميزة مع الانتقائية مكانية عالية.

إجراء لغرس صالحة المنظمة من Microwires للتسجيلات واحدة وحدة في استيقظ، تتصرف الحيوانات

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K Views.  Rutgers, the State University of New Jersey.  زرع صفائف نظمت من microwires للاستخدام في وحدة واحدة التسجيلات الكهربية يقدم عددا من التحديات التقنية. وصفت وسائل لأداء هذه التقنية والمعدات اللازمة. أيضا، يتم مناقشتها الاستخدام المفيد صفائف ميكروسلك المنظمة لتسجيل من المناطق الفرعية العصبي...

Video: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

تصنيع وزرع قطب كهربائي في Aplysia californica لتسجيلات متعدد القنوات العصبية والعضلات في الحيوانات ، ويتصرف بحرية سليمة

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

وحدة واحدة في الجسم الحي تسجيلات من chiasm البصرية من الجرذ

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

الفلورسنت وصفها الوراء يسمح لخارج الخلية المستهدفة واحدة وحدة التسجيل من الخلايا العصبية التي تم تحديدها<em&gt; في الجسم الحي</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

تصميم و تركيب وميكرودريفي الترا ضوء الميكانيكية للتسجيلات العصبية المزمنة في الحيوانات الصغيرة

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

تسجيلات الكهربية المزدوجة للSynaptically-استجابات Astroglial والخلايا العصبية في الحصين شرائح الحاد

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

تسجيلات في وقت واحد على المدى الطويل في مرحلتين العصبية في معالجة يتصرفون نحل العسل

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

إجراء لغرس الدائرة العمود الفقري للالطولية<em&gt; في فيفو</em&gt; التصوير من الحبل الشوكي ماوس

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

التحقيق تمثيلات الكائن في مجرى Visual الظهرية المكاك استخدام التسجيلات وحدة واحدة

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

رسم خرائط الدماغ بالرنين المغناطيسي الوظيفي في الوقت الحقيقي في الحيوانات

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

إجراء استئصال القحف لتصور الأنشطة العصبية في قرن آمون من الفئران Behaving

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...