1 Impostazione del campo sterile <ol><li> Don adeguato abbigliamento compreso tappo e la maschera. Indossare occhiali protettivi quando in camera di trasformazione. </li><li> Preparare la zona di trasformazione. Quando si utilizza un locale, mantenere il funzionamento continuo del ventilatore per creare pressione positiva nella camera. </li><li> Raccogliere tutte le forniture. Controllare le date di scadenza, integrità della confezione, e indicatore di sterilizzazione. </li><li> Lavarsi le mani e indossare guanti non sterili. </li><li> Aprite i kit sterili per stabilire un campo sterile. Quando si utilizza un locale per il trattamento, posizionare i kit sul tavolo e asettico aprire le avvolge. Non utilizzare le esterne 1 ½ pollici di involucro come parte del campo sterile in quanto questo segmento è considerato non sterile. </li><li> Usando una tecnica asettica, aperto e rilasciare gli elementi sterili sul campo sterile se non è già parte del pacchetto premade. </li><li> Spostare microscopio in modo che sia al di sopra del campo sterile, attivare la sorgente luminosa del microscopio, e regolare oculari come necessario. </li><li> OBTtessuto corneale ain a essere spogliato (nei mezzi di conservazione) e posto vicino alla zona di lavorazione sterile preparata. Allentare il tappo della camera d&#39;osservazione e lasciare riposare sulla parte superiore della visualizzazione di base della camera senza fili impegnati. Eliminare i guanti non sterili. </li><li> Aprire un paio di guanti sterili e camice sterile con un asciugamano. </li><li> Eseguire lavaggio chirurgico. Indossare camice sterile, quindi guanti sterili. </li><li> Scatole strumento aperto in modo che tutte le forniture sono accessibili. Aprire umidità telo impermeabile per creare l&#39;area di lavoro. </li><li> Collegare l&#39;ago a una siringa da 5 cc. Utilizzando un emostatico, preparare il ago G 30 disponendo una curva 1 mm dalla smussatura, e un&#39;altra curva 1 mm dalla base (per formare una forma a &quot;S&quot;). </li><li> Montare la siringa di vetro per il trypan macchia blu inserendo lo stantuffo nella siringa e il dito stringendo lo stantuffo. Allega cannula. </li><li> Fissare la cannula per la bottiglia di soluzione salina bilanciata (BSS). </li><li> Separare il pugno trapano dal blocco vuotoe mettere da parte. Centra il blocco vuoto all&#39;interno del campo visivo del microscopio. </li><li> Portare il blocco vuoto a fuoco regolando le impostazioni del microscopio. </li></ol> 2 Procedura di donatore di tessuti Preparazione <ol><li> Sollevare il coperchio della camera di visualizzazione utilizzando un foglio quadrato come una barriera. Con la mano opposta e con pinze, afferrare delicatamente cornea da sclera RIM per eliminare cornea. Sostituire il coperchio della camera di osservazione. </li><li> Completamente deprimere la siringa di aspirazione, quindi posizionare cornea lato epiteliale verso il basso sul blocco vuoto e assicurarsi che sia centrato. (Figura 1) </li><li> Posti a sedere leggermente inferiore al blocco vuoto con i posti di guida. Engage vuoto rilasciando lentamente pistone della siringa di aspirazione. Rimuovere l&#39;anello di posti a sedere e mettere da parte. (Figura 2). </li><li> Eseguire una trapanazione parziale di segnare attraverso la membrana di Descemet. </li><li> Regolare microscopio zoom e messa a fuoco in modo che il tessuto sia ben visualizzato. </li><li&gt; Inclinare il blocco vuoto e utilizzare una lancia tampone sterile posto al limbus per rimuovere eccesso di terreno. (Figura 3) </li><li> Posizionare abbastanza macchia al limbus a macchiare il bordo della membrana di Descemet segnato. Lasciare che la macchia di rimanere sull&#39;endotelio per 60-90 sec. (Figura 4) </li><li> Rimuovere macchia: <ol><li> Inclinare il blocco vuoto per versare la macchia della cornea e sul tampone di garza. </li><li> Utilizzare le lance chirurgici per rimuovere l&#39;eccesso macchia dalla zona limbare della cornea, facendo attenzione a non toccare l&#39;endotelio. (Figura 5) </li></ol></li><li> Utilizzare alcune gocce di BSS per sciacquare la cornea di soluzione colorante, e lance tampone sterile per rimuovere l&#39;eccesso BSS. (Figura 6) </li><li> Mettere 1-2 gocce di BSS sul cerchio sclera per impedire tessuto da essiccazione. Ripetere, se necessario, durante tutta la procedura. </li><li> Eseguire dissezione parziale della membrana di Descemet: <ol><li> Cominciando dove collegare il tubos al blocco vuoto, utilizzando pinze aperte, mettere una punta al bordo del segno partitura e la membrana leggermente separati di Descemet e l&#39;endotelio lontano dal stroma. (Figura 7). </li><li> Membrana separata di Descemet e l&#39;endotelio non più di 1 mm dal bordo segnato e continuare la dissezione a 360 ° intorno. (Figura 8). </li><li> Nota la posizione di eventuali micro lacrime mettendo un punto sul blocco vuoto con il marcatore pelle. NOTA: Se il trapano non penetrare completamente attraverso la membrana di Descemet, utilizzare il bordo smussato del preparato 30 ago G per completare il punteggio attraverso la membrana di Descemet, se necessario, seguita da una seconda applicazione di colorazione, se necessario. Se adesività della membrana di Descemet ostacola la dissezione parziale, rimuovere l&#39;endotelio di fuori dell&#39;area trephinated come necessario. </li></ol></li><li> Usare pinze per rimuovere eventuali tag endoteliali che si sovrappongono il marchio punteggio. </li> &lt;li&gt; Si consideri la posizione del micro lacrime precedentemente segnalati e ruotare il blocco vuoto in modo che il più grande è a ore 6. Questo diventerà il cardine del lembo. </li><li> Utilizzando le pinze, afferrare la membrana di Descemet alle ore 12. Separare delicatamente la membrana di Descemet dallo stroma mediante pelatura verso la cerniera. Creare la cerniera bloccando la separazione 2 mm dal marchio punteggio. NOTA: i bordi periferici del lembo inizieranno a scorrere durante la separazione. (Figura 9). </li><li> Adagiare il lembo posteriore in posizione sul stroma. Utilizzare BSS e tampone lance per unscroll l&#39;endotelio e riportarlo alla sua posizione originale. (Figura 10A-C) </li><li> Rimuovere il liquido residuo dal tra la membrana di Descemet e stroma con lance tampone sterile in modo che il lembo rimane in posizione. (Figura 11) </li><li> Utilizzare lance tampone sterile per assorbire l&#39;umidità in eccesso dalla sclera vicino alla cerniera. Utilizza l&#39;indicatore pelle per disegnare unn punta di freccia sul cerchio sclera che punta al centro della cerniera, rimuovere l&#39;inchiostro in eccesso con un tampone sterile lancia. (Figura 12) </li><li> Rilasciare vuoto premendo il pistone della siringa collegata al blocco vuoto. Mentre il vuoto è disinserito, utilizzare pinze per rimuovere cornea dal blocco vuoto. </li><li> Sollevare il coperchio della camera di visualizzazione utilizzando un foglio quadrato come una barriera. Posizionare la cornea nella camera di osservazione, lato endoteliale, e sostituire il coperchio della camera di osservazione. </li><li> Ripetere i passaggi precedenti procedura con compagno di cornea, se applicabile. Usare una garza per pulire il blocco vuoto prima di elaborare il secondo tessuto. </li><li> Serrare il coperchio della camera di osservazione (s) e rimuovere il tessuto dalla zona di lavorazione. </li><li> Abbattere il campo sterile da cessione di articoli secondo Biologicamente Piano di gestione dei rifiuti. Rimuovere i guanti contaminati, e abito. Lavarsi le mani e indossare guanti non sterili. </li><li> Eseguire post-cut valutazione lampada a fessura e la microscopia speculare della cornea (s)e registrare i risultati. </li></ol>

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Hassan Tausif e il dottor Navasuja Chandrasekaran hanno nulla da rivelare. Drs. Mian, Shtein, e Woodward sono dirigenti medici per la Banca degli Occhi del Michigan. Mr. Mavin, il signor Tito, e la signora Johnson sono dipendenti di Midwest Banche degli Occhi.

Lo strato di cellule endoteliali corneali gioca un ruolo fondamentale nel mantenimento della chiarezza della cornea attraverso la disidratazione. Malattie delle cellule endoteliali possono provocare significativa compromissione visiva. DMEK mira a sostituire le cellule endoteliali malate con un innesto donatore costituito da membrana e strato di cellule endoteliali di Descemet. Donatori preparazione dei tessuti con un DM intatta e adeguata conta delle cellule endoteliali sono fondamentali per la sopravvivenza del tessut...

Cheratoplastica endoteliale (EK) si è rapidamente sostituito cheratoplastica perforante (PKP), come la procedura di scelta per il trattamento di malattie endoteliali rappresentano oltre il 50% di tutti i trapianti eseguiti negli Stati Uniti nel 2012 6. PKP è limitata dalla riabilitazione visiva prolungato con alta astigmatismo e l&#39;instabilità di rifrazione, la perdita di integrità globo e le complicanze legate sutura. Procedure primi EK generazione, tra cui Profondo lamellare endoteliale Cheratoplastica (DLEK) coinvolto dissezione manuale di stroma corneale con trapianto di tessuto dello spessore del donatore parziale. Queste procedure sono riusciti a trapianto endoteliale tessuto del donatore, pur mantenendo una superficie corneale integro ma erano tecnicamente impegnativo e portato a limitata acuità visiva meglio corretta a causa di un irregolare della cornea lamellare 1 interfaccia. La procedura EK attuale di scelta è di Descemet Stripping Endothelial Keratoplasty (DSEK) che offre clar cornealelità con recupero più rapido della visione, minimizza postoperatorio errore di rifrazione e astigmatismo, e diminuisce il rischio di deiscenza della ferita traumatica, pur mantenendo la superficie corneale 7. Questa procedura comporta la rimozione della membrana di Descemet e l&#39;endotelio malata e la sostituzione con parziale donatore spessore del tessuto corneale comprendente un nuovo strato di cellule endoteliali. La cornea del donatore è sezionato con un microcheratomo per preparare il tessuto posteriore, essendo trapiantato 8. Preparazione del tessuto donatore dall&#39;occhio-banche è stato determinante per la rapida crescita e, probabilmente, il successo di questa procedura. Il prossimo aumento di 16 volte nelle procedure DSEK negli Stati Uniti tra il 2005 e il 2012 corrisponde a quasi la metà del tessuto in corso di preparazione da parte delle banche degli occhi-6. Anche se DSEK può migliorare l&#39;acuità visiva a 20/40 o meglio, la maggior parte dei pazienti non raggiungono 20/20 a causa di interfaccia stromale foschia e maggiore lucedisperdere l&#39;aggiunta di donatore del tessuto stromale 7. La tecnica chirurgica EK è progredita al di Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) che prevede il trapianto di membrana unico donatore di Descemet (DM) ed endotelio. Questa procedura ha una maggiore percentuale di pazienti che raggiungono 20/20, più veloce recupero visivo, e un minor rischio di rigetto endoteliale 9. Tuttavia, la preparazione del tessuto del donatore è più difficile a causa delle dimensioni più sottili innesto.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

Di Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) è una forma di trapianto di cornea in cui solo uno strato di singola cellula, l&#39;endotelio corneale, insieme alla sua membrana basale (membrana di Descemet) viene introdotto sul stroma posteriore del destinatario 3. A differenza di Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), dove viene introdotto stroma donatore aggiuntivo, viene creata alcuna interfaccia innaturale stroma-to-stroma. Come risultato, la naturale anatomia della cornea è conservato il più possibile consentendo un migliore tempo di recupero e acuità visiva 4. Cheratoplastica endoteliale (EK) è la procedura di scelta per il trattamento della disfunzione endoteliale. I vantaggi di EK includono un rapido recupero della visione, la conservazione dell&#39;integrità oculare e il minimo cambiamento di rifrazione a causa di uso di una piccola incisione periferica 1. DSAEK utilizza tessuto del donatore preparato con parziale stroma spessore e endotelio. La rapida success e l&#39;utilizzo di questa procedura può essere attribuito alla disponibilità di eye-banca preparati tessuti pretagliati. I vantaggi di preparazione eye-banca del tessuto del donatore includono l&#39;eliminazione del bisogno di attrezzature specializzate in sala operatoria e la disponibilità di back up tessuto del donatore in caso di perforazione del tessuto durante la preparazione. Inoltre, la preparazione ad alto volume di tessuto del donatore da parte di tecnici eye-Banca può fornire una migliore qualità del tessuto del donatore. DSAEK può aver limitato migliore acuità visiva corretta a causa della creazione di una interfaccia stromale tra il donatore e il ricevente della cornea. L&#39;eliminazione di questa interfaccia con il trapianto di membrana unico donatore di Descemet e l&#39;endotelio nella DMEK possono migliorare i risultati visivi e ridurre le complicanze dopo EK 5. Simile a DSAEK, successo a lungo termine e l&#39;accettazione di DMEK dipende dalla facilità di disponibilità di pretagliati, eye-banca preparato tessuto del donatore. Qui vi presentiamo un approccio graduale alla preparazione dei tessuti del donatore che possono ridurre alcuni barriERS oculari banche affrontano nella fornitura di innesti DMEK.

La corretta separazione dei DM e endotelio da stroma è essenziale nella preparazione di tessuti pretagliati per DMEK. Cinquanta cornee dei donatori con una età media di 65 ± 6 anni (range 55-75), la morte di tempo di elaborazione di 5,9 ± 2,3 giorni (range 1-10) e la densità delle cellule endoteliali (ECD) di 2.616 ± 321 cellule / mm 2 ( gamma 2,049-3,247) sono stati utilizzati per valutare la fattibilità e la riproducibilità della tecnica di preparazione chirurgica da due tecnici della banca degli oc...

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Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Cheratoplastica endoteliale è una tecnica chirurgica in continua evoluzione come risultato progressi nel trapianto di innesti sottili con ogni successione 1. Qui vi presentiamo una tecnica per la dissezione dei tessuti manuale controllato per consentirne la sicura separazione e ripetibile di endotelio e la membrana di Descemet da donatori pulsanti corneosclerale per il trapianto 2.

Corneale Preparazione donatore di tessuti per di Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

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Research

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Medicine

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

15.2K Views.  University of Michigan.  Cheratoplastica endoteliale è una tecnica chirurgica in continua evoluzione come risultato progressi nel trapianto di innesti sottili con ogni successione 1. Qui vi presentiamo una tecnica per la dissezione dei tessuti manuale controllato per consentirne la sicura separazione e ripetibile di endotelio e la membrana di Descemet da donatori pulsanti corneosclerale per il trapianto 2. 

Video: Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Porta singola donatori nefrectomia

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Ricerca

Medicina

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

Preparazione del tessuto corneale dei donatori per Keratoplasty Endothelial

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

preparazione e<em&gt; In Vitro</em&gt; Caratterizzazione di magnetizzato miR-modificato cellule endoteliali

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Un modello di cultura dell'organo endoteliale porcina utilizzando i pulsanti corneali divisi

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Sviluppo di un modello sperimentale non invasivo e assistito dal laser della perdita di cellule endoteliali corneale

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Un modello di abrasione epiteliale per lo studio della guarigione delle ferite corneali

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Un protocollo di trapianto di cuore eterotopico suino per la somministrazione di terapie a un allotrapianto cardiaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet's Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the whole cornea or Descemet's membrane. Recent developments in ocular surgery have established Descemet's Stripping Only (DSO), a surgical technique in which a central circle of guttae-dense Descemet's membrane is removed to allow for the migration of CECs onto the smooth stroma, restoring function and vision to the cornea. While this potential treatment option is of high interest in the field of ophthalmic research, no successful ex vivo models of DSO have been established and clinical data is limited. This work presents a novel wound-healing model simulating DSO in human donor corneas. Using this approach to evaluate the efficacy of the human engineered FGF1 (NM141), we found that treatment accelerated healing via stimulation of migration and proliferation of CECs. This finding was confirmed in 11 pairs of human corneas with signs of dystrophy reported by the eye banks in order to verify that these results can be replicated in patients with Fuchs' Dystrophy, as the target population of the DSO procedure.

Descemet's Stripping Only is an experimental procedure wherein patients with central corneal guttae resulting from Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy have Descemet's membrane stripped for peripheral cells to regenerate the endothelial layer. We present novel methodology simulating DSO in dystrophic human corneas ex vivo with accelerated healing stimulated by eFGF1 (NM141).

Un modello di coltura di organi corneali umani dello stripping di Descemet solo con guarigione accelerata stimolata dal fattore di crescita dei fibroblasti ingegnerizzato 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Preparazione del tessuto miocardico umano per la coltivazione a lungo termine

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

Trapianto di cuore in vivo per studiare la transizione da endotelio a mesenchimale

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

Autore in primo piano: Un modello di trapianto di cuore di ratto eterotopico neonatale per lo studio della transizione da endotelio a mesenchimale  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

Un modello di trapianto di cuore di ratto eterotopico neonatale per lo studio della transizione da endoteliale a mesenchimale

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...