Questo studio è stato sostenuto dal National Institute on Drug Abuse concede DA 006.886 (MOW) e DA 032.270 (DJB).

La massima cura deve essere presa per mantenere condizioni di asetticità (come descritto nella Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 9) durante la preparazione e lo svolgimento della seguente procedura. Il protocollo che segue è conforme alla Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio ed è stato approvato dalla cura degli animali ed uso Comitato Istituzionale, Rutgers University. Si stima che le procedure successive richiederanno 3-6 ore per completare. Impiantare Array Microwire: <ol><li> Inserire animali sotto anestesia utilizzando 50 mg / kg sodio pentobarbital (ip) e amministrare 10 mg / kg di nitrato di atropina metile (IP; Glicopirrolato può essere sostituito) e 0,25 mg di penicillina (300.000 U / ml im) per mantenere la funzione respiratoria e prevenire l&#39;infezione rispettivamente. Nota: Con la lunghezza di 3-6 ore di questa chirurgia impianto, pentobarbital di sodio viene usato perché è conveniente e limita l&#39;esposizione umana alleanestetici (come potrebbe accadere con l&#39;uso prolungato di anestetici a gas), pur fornendo anestesia di lunga durata. Sostituzione di altri anestetici è accettabile. </li><li> Verificare che l&#39;anestesia ha avuto effetto utilizzando il test tail pinch prima di procedere. </li><li> Se necessario, invia alternando iniezioni di ketamina cloridrato (60 mg / kg ip) e sodio pentobarbital (5-10 mg / kg ip) per mantenere l&#39;anestesia durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Shave il cuoio capelluto con una lama da bisturi # 22. </li><li> Disinfettare il cuoio capelluto rasato con povidone iodio. </li><li> Dare iniezioni sottocutanee di bupivacaina (~ 1 mg / kg SC sviluppa su 4 siti di iniezione) per anestetizzare localmente il cuoio capelluto. Lasciare 5-10 min per l&#39;anestetico locale per avere effetto. </li><li> Inserire un lubrificante oftalmico sopra gli occhi per mantenere l&#39;umidità durante l&#39;anestesia. </li><li> Fissare l&#39;animale in bar orecchio e il naso morsetto di un apparato stereotassico. </li><li> Utilizzare punti di riferimento visivi (ad esempio una barra orizzontale sul stertelaio eotaxic) per livellare approssimativamente la testa dell&#39;animale. Questa fase ha il solo scopo approssimativamente a livello del cranio. </li><li> Praticare un&#39;incisione lungo la linea mediana del cuoio capelluto con una lama da bisturi # 11 montato su un supporto bisturi. L&#39;incisione deve estendersi da appena dietro le orecchie alla porzione posteriore dell&#39;osso nasale. </li><li> Utilizzando una spatola dissezione, cancellare il cranio di tutto il tessuto rimanente fino sono stati raggiunti entrambi i crinali cranio laterali e la cresta cranio posteriore. </li><li> Tirare indietro la pelle intorno l&#39;incisione utilizzando un numero di hemostats (6x). </li><li> Pulire il cranio di qualsiasi sangue e lasciarlo asciugare. Se si verifica un sanguinamento residuo, interrompere il sanguinamento residuo con un piccolo strumento cauterizzazione. Assicurare che il cranio rimane pulita e asciutta consente acrilico dentale usati nelle fasi successive di legarsi al cranio permanentemente. </li><li> Mark bregma e lambda (Figura 2D) interpolando l&#39;intersezione delle suture cranio. Un microfono dissezioneROSCOPE è necessario marcare con precisione queste posizioni. </li><li> Attaccare un piccolo oggetto appuntito (ad esempio una spilla o dei denti punta) ad un braccio stereotassico e abbassarlo per determinare la dorsale / ventrale (DV) coordinata bregma e lambda. </li><li> Regolare il morsetto naso fino coordinate DV per bregma e lambda sono entro 100 micron (0,1 mm) di ogni altro. </li><li> Una volta livellato, registrare anteriore / posteriore (AP), mediale / laterale (ML) e DV coordinate di bregma con la posizione del morsetto naso. Controllare due volte le coordinate per la precisione, come il resto della chirurgia dipende dalla precisione di queste coordinate. </li><li> Utilizzare le coordinate misurate per calcolare la ML e coordina AP per i quattro angoli della &quot;finestra cranio&quot; relativo al bregma (cioè craniotomia; la figura 1). La finestra cranio è un rettangolo posizionato proprio attraverso la quale la matrice microconduttori passerà. </li><li> Utilizzare le coordinate calcolate per segnare ilCoordinate finestra teschio sul cranio con un allegato stereotassico punta e inchiostro della penna stilografica. Per ottenere segni precisi, applicare solo una piccola quantità di inchiostro alla punta dell&#39;utensile marcatura con un applicatore di cotone. </li><li> Perforare fuori dalla finestra cranio rimuovendo l&#39;osso in una serie di piccoli strati. <ol><li> Inizia forando gli angoli marcati della finestra in cui sono stati collocati i segni. </li><li> Quindi, collegare gli angoli e delineare la finestra. </li><li> Infine, chiaro l&#39;area all&#39;interno della struttura fino alla profondità di dura madre. Il foro deve essere più ampio (cioè smussato) sotto gli strati superficiali del cranio per garantire che la finestra mantiene una larghezza appropriata dall&#39;alto verso il basso. </li></ol></li><li> Utilizzare microforceps per rimuovere con attenzione i chip qualsiasi osso residuo, detriti, o dura madre all&#39;interno della finestra del cranio. Questo passo è estremamente importante, in quanto questi bit di materiale possono compromettere l&#39;integrità della matrice durante la discesa. Una volta eliminato, si deve tenere the finestra umido con soluzione salina batteriostatica per il resto della chirurgia. </li><li> Posizionare le marcature sul cranio per 5 viti cranio e 1 filo di terra (Figura 1). Queste posizioni varieranno a seconda della regione del cervello mirata. Headstage sarà più sicuro se una vite è posto su ciascuna delle 5 ossa del cranio. Posizionare entrambe le viti del cranio e filo di terra in luoghi che non interferiscono con il posizionamento di matrice Microwire. </li><li> Praticare i fori per le viti cranio e fissare le viti a posto. Le viti devono essere abbassati fino a solo 3-4 discussioni stanno mostrando (o, se si utilizzano viti diverse da quelle raccomandate, abbastanza profonda per attraversare lo spessore del cranio di promuovere la stabilità matrice, ma non troppo in profondità in modo da danneggiare la corteccia). Pulire i filetti delle viti dopo il posizionamento. </li><li> Praticare un foro per il cavo di terra. Abbassare il filo lentamente (più di 1-2 minuti) per il DV obiettivo di coordinare e fissare il filo in posizione utilizzando acrilico dentale. </li><li> Aggiungere acrilico intorno i filidelle viti cranio. Prima si asciuga acrilici, rimuovere eventuali eccessi di cemento che scorre lontano dal filo di terra o viti cranio. Lasciare 15 minuti per l&#39;acrilico dentale ad asciugare / indurire. </li><li> Fissare la matrice al braccio stereotassico. Livellare la matrice e orientarlo in modo che possa esattamente passare attraverso i confini della finestra cranio. </li><li> Mettere salina nella finestra cranio in modo che sia a livello con il cranio. Abbassare la matrice finché si crea una fossetta nella soluzione salina. Questo coordinate serve come livello cranio per la matrice. Utilizzare questo valore per calcolare la coordinata DV finale della matrice. </li><li> Abbassare la matrice lentamente fino a raggiungere la coordinata DV finale. Fermare ogni 1mm discesa ed attendere per alcuni minuti per consentire tessuto cerebrale riprendersi da fossette e per sciogliere la porzione inferiore del polietilenglicole (PEG) sulla matrice (PEG viene utilizzato per mantenere temporaneamente i fili nella loro conformazione riducendo , e si dissolve lentamente in soluzione salina). </li><li> Quando la matrice è di 1 mmdistante dal target, abbassarlo più lentamente fino a raggiungere la destinazione finale. Abbassamento a 0,1-0,2 mm alla volta prima di consentire il tessuto a riposo per un periodo di 5 min mira a preservare il tessuto presso il sito di destinazione, nonché connessioni sinaptiche prossimali. Se l&#39;apparecchiatura è disponibile, precisione abbassamento della matrice può essere assistita mediante un manipolatore motorizzato. </li><li> Sciogliere il restante PEG e utilizzare acrilico dentale per cementare le microfili a posto. Aggiungere più strati di cemento per assicurare che i fili siano sicure e quindi consentire 15-20 min per il cemento per indurire prima di procedere. Questo assicura che i fili non saranno jostled dalla loro posizione finale. </li><li> Costruisci il resto della headstage dell&#39;animale utilizzando acrilico dentale. Utilizzare l&#39;acrilico per incassare le viti cranio, filo di terra, e il connettore per le microfili. Lasciare che il cappello acrilico per indurire a sufficienza prima di procedere. </li><li> Suturare l&#39;incisione cuoio capelluto con suture assorbibili e somministrare 2 ml of salina batteriostatica (sc) per ripristinare l&#39;idratazione da un intervento chirurgico. </li><li> Rimuovere l&#39;animale dalle barre orecchio e posizionare il soggetto in una zona pulita. Osservare l&#39;animale frequentemente durante il recupero post-operatorio fino termoregolazione e di locomozione hanno recuperato. Dopo il recupero dall&#39;anestesia, spostare l&#39;animale in un solo alloggiamento per il resto del recupero post-chirurgico. </li><li> Dare animali monitoraggio postoperatorio quotidiana e la cura nei giorni successivi alla procedura. Recupero da questa procedura è ottimale quando sono consentiti sette o più giorni. </li><li> Dare animali iniezioni di Carprofene (5mg/kg) e Enrofloxacina (5-10 mg / kg) o loro equivalenti durante il recupero per il programma consigliato dal veterinario curante. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

Gli autori non hanno concorrenti interessi finanziari da dichiarare.

Registrazioni extracellulari rappresentano una potente tecnica sperimentale che può essere incorporato in quasi ogni preparazione sperimentale nel campo delle neuroscienze. Fili che sono stati impiantati in array organizzati possono essere seguiti come i loro alberi passano attraverso il cervello e nella loro regione di destinazione (Figura 5A). Quando una piccola lesione post-sperimentale viene creato sulla punta microconduttori noninsulated per creare un piccolo deposito ferro dal filo di acciaio ino...

Registrazioni elettrofisiologiche permettono agli scienziati di esaminare le proprietà elettriche delle cellule biologiche. Nel sistema nervoso centrale, in cui gli impulsi elettrici servono come meccanismo di segnalazione, queste registrazioni sono di particolare importanza per la comprensione funzione neurale 1-2. Durante le registrazioni singola unità a comportarsi animali, un microelettrodo che è stato inserito nel cervello è in grado di registrare i cambiamenti nella generazione di un neurone di potenziali d&#39;azione nel corso del tempo. Mentre molte tecniche permettono di registrare l&#39;attività cerebrale, monoblocco elettrofisiologia è uno dei metodi più precisi consentendo risoluzione a livello di singolo neurone. Quando si desidera un alto grado di specificità spaziale, microfili possono essere utilizzati per indirizzare discreti sotto-nuclei o insiemi di cellule all&#39;interno del brain3. Registrazioni singola unità beneficiano anche di alta risoluzione temporale registrazioni sono accurate a livello di microsecondo. E, in vivo unregistrazioni veglia consentono interazioni circuito intatto, con l&#39;ambiente naturale della afferenti ed efferenti proiezioni, chimico sistemico e influenze ormonali e parametri fisiologici. Segnali neurali sono derivati ​​da input sensoriali, comportamenti motori, elaborazione cognitiva, neurochimica / farmacologia, o una combinazione. Di conseguenza, la segregazione di sensoriali, motorie, cognitive, e chimiche influenze richiede esperimenti ben concepiti, con rischi e controlli efficaci che possono consentire per la valutazione di ciascuna delle influenze di cui sopra. Tutto sommato, le registrazioni a comportarsi animali permettono sperimentatori di osservare l&#39;integrazione di più fonti di informazioni all&#39;interno di un circuito funzionante e per derivare un modello più completo della funzione del circuito. Registrazioni singola unità soffrono anche di una serie di svantaggi, la cui sperimentatore deve essere consapevole. In primo luogo, le registrazioni possono essere difficili da condurre. Infatti, le proprietà di the amplificatori Headstage e le microfili impiantati che permettono specificità spaziale e temporale in queste registrazioni rende anche registrazioni suscettibile all&#39;influenza di segnali elettrici estranei (cioè &quot;disturbo&quot; elettrico). Di conseguenza, la capacità di risolvere i problemi in un sistema elettrofisiologico richiede una comprensione tecnica ben sviluppata di principi e apparecchi elettrofisiologici. E &#39;anche importante notare che, in determinate circostanze, segnali elettrici registrati nelle registrazioni extracellulari possono rappresentare la somma di più segnali neurali. Inoltre, la generalizzazione dell&#39;attività singola unità all&#39;attività popolazione all&#39;interno di una regione bersaglio può spesso essere limitata dal grado di eterogeneità cellulare all&#39;interno della regione bersaglio (ma vedi Cardin 4). Ad esempio, gli elettrodi possono essere prevenuto verso registrazione neuroni di output elevata ampiezza in luogo di altre cellule. L&#39;interpretabilità delle registrazioni singola unità è aumentatacombinando registrazioni con altre tecniche, tra cui, ma non limitatamente a, elettrici (ortodromica o antidromica), chimica (ad es iontoforetico o recettore designer) o optogenetic stimolazione 4, inattivazioni neurali temporanee, esami sensomotori 5, le procedure di disconnessione o immunoistochimica 3. Nel protocollo che segue enumereremo i materiali e le fasi necessarie per impiantare una matrice microconduttori organizzata nel ratto (anche se il protocollo può essere adattato per l&#39;uso in altre specie). Il procedimento e lo stile di array fissi utilizzati nel nostro laboratorio hanno dimostrato affidabile per registrazioni longitudinali e possono sostenere registrazioni della stessa neurone nel tempo per un mese 6-8. Ciò rende questa procedura ideale per l&#39;esame delle risposte fasiche agli stimoli sperimentali, i cambiamenti plastici in risposte neurali, o meccanismi di apprendimento e motivazione.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

In vivo registrazioni elettrofisiologiche nella veglia, animali comportarsi forniscono un potente metodo per la comprensione segnalazione neurale a livello di singola cellula. La tecnica consente sperimentatori di esaminare temporalmente e regionale modelli di cottura specifici al fine di correlare i potenziali d&#39;azione registrati con il comportamento in corso. Inoltre, le registrazioni singola unità possono essere combinati con una pletora di altre tecniche per produrre spiegazioni complete della funzione neurale. In questo articolo, descriviamo l&#39;anestesia e la preparazione per Microwire impianto. Successivamente, annoveriamo l&#39;attrezzatura necessaria e passaggi chirurgici per inserire con precisione una matrice microconduttori in una struttura di destinazione. Infine, descriviamo brevemente l&#39;attrezzatura utilizzata per registrare da ciascun elettrodo nella matrice. Gli array Microconduttori fissi descritti sono particolarmente adatti per l&#39;impianto cronica e consentono registrazioni longitudinali di dati neurali in quasi tutte le Preparati comportamentalion. Discutiamo rintracciamento brani elettrodi per triangolare posizioni Microconduttori nonché modi per combinare microconduttori impianto con tecniche di immunoistochimica per aumentare la specificità anatomica dei risultati registrati.

Un elenco delle attrezzature utilizzate da questo laboratorio per la registrazione di segnali elettrofisiologici possono essere trovate nella tabella 3. Dopo il recupero da un intervento chirurgico,-singole unità sono registrati inserendo un guadagno unitario headstage nel connettore impiantato. Questo headstage è collegato tramite un cavo a un commutatore, che è capace di libera rotazione senza interruzioni nella registrazione elettrofisiologica attraverso l&#39;uso di anelli collettori elettrici. I...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Impiantare array organizzate di microfili per l&#39;uso in single-unit registrazioni elettrofisiologiche presenta una serie di sfide tecniche. Sono descritti metodi per eseguire questa tecnica e le attrezzature necessarie. Inoltre, i frutti di un array Microconduttori organizzati per registrare da sub-regioni neurali distinti con elevata selettività spaziale è discusso.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

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JoVE Journal

Neuroscience

13.2K Views.  Rutgers, the State University of New Jersey.  Impiantare array organizzate di microfili per l'uso in single-unit registrazioni elettrofisiologiche presenta una serie di sfide tecniche. Sono descritti metodi per eseguire questa tecnica e le attrezzature necessarie. Inoltre, i frutti di un array Microconduttori organizzati per registrare da sub-regioni neurali distinti con elevata selettività spaziale è discusso. 

Video: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabbricazione e impianto di elettrodi nel Aplysia californica Per registrazioni multi-canale neurale e muscolare in intatto, Animali liberamente Comportarsi

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

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Neuroscienze

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograda Etichettatura fluorescente Consente mirata extracellulare singola unità di registrazione da parte dei neuroni identificati<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Progettazione e assemblaggio di un ultraleggero motorizzato per Microdrive croniche Recordings neurali in animali di piccola taglia

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Registrazioni simultanee a lungo termine in due fasi neuronale Processing in Comportarsi api

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Una procedura di impianto del Camera spinale per longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging del cavo del mouse spinale

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Indagando su rappresentazioni di oggetti nel macaco dorsale Visual flusso utilizzando registrazioni unitario

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Mappatura cerebrale fMRI in tempo reale negli animali

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedura craniotomia per la visualizzazione delle attività neuronali nell'ippocampo dei topi che si comportano

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of optogenetics, however, requires that safety and efficacy be demonstrated in animal models, ideally in non-human primates (NHPs), because of their neurological similarity to humans. The number of candidate vectors that are potentially useful for neuroscience and medicine is vast, and no high-throughput means to test these vectors yet exists. Thus, there is a need for techniques to make multiple spatially and volumetrically accurate injections of viral vectors into NHP brain that can be identified unambiguously through postmortem histology. Described herein is such a method. Injection cannulas are constructed from coupled polytetrafluoroethylene and stainless-steel tubes. These cannulas are autoclavable, disposable, and have low minimal-loading volumes, making them ideal for the injection of expensive, highly concentrated viral vector solutions. An inert, red-dyed mineral oil fills the dead space and forms a visible meniscus with the vector solution, allowing instantaneous and accurate measurement of injection rates and volumes. The oil is loaded into the rear of the cannula, reducing the risk of co-injection with the vector. Cannulas can be loaded in 10 min, and injections can be made in 20 min. This procedure is well suited for injections into awake or anesthetized animals. When used to deliver high-quality viral vectors, this procedure can produce robust expression of optogenetic proteins, allowing optical control of neural activity and behavior in NHPs.

As currently implemented, optogenetics in non-human primates requires injection of viral vectors into the brain. An optimal injection method should be reliable and, for many applications, capable of targeting individual sites of arbitrary depth that are readily and unambiguously identified in postmortem histology. An injection method with these properties is presented.