מחקר זה נתמך על ידי המכון הלאומי לשימוש בסמים מעניק DA 006,886 (MOW) והתובע 032,270 (DJB).

יש לנקוט בזהירות רבה כדי לשמור על תנאים אספטיים (כפי שמתוארת במדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה 9) בזמן הכנות ולביצוע ההליך הבא. הפרוטוקול הבא עומד במדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה ואושר על ידי הטיפול בבעלי חיים ועדת שימוש המוסדי, אוניברסיטת רטגרס. הערכה היא כי ההליכים שלאחר מכן ידרשו 3-6 שעות כדי להשלים. השתלת מערך Microwire: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים מקום בהרדמה באמצעות 50 מ&quot;ג / נתרן pentobarbital קילוגרם (IP) ולנהל 10 מ&quot;ג / קילוגרם של ניטראט מתיל אטרופין (IP; glycopyrrolate ניתן להחליף) ופניצילין 0.25 מ&quot;ג (300,000 U / ml im) כדי לשמור על תפקוד מערכת הנשימה ולמנוע זיהום , בהתאמה. שים לב: עם אורך 3-6 שעות של ניתוח השתלה זו, נתרן pentobarbital משמש כי זה חסכוני ומגביל את החשיפה אנושיתהרדמה (כפי שעלול להתרחש בשימוש ממושך של חומרי הרדמה בגז) תוך מתן הרדמה לטווח ארוך. החלפה של חומרי הרדמה אחרות היא מקובלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שההרדמה נקטה השפעת שימוש במבחן קמצוץ זנב לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת צורך, לתת לסירוגין זריקות של קטמין הידרוכלוריד (60 מ&quot;ג / קילוגרם IP) ונתרן pentobarbital (5-10 מ&quot;ג / קילוגרם IP) כדי לשמור על הרדמה במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הקרקפת בעזרת להב סכין מנתחים # 22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את הקרקפת המגולחת עם יוד povidone. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן זריקות תת עורית של bupivacaine (~ 1 מ&quot;ג / קילוגרם SC משתרע על פני 4 אתרי הזרקה) למקומיים להרדים את הקרקפת. לאפשר 5-10 דקות להרדמה המקומית ייכנס לתוקף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם סיכה עיניים על העיניים כדי לשמור על לחות במהלך הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את בעל החיים לתוך סורגי האוזן ומהדק האף של מנגנון stereotaxic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> (לדוגמא: פס אופקי להשתמש בציוני דרך חזותיות על sterמסגרת eotaxic) לרמת הראש של החיה כ. צעד זה נועד רק לכ רמת הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך לאורך קו האמצע של הקרקפת בעזרת להב סכין מנתחים # 11 רכוב על בעל אזמל. החתך חייב להאריך מ ממש מאחורי האוזניים לחלק האחורי של עצם האף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מרית לנתיחה, נקה את הגולגולת של כל הרקמות שנותרו עד שני רכסי גולגולת לרוחב ורכס הגולגולת האחורי כבר הגיעו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למשוך בחזרה את העור סביב החתך באמצעות מספר hemostats (6x). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הגולגולת של כל דם ולאפשר לו להתייבש. אם דימום מתרחש שנותר, לסיים את דימום שיורי עם כלי צריבה קטנים. הבטחה כי הגולגולת נשארת נקייה ויבשה מאפשרת אקריליק השיניים השתמש בשלבים הבאים כדי לאגד את הגולגולת באופן קבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מארק גבחת ומבדה (איור 2 ד) על ידי ביון הצומת של תפרי הגולגולת. מיקרופון לנתחroscope יש צורך לסמן במדויק את העמדות הללו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף פריט קטן ומחודד (למשל סיכה או מקדח שיניים) לזרוע stereotaxic ומוריד אותה על מנת לקבוע את הגב / הגחון (DV) לתאם של גבחת ולמבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את מהדק האף עד DV קואורדינטות עבור גבחת ומבדה נמצאים ב100 מיקרומטר (מ&quot;מ 0.1) של כל אחד אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מפולס פעם, להקליט הקדמי / אחורי (AP), המדיאלי / רוחב (ML) וDV קואורדינטות של גבחת יחד עם העמדה של מהדק האף. בדוק את הקואורדינטות לדיוק, כמו את היתר של הניתוח תלוי במידת הדיוק של קואורדינטות אלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקואורדינטות שנמדדו כדי לחשב את ML ו AP קואורדינטות של ארבע כנפות היחסית &quot;חלון גולגולת&quot; לגבחת (כלומר פתיחת גולגולת; איור 1). חלון הגולגולת הוא מלבן ממוקם בדיוק דרכו מערך Microwire יעבור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקואורדינטות מחושבת לציוןחלון גולגולת קואורדינטות בגולגולת באמצעות קובץ מצורף stereotaxic מחודד ודיו עט נובע. כדי לקבל סימנים מדויקים, חלים רק כמות קטנה של דיו ועד לקצה של כלי הסימון באמצעות מטוש צמר גפן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקדחה מחלון הגולגולת על ידי הסרת העצם בסדרה של שכבות קטנות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל על ידי קידוח הפינות המסומנות של החלון שבו הסימנים הוצבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, לחבר את הפינות ולהתוות את החלון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לנקות את האזור בתוך המתווה יורד לעומק של מאטר הדורה. החור חייב להיות רחב יותר (כלומר משופעים) מתחת לשכבות השטחיות של הגולגולת כדי לוודא שהחלון שומר על רוחב מתאים מלמעלה עד למטה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש microforceps כדי להסיר בזהירות שבבים כל עצם שנותר, פסולת, או מאטר הדורה בתוך חלון הגולגולת. שלב זה חשוב מאוד, כמו פיסות של חומר אלה יכולים לסכן את היושרה של המערך במהלך הורדה. פינו פעם אחת, צריך לשמור על החלון דואר לח עם מי מלח bacteriostatic לשארית הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח סימונים על הגולגולת למשך 5 ברגים בגולגולת וחוט קרקע 1 (איור 1). עמדות אלה ישתנו בהתאם לאזור המוחי הממוקד. Headstage תהיה מאובטחת ביותר, אם בורג אחד ממוקם על כל אחד 5 עצמות הגולגולת. הנח את שני ברגים בגולגולת וחוט קרקע במקומות שלא יפריעו למיקום מערך Microwire ב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חורים לברגים בגולגולת ובלאבטח את הברגים במקום. ברגים חייבים להיות מושפלים עד שרק 3-4 אשכולות מראים (או, אם להשתמש בברגים אחרים מאלה מומלצים, עמוקים מספיק כדי לעבור את העובי של הגולגולת כדי לקדם את יציבות מערך, אבל לא עמוק מדי כדי לפגוע בקליפת המוח). נקה את האשכולות של הברגים לאחר ההשמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור עבור חוט הקרקע. מנמיכים את החוט לאט (מעל 1-2 דק &#39;) לDV היעד לתאם ולתקן את החוט במקום באמצעות אקריליק שיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף אקריליק סביב האשכולותשל הברגים בגולגולת. לפני מתייבש אקריליק, להסיר כל בטון עודף שזורם מחוט הקרקע או הברגים בגולגולת. לאפשר 15 דקות לאקריליק השיניים לייבוש / להקשיח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את המערך לזרוע stereotaxic. רמת המערך ולכוון אותו כך שהוא ישר יעבור דרך הגבולות של חלון הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מלוח בחלון הגולגולת, כך שהוא ברמה עם הגולגולת. מנמיכים את המערך עד שהיא יוצרת גומה בתמיסת מלח. זה לתאם משמש כרמת גולגולת למערך. השתמש בערך זה כדי לחשב את DV הסופי לתאם של המערך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את המערך לאט עד שהוא מגיע DV הסופי שלה לתאם. עצור כל 1 מ&quot;מ של הורדה ולחכות כמה דקות על מנת לאפשר לרקמת המוח להתאושש ממנקדת ולפרק את החלק התחתון של פוליאתילן גליקול (PEG) במערך (PEG משמש כדי לשמור את החוטים באופן זמני בקונפורמציה שלהם תוך הפחתה , ומתמוסס באיטיות במלח). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר המערך הוא 1 מ&quot;מהרחק מהיעד, מוריד אותו באיטיות רבה יותר עד שיגיע ליעד הסופי. הפחתה ב0.1-0.2 מ&quot;מ בכל פעם לפני שהוא מאפשר לרקמות לנוח לתקופה של 5 דק &#39;נועדה לשמר את הרקמה באתר היעד, כמו גם קשרים סינפטיים הפרוקסימלי. אם הציוד זמין, דיוק ההפחתה של המערך יכול להסתייע באמצעות מניפולטור ממונע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים את PEG שנותר ולהשתמש אקריליק שיניים כדי למלט microwires במקום. הוספת שכבות רבות של בטון כדי להבטיח את החוטים מאובטחים ולאחר מכן לאפשר 15-20 דקות לבטון להתקשות לפני שימשיך. הדבר מבטיח כי החוטים לא נדחקו מהמיקום הסופי שלהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבנות את שארית headstage של בעלי החיים באמצעות אקריליק שיניים. השתמש באקריליק כדי לשים בארגז ברגי גולגולת, חוט קרקע, ומחבר לmicrowires. לאפשר את כובע אקריליק להתקשות במידה מספקת לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר את החתך בקרקפת באמצעות תפרים נספגים ולנהל 2 מיליליטר of מלוחה bacteriostatic (sc) כדי לשחזר את הלחות מהניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החיה מברי האוזן ולמקם את הנושא באזור נקי. שים לב לבעלי החיים לעתים קרובות במהלך ההחלמה שלאחר הניתוח עד ויסות חום והתנועה התאוששו. בעקבות התאוששות מהרדמה, להזיז את בעל החיים לתוך יחיד דיור לשארית של התאוששות לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן חיות ניטור לאחר ניתוח יומי וטיפול בימים שלאחר ההליך. התאוששות מהליך זה היא אופטימלי כאשר שבעה ימים או יותר מותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן חיות זריקות של Carprofen (5mg/kg) וEnrofloxacin (5-10 מ&quot;ג / קילוגרם) או מקביליהם במהלך התאוששות ללוח הזמנים מומלצים על ידי הווטרינר המטפל. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

יש המחברים אין אינטרסים כלכליים מתחרים לחשוף.

הקלטות תאיים מייצגות טכניקה ניסויית רבת עוצמה שניתן לשלב כמעט כל הכנה ניסיונית במדעי המוח. חוטים שכבר מושתלים במערכים מאורגנים יכולים להיות במעקב כפירים שלהם עוברים דרך המוח ולאזור היעד שלהם (איור 5 א). כאשר נגע קטן, שלאחר ניסוי נוצר בקצה Microwire noninsulated ליצור ה?...

קלטות אלקטרו לאפשר למדענים לבחון את התכונות חשמליות של תאים ביולוגיים. במערכת העצבים המרכזית, שבו דחפים חשמליים לשמש כמנגנון איתות, ההקלטות הללו הן בעלי חשיבות מיוחדת להבנת תפקוד עצבי 1-2. במהלך הקלטות יחידה אחת במתנהג בעלי חיים, microelectrode שהוכנסה לתוך המוח היא מסוגלת להקליט את השינויים בדור של נוירון של פוטנציאל פעולה לאורך זמן. בעוד טכניקות רבות מאפשרות אחד כדי להקליט את פעילות המוח, אלקטרופיזיולוגיה יחידה אחת היא אחת השיטות מדויקות ביותר על ידי המאפשר רזולוציה ברמת תא העצב היחיד. כאשר רמה גבוהה של ייחוד המרחבי היא רצויה, ניתן להשתמש microwires למקד תת גרעינים או הרכבים של תאים בתוך brain3 בדידים. הקלטות יחידה אחת גם ליהנות מרזולוציה גבוהה זמנית כמו הקלטות מדויקות ברמת המיקרו. ו, in vivoהקלטות בעקבות לאפשר אינטראקציות מעגל שלמות, עם הסביבה הטבעית של תחזיות מביא וefferent, כימי מערכתיות והשפעות הורמונליות, ופרמטרים פיסיולוגיים. אותות עצביים נגזרים מקלט חושי, התנהגויות מוטוריות, עיבוד הקוגניטיבי, כימיה של המוח / פרמקולוגיה, או שילוב כלשהו. בהתאם לכך, ההפרדה של השפעות חושיות, מוטורית, קוגניטיביים, וכימיות מחייבת ניסויים היטב הגה עם מקרים יעילים ובקרות שעשויות לאפשר הערכה של כל אחת מההשפעות האמורות. בסך הכל, הקלטות במתנהגים בעלי חיים מאפשרים הנסיינים להתבונן האינטגרציה של מספר רב של מקורות מידע בתוך מעגל תפקוד ולגזור מודל מקיף יותר של תפקוד במעגל. הקלטות יחידה אחת סובלות גם ממספר החסרונות שלה כל ניסוי צריך להיות מודע. בראש ובראשונה, הקלטות יכולות להיות קשות לנהל. ואכן, מאפיינים של המגברי headstage דואר וmicrowires המושתלים המאפשרים לסגולית מרחב ובזמן בהקלטות אלה גם עושה הקלטות רגישות להשפעתם של אותות חשמליים חיצוניים (כלומר &quot;רעש&quot; חשמלי). בהתאם לכך, היכולת לפתור בעיות במערכת אלקטרו מחייבת הבנה טכנית מפותחת של עקרונות ומכשירי אלקטרו. כמו כן, חשוב לציין כי, בנסיבות מסוימות, אותות חשמליים שנרשמו בהקלטות תאית יכולים לייצג את הסיכום של אותות עצביים מרובים. יתר על כן, ההכללה של פעילות יחידה אחת לפעילות אוכלוסייה בתוך אזור יעד יכולה לעתים קרובות להיות מוגבלת על ידי מידת ההטרוגניות סלולרית בתוך אזור היעד (אך ראה 4 קרדן). לדוגמא, אלקטרודות עשויות להיות מוטות לכיוון הקלטת נוירונים פלט משרעת גבוהה במקום תאים אחרים. Interpretability של הקלטות יחידה אחת הוא גדלעל ידי שילוב הקלטות עם טכניקות אחרות, כולל, אך לא מוגבל ל, חשמל (orthodromic או antidromic), כימי גירוי (למשל iontophoretic או קולט מעצב) או optogenetic 4, inactivations העצבי זמני, בדיקות הסנסורית 5, נהלי ניתוק, או אימונוהיסטוכימיה 3. בפרוטוקול שלהלן אנו למנות את החומרים וצעדים הדרושים כדי להשתיל מערך Microwire מאורגן בחולדה (למרות שהפרוטוקול יכול להיות מותאמים לשימוש במינים אחרים). ההליך והסגנון של מערכים קבועים המשמשים במעבדה שלנו הוכיחו אמינים להקלטות אורכי ויכולים לקיים את הקלטות מאותו תא העצב ללאורך הזמן של חודש אחד 6-8. זה עושה את זה הליך אידיאלי לבחינת תגובות phasic לגירויים ניסיוניים, שינויים פלסטיים בתגובות עצביות, או מנגנונים של למידה ומוטיבציה.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

בקלטות אלקטרו vivo בערים, חיה מתנהגת לספק שיטה רבת עוצמה להבנת איתות עצבית ברמת התא הבודד. הטכניקה מאפשרת הנסיינים לבחון temporally ואזורי דפוסי ירי ספציפיים על מנת לתאם פוטנציאל פעולה מוקלט עם התנהגות מתמשכת. יתר על כן, ניתן לשלב הקלטות יחידה אחת עם שפע של טכניקות אחרות על מנת לייצר הסברים מקיפים של תפקוד עצבי. במאמר זה, אנו מתארים את ההרדמה והכנה להשתלת Microwire. בהמשך לכך, אנו למנות את הציוד הנדרש וצעדים כירורגיים להוספת מערך Microwire למבנה יעד מדויק. לבסוף, נתאר בקצרה את הציוד המשמש להקלטה מכל אלקטרודה בודדת במערך. מערכי Microwire הקבועים שתוארו מתאימים היטב להשתלה כרונית ולאפשר להקלטות אורך של נתונים עצביים בכמעט כל preparati התנהגותייםהלאה. אנחנו דנים בהתחקות מסלולי אלקטרודה לtriangulate עמדות Microwire כמו גם דרכים לשלב השתלת Microwire עם טכניקות immunohistochemical על מנת להגדיל את הספציפיות האנטומי של תוצאות שנרשמו.

ניתן למצוא רשימה של ציוד המשמשת את מעבדה זו להקלטת אותות אלקטרו בטבלה 3. בעקבות התאוששות מניתוח, אחת יחידות שנרשמו על ידי חיבור headstage אחדות רווח למחבר המושתל. headstage זה מחוברת באמצעות כבל למחלף, אשר מסוגל סיבוב חופשי ללא הפסקות בהקלטת אלקטרו באמצעות השימוש בטב?...

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals at JoVE.com

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

השתלת מערכים מאורגנים של microwires לשימוש בקלטות אלקטרו יחידה אחת מציגה מספר האתגרים טכניים. שיטות לביצוע טכניקה זו ואת הציוד הדרוש מתוארות. כמו כן, השימוש מועיל של מערכי Microwire מאורגנים להקליט מאזורי משנה עצביים שונים עם סלקטיביות מרחבית גבוהה נדון.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K Views.  Rutgers, the State University of New Jersey.  השתלת מערכים מאורגנים של microwires לשימוש בקלטות אלקטרו יחידה אחת מציגה מספר האתגרים טכניים. שיטות לביצוע טכניקה זו ואת הציוד הדרוש מתוארות. כמו כן, השימוש מועיל של מערכי Microwire מאורגנים להקליט מאזורי משנה עצביים שונים עם סלקטיביות מרחבית גבוה?...

Video: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

אלקטרודה ייצור השרשה ב Aplysia californica עבור הקלטות רב ערוצי עצבית ושרירי ב, חיים שלמים חופשי מתנהג

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

יחידה יחידה ב-vivo הקלטות של התצלובת הראייה של עכברוש

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

תכנון והרכבה של Microdrive קל במיוחד ממונע להקלטות עצביות כרוניות בבעלי חיים קטנים

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

קלטות אלקטרו כפולות של תגובות Astroglial ועצביות עוררו-synaptically בפרוסות ביפוקמפוס חריפות

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

הקלטות ארוכות טווח בו זמנית בשני שלבים עצביים עיבוד במתנהגים דבורי דבש

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

נוהל השתלה קאמרי בעמוד השדרה לאורך<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של כבל עכבר השדרה

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

חוקרים ייצוגי האובייקט בזרם Visual הגבי מקוק באמצעות הקלטות יחיד-יחידה

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

מיפוי מוח fMRI בזמן אמת בבעלי חיים

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

הליך גולגולתי להדמיית פעילויות עצביות בהיפוקמפוס של עכברים מתנהגים

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...