1. الإعداد العقيمة من الميدان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ارتداء الملابس المناسبة بما في ذلك غطاء وقناع. ارتداء حماية العين عندما تكون في غرفة المعالجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اعداد منطقة المعالجة. عند استخدام غرفة معالجة، والحفاظ على التشغيل المستمر للمروحة لخلق ضغط إيجابي في الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع كل الإمدادات. تحقق من تواريخ انتهاء الصلاحية، سلامة العبوة، ومؤشر التعقيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل اليدين وارتداء قفازات غير معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح مجموعات معقمة لإنشاء حقل معقمة. عند استخدام غرفة معالجة، ووضع مجموعات على الطاولة وجو معقم و مطهر فتح الكتمان. لا تستخدم 1½ بوصة الخارجية للالتفاف كجزء من حقل معقمة كما يعتبر هذا القطاع غير معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام تقنية العقيم، وفتح وإسقاط البنود العقيمة على حقل معقمة ما لم بالفعل جزءا من حزمة ولم يضف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتقال المجهر بحيث يكون فوق حقل معقمة، بدوره على مصدر للضوء المجهر، وضبط oculars حسب الضرورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> OBTعين نسيج القرنية ليتم تجريد (في وسائل الإعلام المحافظة) ووضعت المقبل إلى المنطقة المعالجة المعقمة المعدة. ترخي غطاء من غرفة عرض وندعه يستريح على رأس عرض قاعدة الغرفة مع أي مواضيع العاملة. تجاهل قفازات غير معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مفتوحة زوج واحد من القفازات المعقمة وثوب معقم مع منشفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء فرك الجراحية. وضعت على ثوب معقم، ثم قفازات معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صناديق أداة مفتوحة حتى يتسنى لجميع الإمدادات يمكن الوصول إليها. مفتوحة الرطوبة ثنى كتيمة لإنشاء منطقة العمل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الإبرة إلى حقنة 5 سم مكعب. باستخدام مرقئ، وإعداد إبرة G 30 عن طريق وضع الانحناء 1 ملم من شطبة، وآخر ينحني 1 ملم من قاعدة (لتشكيل &quot;S&quot; شكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع الزجاج حقنة لوصمة عار الزرقاء التريبان عن طريق وضع المكبس في حقنة والإصبع تشديد المكبس. إرفاق قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق قنية إلى زجاجة حل متوازن الملح (BSS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل كمة منقب من كتلة الفراغوتوضع جانبا. توسيط كتلة فراغ داخل مجال الرؤية من المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل كتلة فراغ إلى التركيز عن طريق ضبط إعدادات المجهر. </li></ol> 2. إجراءات إعداد الأنسجة المانحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع غطاء عرض الغرفة باستخدام مربع احباط كحاجز. مع جهة معاكسة وباستخدام ملقط، فهم بلطف القرنية بواسطة حافة الصلبة لإزالة القرنية. استبدال غطاء عرض الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تماما خفض الحقنة الشفط، ثم وضع القرنية الجانب الظهارية أسفل على كتلة الفراغ وضمان أن يتم توسيط. (الشكل 1) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أقل بلطف على عصابة جلوس إلى كتلة فراغ باستخدام المشاركات دليل. الدخول عن طريق الإفراج عن فراغ ببطء المكبس من الحقنة الشفط. إزالة عصابة جلوس وتوضع جانبا. (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء نقب الجزئي ليسجل من خلال غشاء ديسميه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط التكبير المجهر والتركيز بحيث يتم تصور الأنسجة أيضا. </li><li&gt; الخيمة كتلة فراغ واستخدام الرمح مسحة معقمة وضعها في حوف لإزالة المتوسطة الزائد. (الشكل 3) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ما يكفي من وصمة عار في حوف وصمة عار على حافة غشاء ديسميه سجل. سماح وصمة عار على البقاء على البطانة ل60-90 ثانية. (الشكل 4) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وصمة عار: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إمالة كتلة فراغ صب وصمة عار الخروج من القرنية وعلى الشاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الرماح جراحية لإزالة وصمة عار الزائدة من منطقة الحوفي القرنية، مع الحرص على عدم لمس البطانة. (الشكل 5) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام عدة قطرات من BSS لشطف القرنية من حل تلطيخ، والرماح مسحة معقمة لإزالة الزائدة BSS. (الشكل 6) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 1-2 قطرات من BSS على حافة الصلبة لمنع الأنسجة من التجفيف. كرر حسب الضرورة طوال الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء التشريح الجزئي للغشاء ديسميه: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حيث بدأت أنابيب الاتصالق إلى كتلة فراغ، وذلك باستخدام ملقط مفتوحة، ضع طرف واحد على حافة علامة النتيجة وغشاء منفصل بلطف ديسميه والبطانة بعيدا عن سدى. (الشكل 7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غشاء منفصل ديسميه والبطانة لا يزيد عن 1 مم من الحافة وسجل ومواصلة تشريح 360 درجة حولها. (الشكل 8). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملاحظة موقع أي الدموع الصغيرة عن طريق وضع نقطة على كتلة فراغ مع علامة الجلد. ملاحظة: إذا لم منقب اختراق تماما من خلال غشاء ديسميه، استخدم حافة مشطوف من مستعدة إبرة 30 G لاستكمال النتيجة من خلال غشاء ديسميه عند الضرورة، تليها التطبيق الثاني من تلطيخ حسب الحاجة. إذا الإلتصاق غشاء ديسميه ويعوق التشريح الجزئي، وإزالة البطانة خارج منطقة trephinated حسب الحاجة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط لإزالة أي علامات البطانية التي تتداخل علامة النتيجة. </li> &lt;لى&gt; النظر في موقع دموع الصغرى تميزت سابقا وتدوير كتلة فراغ بحيث الأكبر هو في 06:00. هذا وسوف تصبح العامل الحاسم في رفرف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، فهم غشاء ديسميه عند الساعة 12 ظهرا. فصل بلطف غشاء ديسميه من سدى بواسطة تقشير نحو المفصلي. إنشاء المفصلي من خلال وقف الفصل 2 ملم من علامة النتيجة. ملاحظة: الحواف المحيطية من دحرج ستبدأ في التمرير خلال الفصل. (الشكل 9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بلطف رفرف إلى مكانه مرة أخرى على سدى. استخدام BSS ومسحة الرماح إلى unscroll البطانة وإعادته إلى موضعه الأصلي. (الشكل 10A-C) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة السائل المتبقي من بين الغشاء ديسميه وسدى بالحراب مسحة معقمة حتى يبقى رفرف في الموقف. (الشكل 11) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الرماح مسحة معقمة لامتصاص أي رطوبة الزائدة من الصلبة بالقرب من المفصلي. استخدام علامة الجلد لرسمن رأس السهم على الحافة الصلبة مشيرا إلى وسط المفصلي، وإزالة أي الحبر الزائد باستخدام مسحة الرمح العقيمة. (الشكل 12) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن فراغ بالضغط على مكبس الحقنة متصلا كتلة فراغ. بينما انسحبت فراغ، استخدام الملقط لإزالة القرنية من كتلة فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع غطاء عرض الغرفة باستخدام مربع احباط كحاجز. وضع القرنية في قاعة عرض، والبطانية حتى الجانب، واستبدال غطاء عرض الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات المذكورة أعلاه الإجراء مع زميله القرنية، إن وجدت. استخدام الشاش لتنظيف كتلة فراغ قبل معالجة الأنسجة الثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إحكام الغطاء غرفة العرض (ق) وإزالة أنسجة من منطقة المعالجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كسر المجال المعقم عن طريق التخلص من البنود وفقا لخطة إدارة النفايات Biohazardous. إزالة القفازات الملوثة، وثوب. غسل اليدين وارتداء قفازات غير معقمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء بعد خفض تقييم المصباح الشقي والمجهري براق القرنية (ق)وتسجيل النتائج. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+From+DLEK+to+DMEK.">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li><li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+'No-Touch'+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li><li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty.">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li><li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> 2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis. , (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+endothelial+keratoplasty.">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li><li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty.">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847 (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery:+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance.">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li><li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea.">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty. , (2009).</li><li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+(DMEK-S).">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383 (2013).</li><li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li><li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li><li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet&#8217;s+membrane+endothelial+keratoplasty.">Corneal higher-order aberrations after Descemet&#8217;s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+endothelial+keratoplasty.">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li><li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+(DMEK).">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li></ol>

حسن TAUSIF والدكتور Navasuja شاندراسيكاران ليس لديهم ما يكشف. الدكاترة. ميان، Shtein، وودوارد هي المديرين الطبيين للبنك العيون ميشيغان. السيد Mavin، السيد تيتوس، والسيدة جونسون هم موظفون من الغرب الأوسط بنوك العيون.

طبقة الخلايا البطانية القرنية تلعب دورا حاسما في الحفاظ على وضوح من خلال القرنية الجفاف. أمراض الخلايا البطانية يمكن أن يؤدي إلى ضعف البصر كبير. يهدف DMEK لتحل محل الخلايا البطانية المريضة مع الكسب غير المشروع المانحة تتألف من الغشاء وطبقة الخلايا البطانية ديسميه. إعد...

البطانية القرنية (EK) حلت محل بسرعة اختراق القرنية (PKP) كما الإجراء المفضل لعلاج الأمراض البطانية تمثل أكثر من 50٪ من جميع عمليات زرع أجريت في الولايات المتحدة في عام 2012 6. PKP محدودة بسبب إعادة التأهيل البصري لفترة طويلة مع الاستجماتيزم عالية الانكسار وعدم الاستقرار، وفقدان النزاهة العالم ومضاعفات خياطة. إجراءات EK الجيل المبكر، بما في ذلك ديب رقائقي غشائي keratoplasty (dlek تم) وشملت تشريح اليدوي سدى القرنية مع زرع جزئية سمك الأنسجة المانحة. وكانت هذه الإجراءات ناجحة في زراعة الأنسجة البطانية المانحة مع الحفاظ على سطح القرنية سليمة ولكنها كانت صعبة من الناحية الفنية وأسفرت تقتصر أفضل تصحيح البصر بسبب واجهة رقائقي القرنية غير منتظمة 1. الإجراء EK الحالي الاختيار هو ديسميه تجريد غشائي keratoplasty (DSEK) الذي يقدم كلار القرنيةإيتي مع انتعاش أسرع من الرؤية، ويقلل من الأخطاء الانكسارية بعد العملية الجراحية والاستجماتيزم، ويقلل خطر الصدمة تفزر الجرح مع الحفاظ على سطح القرنية 7. ويشمل هذا الإجراء إزالة غشاء ديسميه المريضة والبطانة والاستبدال الجزئي مع سمك المانحة نسيج القرنية تتكون طبقة جديدة الخلايا البطانية. يتم تشريح القرنية المانحة مع مبضع القرنية المجهري لإعداد الأنسجة الخلفي يجري زرعها 8. وقد تم إعداد الأنسجة المانحة بالعين البنوك دورا أساسيا في النمو السريع، ويمكن القول أن نجاح هذا الإجراء. وبالقرب زيادة 16 أضعاف في إجراءات DSEK في الولايات المتحدة بين عامي 2005 و 2012 يتوافق مع ما يقرب من نصف الأنسجة التي يجري إعدادها حاليا من قبل العين البنوك 6. على الرغم من DSEK يمكن تحسين حدة البصر إلى 20/40 أو أفضل، ومعظم المرضى لا تحقق 20/20 الرؤية بسبب الضباب واجهة انسجة زيادة الضوءمبعثر من إضافة المانحة الأنسجة اللحمية 7. قد تقدم هذه التقنية الجراحية EK إلى ديسميه غشاء القرنية غشائي (DMEK) الذي ينطوي على زرع غشاء المانحة الوحيد ديسميه (DM) والبطانة. هذا الإجراء يحتوي على نسبة أعلى من المرضى الذين 20/20 تحقيق رؤية والانتعاش بشكل أسرع وبصرية وانخفاض خطر الرفض البطانية 9. ومع ذلك، وإعداد الأنسجة المانحة هو أكثر تحديا نظرا لأبعاد الفساد أرق.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

ديسميه غشاء القرنية غشائي (DMEK) هو شكل من أشكال زرع القرنية التي يتم إدخال طبقة واحدة فقط خلية، وبطانة القرنية، جنبا إلى جنب مع الغشاء القاعدي في (غشاء ديسميه) على المستلم الخلفي سدى 3. على عكس ديسميه تجريد الآلي غشائي keratoplasty (DSAEK)، حيث قدم سدى إضافي من المانحين، يتم إنشاء أي واجهة غير طبيعية سدى إلى سدى. ونتيجة لذلك، يتم الحفاظ على التشريح الطبيعي للقرنية أكبر قدر ممكن مما يسمح لتحسين الانتعاش مرة وحدة البصر 4. البطانية القرنية (EK) هو الإجراء المفضل لعلاج ضعف البطانية. وتشمل مزايا EK الانتعاش السريع للرؤية، والمحافظة على سلامة العين والحد الأدنى من التغيير الانكسار بسبب استخدام صغيرة، شق الطرفية 1. DSAEK يستخدم الأنسجة المانحة أعدت مع الجزئي سدى وسمك البطانة. والتالى السريعأعدت وفاق سطيف ويمكن أن يعزى استخدام هذا الإجراء لتوافر العين بنك الأنسجة قبل القطع. وتشمل فوائد إعداد العين البنك من الأنسجة المانحة القضاء على الحاجة إلى المعدات المتخصصة في غرفة العمليات وتوفر نسخة احتياطية الأنسجة المانحة في حالة ثقب الأنسجة أثناء التحضير. وبالإضافة إلى ذلك، وإعداد كميات كبيرة من الأنسجة المانحة قبل الفنيين العين البنك قد توفر تحسين نوعية الأنسجة المانحة. DSAEK قد حدت من الأفضل تصحيح البصر بسبب إنشاء واجهة اللحمية بين المتبرع والمتلقي القرنية. القضاء على هذه الواجهة مع زرع غشاء المانحة الوحيد ديسميه والبطانة في DMEK قد تحسين النتائج البصرية وتقليل المضاعفات بعد EK 5. على غرار DSAEK، والنجاح على المدى الطويل وقبول DMEK تعتمد على سهولة توافر القطع، أعدت العين بنك الأنسجة المانحة. هنا نقدم نهج متدرج لإعداد الأنسجة المانحة التي قد تقلل بعض باريتواجه أصحاب العين البنوك في توفير الطعوم DMEK.

الفصل السليم للDM والبطانة من سدى أمر ضروري في إعداد الأنسجة قبل القطع لDMEK. خمسون القرنيات المانحة مع متوسط ​​عمر 65 ± 6 سنوات (المدى 55-75)، الموت لوقت المعالجة من 5.9 ± 2.3 أيام (المدى 1-10) وكثافة الخلايا البطانية (تنمية الطفولة المبكرة) من 2،616 ± 321 خلية / ملم 2 ( واستخدمت ?...

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty at JoVE.com

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

القرنية البطانية هي تقنية جراحية تتطور باستمرار ونتيجة التقدم في زرع الطعوم أرق مع كل الخلافة 1. هنا نقدم تقنية لتسيطر تشريح الأنسجة اليدوية للسماح الفصل الآمن وتكرار من البطانة والأغشية ديسميه من أزرار لزرع القرنية والصلبة المانحة 2.

القرنية تحضير الأنسجة المانحة لديسميه غشاء القرنية غشائي

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

corneal-donor-tissue-preparation-for-descemet-s-membrane-endothelial

Research

JoVE Journal

Medicine

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

15.2K Views.  University of Michigan.  القرنية البطانية هي تقنية جراحية تتطور باستمرار ونتيجة التقدم في زرع الطعوم أرق مع كل الخلافة 1. هنا نقدم تقنية لتسيطر تشريح الأنسجة اليدوية للسماح الفصل الآمن وتكرار من البطانة والأغشية ديسميه من أزرار لزرع القرنية والصلبة المانحة ...

Video: Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

استئصال الكلية ميناء واحد للمتبرعين

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

القرنية تحضير الأنسجة من الجهات المانحة لغشائي keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

إعداد و<em&gt; في المختبر</em&gt; توصيف ممغنط مير تعديل الخلايا البطانية

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

السابقين فيفو الجهاز القرنية الثقافة النموذجية لالتئام الدراسات

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

نموذج ثقافة الجهاز البطانية القرنية الخنازير باستخدام أزرار القرنية الانقسام

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

تطوير نموذج تجريبي غير باضع بمساعدة الليزر لفقدان الخلايا الانهوفية القرنية

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

نموذج التآكل الظهاري لدراسة التئام جروح القرنية

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

بروتوكول زرع قلب غير متجانس من لحم الخنزير لتوصيل العلاجات إلى ألوغرافت القلب

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet's Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the whole cornea or Descemet's membrane. Recent developments in ocular surgery have established Descemet's Stripping Only (DSO), a surgical technique in which a central circle of guttae-dense Descemet's membrane is removed to allow for the migration of CECs onto the smooth stroma, restoring function and vision to the cornea. While this potential treatment option is of high interest in the field of ophthalmic research, no successful ex vivo models of DSO have been established and clinical data is limited. This work presents a novel wound-healing model simulating DSO in human donor corneas. Using this approach to evaluate the efficacy of the human engineered FGF1 (NM141), we found that treatment accelerated healing via stimulation of migration and proliferation of CECs. This finding was confirmed in 11 pairs of human corneas with signs of dystrophy reported by the eye banks in order to verify that these results can be replicated in patients with Fuchs' Dystrophy, as the target population of the DSO procedure.

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet&#039;s Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Descemet's Stripping Only is an experimental procedure wherein patients with central corneal guttae resulting from Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy have Descemet's membrane stripped for peripheral cells to regenerate the endothelial layer. We present novel methodology simulating DSO in dystrophic human corneas ex vivo with accelerated healing stimulated by eFGF1 (NM141).

نموذج لزراعة أعضاء القرنية البشرية لتجريد Descemet فقط مع الشفاء المتسارع الذي يحفزه عامل نمو الخلايا الليفية المصمم هندسيا 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

إعداد أنسجة عضلة القلب البشرية للزراعة على المدى الطويل

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...