This work is supported by a National Science Foundation award (1145581) to LWG.

ملاحظة: تم إجراء الإجراء بأكمله وفقا للمبادئ التوجيهية للمعاهد الوطنية للصحة، التي وافقت عليها لجنة رعاية واستخدام الحيوان من جامعة إلينوي في شيكاغو. 1. حلول والثقافة وسائل الإعلام الاستعدادات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء جميع الحلول في -20 درجة مئوية لمدة تصل إلى ستة أشهر. إبقاء وسائل الإعلام الثقافة في 4 درجة مئوية لمدة تصل إلى 3 أشهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 100 مل من وسائل الإعلام والثقافة عن طريق خلط 1 مل من محلول القلم بكتيريا و 1 مل من ITSX (الانسولين ترانسفيرين-مكملات السيلينيوم) إلى 100 مل مع DMEM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل انزيم عن طريق خلط 250 مل من DMEM 2.5 مل من 100 مم CaCl 2، و 2.5 مل من 50 ملي EDTA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل تعطيل عن طريق خلط 225 مل من DMEM، 25 مل من FBS، 625 ملغ من الزلال، و 625 ملغ مثبط التربسين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل ولوك من 154 مم كلوريد الصوديوم، 5.6 ملي بوكل، 5.0 ملي HEPES، NaHCO3 3.6 ملم، 5.6 ملم الجلوكوز. ضبط درجة الحموضة إلى 7.3 مع هيدروكسيد الصوديوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">إعداد بولي د يسين (PDL) حل 50 ملغ / مل. استخدام تركيز النهائي من 1 ملغ / مل إلى coverslips معطف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد حل خارج الخلية من 140 مم كلوريد الصوديوم، 5 ملي بوكل، 2 مم CaCl 2، 1 ملم MgCl 2 و 10 ملي HEPES، هيدروكسيد الصوديوم، و 10 ملي الجلوكوز. ضبط درجة الحموضة إلى 7.3 مع هيدروكسيد الصوديوم مع الأسمولية من ~ 310 نانومول / كجم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل ماصة من 50 ملي كلوريد الصوديوم، و 100 ملي TEACl، 5 ملي بوكل، 2 مم CaCl 2، 1 ملم MgCl 2 و 10 ملي HEPES. ضبط درجة الحموضة إلى 7.3 مع هيدروكسيد الصوديوم مع الأسمولية من ~ 290 نانومول / كجم. </li></ol> 2. الغدة الكظرية عزل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأوتوكلاف زوج من مقص تشريح الكبيرة والصغيرة واثنين من أزواج من ملقط. ارتداء القفازات أثناء العملية برمتها ووضع علبة تشريح في دلو الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الفئران التي اتخذت في يوم 0-3. الموت ببطء الحيوانات مع الضغط دبابة CO 2 تليها قطع الرأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستفادة من مجموعة أصغر من مقص لقطع أسفل الجزء الخلفي من الجرو التالية من العمود الفقري العنقية<html> كال لالذيلية المنطقة. تأكد من قطع سطحي تحت الجلد وليس بيرس في تجويف الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل، قشر الجلد بعيدا عن العمود الفقري لذلك يتعرض هذا الجهاز العضلي أن يكون لها رؤية واضحة للعمود الفقري. من هنا، اجراء خفض transectional في الحبل الشوكي عنق الرحم ثم جعل اثنين تخفيضات موازية على طول جانبي العمود الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع زوج واحد من ملقط يمسك الجسم الرئيسي للحيوان، استخدام زوج آخر من ملقط لانتزاع العمود الفقري وقشر الظهر العمود الفقري حتى تتعرض الكلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذه اللحظة، تصور الغدد الكظرية على قمة الكليتين. ثم ضع بعناية الغدد اثنين من كل حيوان في أنبوب مخروطي الشكل مملوءة بمحلول لوك. ملاحظة: في بعض الأحيان سوف الغدد التمسك ملقط. إذا كانت هذه هي الحالة، استخدم بلطف زوج آخر من ملقط للمساعدة في إزالة الغدد من ملقط والى حل للوك. يمكن أن تبقى الغدد في هذه الحالة لمدة تصل إلى 2 ساعة. </li></ol>ه &quot;&gt; 3. الهضم الأنسجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في غضون ذلك، فقاعة الحل الانزيم مع 5٪ CO 2 + 95٪ O 2 لمدة 15 دقيقة قبل الاستخدام. ضمان أن الحل معايرتها يتحول من اللون الوردي مشرق في اللون وردي / برتقالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة غراء إلى حل انزيم فقاعات حديثا بتركيز نهائي من 20-25 وحدة / مل. احتضان كل زوج من الغدد من كل حيوان ل40-60 دقيقة عند 37 درجة مئوية في حل الانزيم مع غراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 75٪ من الحل تعطيل لكل أنبوب، واحتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة أخرى. هذه الحضانة يثبط نشاط نشاط انزيم غراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد حضانة 10 دقيقة مع الحل تعطيل، ونقل بلطف الغدد في أنبوب المسمى حديثا ثم يغسل الغدد 3X مع وسائل الإعلام الثقافة. </li></ol> 4. خلية التفكك والتصفيحات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الغسيل، ووضع الغدد اثنين الى 200 ميكرولتر من وسائل الإعلام الثقافة وثم يعاير بلطف صعودا والغددإلى أسفل من خلال طرف ماصة مع ماصة 200 ميكرولتر حتى لم يعد هناك قطعة كبيرة من الأنسجة في الحل. ملاحظة: عند المعايرة، والحفاظ على الغدد في الجزء السفلي من أنبوب مع قوة الهبوط من 200 ميكرولتر ماصة وإشراك الأنسجة بلطف وببطء. تكون معينة لاستخدام بطيئة، والسكتات الدماغية مستمرة، أبدا pipetting لسريع أو مفاجئ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة إضافي سائل الإعلام والثقافة 250 ميكرولتر لتبرزي حجم الكلي للثقافة وسائل الإعلام تصل إلى 450 ميكرولتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحة 60 ميكرولتر من هذا الحل التي تحتوي على كل خلية من سبعة 12 ملم coverslips المغلفة PDL مسبقا، والتي يتم وضعها في صحن الثقافة 60 × 15 مم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة مطلي، ضع الطبق في الحاضنة التي تم تعيينها إلى 37 درجة مئوية، وحافظت مع تدفق مستمر / توريد 5٪ CO 2 لمدة 30 دقيقة لضمان بيئة لبقاء الخلية. بعد الحضانة، إضافة بلطف 5 مل من قبل تحسنت وسائل الإعلام الثقافة في صحن الثقافة والعودة الطبق مرة أخرى في حاضنة لمدة 24 ساعة قبل خلية الملحقتسجيلات د. ملاحظة: عادة، الخلايا يمكن استخدامها لالتسجيلات الكهربية لمدة تصل إلى 4 أيام. </li></ol> 5. خلية تحديد وتشكيل ختم Gigaohm <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 12 ملم ساترة إلى حل خارج الخلية. حيث يتم استخدام الغدد الكظرية كاملة لإعداد الخلية، مزيج الخلايا أليفة الكروم (عادة مشرقة جدا مع البني / البيج والتلوين على شكل دائري مثالي القريب (الشكل 1) في الثقافة مع الخلايا القشرية (أصغر وباهتة من الخلايا أليفة الكروم). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب ماصات التصحيح في أربع مراحل باستخدام برمجة P-97 مجتذب. تراجع غيض ماصة في الشمع المنصهر، والتي سوف تساعد على تقليل السعة من الزجاج ومن ثم اطلاق النار البولندية طرف إلى &quot;ضربة بعيدا&quot; هذا الشمع من الداخل من طرف ماصة. ملاحظة: عندما تمتلئ حل ماصة التصحيح، ماصات التصحيح وعادة ما يكون مقاومة MΩ ~ 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاقتراب من ماصة التصحيح قريبة من الخلية ضمن عدة مicrons. لتحقيق تكوين الخلية المرفقة، والبحث عن أي تشوه خلية طفيف خلال نهج من ماصة التصحيح أقرب إلى الخلية. تطبيق الشفط لطيف حتى يتحقق ختم GΩ. </li></ol> 6. الخلية المرفقة التسجيلات السعة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد كشف ختم GΩ، وجعل التسجيلات الخلية المرفقة من خلال استخدام مكبر للصوت EPC-7 زائد التصحيح، المشبك، وعلى مرحلتين التناظرية قفل في مكبر للصوت (انظر الجدول المرفق المعدات). تطبيق شركة Sinewave مع سعة 50 فولت (RMS) وتردد 20 كيلو هرتز من مكبر للصوت في قفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين عامل التصفية الناتج من مكبر للصوت قفل في 1 مللي ثانية في وقت ثابت و 24 ديسيبل. تعيين مرحلة من مكبر للصوت قفل في مثل هذا أن التغيرات السعة عابرة تنتجها البقول شفط طيف تظهر فقط في السعة التصحيح (ايم) التتبع مع ​​أي الإسقاط في تصرف التصحيح (إعادة) أثر (الشكل 2). ملاحظة: يرجى الاطلاع على التفاصيل لمعايرة النظام في إعادةاملؤمتر 19. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد التغييرات السعة نموذجية من خطوات &quot;الهبوط&quot; (الشكل 3). ملاحظة: سيتم شاهدوا A تسجيل الصلب بأنها &quot;الدرج&quot; نوع تشابه مع العديد من الخطوات الهبوط مما يؤدي الى استيعاب الحويصلات واحدة. تخدم عملية الترقيع بمثابة التحفيز الميكانيكي، نظرا لأن الإجراءات الحالية يمكن عادة المسجلة من معظم الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمية الملفات والمجلدات الفردية بما في ذلك تاريخ: شهر / يوم / سنة وكل تسجيل الخلية المرفقة والخاصة ترقيم فردي (س س) داخل هذا الملف. </li></ol>

<ol>
	<li>Rettig, J., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+roles+of+presynaptic+proteins+in+Ca++-triggered+exocytosis.">Emerging roles of presynaptic proteins in Ca++-triggered exocytosis.</a> Science. 298, 781-785 (2002).</li><li>Gong, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylinositol+phosphate+kinase+type+I+gamma+regulates+dynamics+of+large+dense-core+vesicle+fusion.">Phosphatidylinositol phosphate kinase type I gamma regulates dynamics of large dense-core vesicle fusion.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 5204-5209 (2005).</li><li>Lindau, M., Alvarez de Toledo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fusion+pore.">The fusion pore.</a> Biochimica et Biophysica Acta. 1641, 167-173 (2003).</li><li>Albillos, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+exocytotic+event+in+chromaffin+cells+revealed+by+patch+amperometry.">The exocytotic event in chromaffin cells revealed by patch amperometry.</a> Nature. 389, 509-512 (1997).</li><li>Lollike, K., Borregaard, N., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacitance+flickers+and+pseudoflickers+of+small+granules,+measured+in+the+cell-attached+configuration.">Capacitance flickers and pseudoflickers of small granules, measured in the cell-attached configuration.</a> Biophys J. 75, 53-59 (1998).</li><li>Lollike, K., Borregaard, N., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+exocytotic+fusion+pore+of+small+granules+has+a+conductance+similar+to+an+ion+channel.">The exocytotic fusion pore of small granules has a conductance similar to an ion channel.</a> The Journal of cell biology. 129, 99-104 (1995).</li><li>Dernick, G., Gong, L. W., Tabares, L., Alvarez de Toledo, G., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+amperometry:+high-resolution+measurements+of+single-vesicle+fusion+and+release.">Patch amperometry: high-resolution measurements of single-vesicle fusion and release.</a> Nat Methods. 2, 699-708 (2005).</li><li>Neher, E., Marty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discrete+changes+of+cell+membrane+capacitance+observed+under+conditions+of+enhanced+secretion+in+bovine+adrenal+chromaffin+cells.">Discrete changes of cell membrane capacitance observed under conditions of enhanced secretion in bovine adrenal chromaffin cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79, 6712-6716 (1982).</li><li>Gong, L. W., de Toledo, G. A., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exocytotic+catecholamine+release+is+not+associated+with+cation+flux+through+channels+in+the+vesicle+membrane+but+Na++influx+through+the+fusion+pore.">Exocytotic catecholamine release is not associated with cation flux through channels in the vesicle membrane but Na+ influx through the fusion pore.</a> Nature Cell Biology. 9, 915-922 (2007).</li><li>Gong, L. W., Hafez, I., Alvarez de Toledo, G., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secretory+vesicles+membrane+area+is+regulated+in+tandem+with+quantal+size+in+chromaffin+cells.">Secretory vesicles membrane area is regulated in tandem with quantal size in chromaffin cells.</a> The Journal of Neuroscience : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 23, 7917-7921 (2003).</li><li>Yao, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+polymerization+does+not+provide+direct+mechanical+forces+for+vesicle+fission+during+clathrin-mediated+endocytosis.">Actin polymerization does not provide direct mechanical forces for vesicle fission during clathrin-mediated endocytosis.</a> The Journal of Neuroscience : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 33, 15793-15798 (2013).</li><li>Yao, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptotagmin+1+is+necessary+for+the+Ca2++dependence+of+clathrin-mediated+endocytosis.">Synaptotagmin 1 is necessary for the Ca2+ dependence of clathrin-mediated endocytosis.</a> The Journal of Neuroscience : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 32, 3778-3785 (2012).</li><li>McMahon, H. T., Boucrot, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+and+physiological+functions+of+clathrin-mediated+endocytosis.">Molecular mechanism and physiological functions of clathrin-mediated endocytosis.</a> Nature reviews. Molecular Cell Biology. 12, 517-533 (2011).</li><li>Murthy, V. N., De Camilli, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+biology+of+the+presynaptic+terminal.">Cell biology of the presynaptic terminal.</a> Annu Rev Neurosci. 26, 701-728 (2003).</li><li>Granseth, B., Odermatt, B., Royle, S. J., Lagnado, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clathrin-mediated+endocytosis+is+the+dominant+mechanism+of+vesicle+retrieval+at+hippocampal+synapses.">Clathrin-mediated endocytosis is the dominant mechanism of vesicle retrieval at hippocampal synapses.</a> Neuron. 51, 773-786 (2006).</li><li>Rosenboom, H., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exo-endocytosis+and+closing+of+the+fission+pore+during+endocytosis+in+single+pituitary+nerve+terminals+internally+perfused+with+high+calcium+concentrations.">Exo-endocytosis and closing of the fission pore during endocytosis in single pituitary nerve terminals internally perfused with high calcium concentrations.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 5267-5271 (1994).</li><li>MacDonald, P. E., Eliasson, L., Rorsman, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+increases+endocytotic+vesicle+size+and+accelerates+membrane+fission+in+insulin-secreting+INS-1+cells.">Calcium increases endocytotic vesicle size and accelerates membrane fission in insulin-secreting INS-1 cells.</a> Journal of Cell Science. 118, 5911-5920 (2005).</li><li>Zhao, Y., Fang, Q., Straub, S. G., Lindau, M., Sharp, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+inhibition+of+endocytosis:+novel+roles+for+noradrenaline+and+G+protein+G(z).">Hormonal inhibition of endocytosis: novel roles for noradrenaline and G protein G(z).</a> J Physiol. 588, 3499-3509 (2010).</li><li>Debus, K., Lindau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+of+patch+capacitance+recordings+and+of+fusion+pore+conductances+in+small+vesicles.">Resolution of patch capacitance recordings and of fusion pore conductances in small vesicles.</a> Biophys J. 78, 2983-2997 (2000).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

قياسات السعة الخلية المرفقة تتطلب عدة خطوات حاسمة من أجل الحصول على التسجيلات ذات الجودة العالية بنجاح: 1) خلايا قابلة للحياة وصحية أعدت من الغدد الكظرية. 2) PDL طلاء لل coverslips. 3) تشكيل ختم gigaohm. 4) مستوى الضوضاء النظام؛ و 5) مرحلة التصحيح. <p class="jove_content" style=";text-align:right;direction:rt...

وتوسط انتقال متشابك بواسطة إيماس من الحويصلات التي تحتوي على ناقل عصبي متشابك، ويجب أن تخضع هذه الحويصلات إعادة التدوير التقامي المحلي داخل محطة العصبية للحفاظ على الاتصالات العصبية على المدى الطويل. نظرا للدور أساسي في انتقال متشابك في الدماغ، وفهم الآليات الجزيئية التي تشكل دورة حويصلة متشابك هي الركيزة الأساسية نحو فهم أفضل في مجال الاتصالات الخلوية ككل. بين النظم نموذج خلية، وقد وفرت الخلية أليفة الكروم الكظرية بعض البصيرة الأكثر حسما في الآلية الجزيئية الكامنة وراء إعادة تدوير حويصلة متشابك. إيماس، فإن الخطوة النهائية في إطلاق الناقلات العصبيه، وقد درس كثيرا وفحصها من خلال استخدام الخلايا أليفة الكروم الكظرية 1،2. في الواقع، معظم اللاعبين الجزيئية التي تنسق تشكيل والاستهداف والالتحام والانصهار من حبيبات إفرازية تم تحديدها نظرا لتطبيق شعبةتقنيات في الخلايا أليفة الكروم ERSE 1. وعلاوة على ذلك، من خلال توفير فرصة للسماح للقرار حويصلة واحدة من الآلات البروتين المشاركة في إيماس، تبقى الخلايا أليفة الكروم نموذجا قويا لمعالجة مسائل الانصهار الحويصلة 3. واستخدمت قياسات السعة الخلية المرفقة أولا في حل واحدة الانصهار الحويصلة خلال إيماس 3. إيماس حويصلات صغيرة مثل ~ أثبتت 60 نانومتر في القطر ليتم الكشف عنها بواسطة القياسات قبول غشاء الخلية مع تقنية المشبك التصحيح في الخلية المرفقة التكوين 4-7. ويعرف قبول كمقياس لمدى سهولة الدائرة أو الجهاز سوف تسمح لتدفق الحالية. هو معكوس مقاومة. وبالتالي، توفر قياسات قبول فهم السعة الغشاء. ويتم إنجاز هذا عن طريق دمج الغشاء الحويصلي في غشاء البلازما. هذا التأسيس يكشف عن تغيرات في سطحمنطقة 8. تسبب كل حويصلة التفجير زيادة تدريجية في السعة غشاء 9،10. بالإضافة إلى ذلك، يوفر هذا القياس القبول في تصرف الغشاء والمسام الانصهار تصرف خلال هذا الحدث exocytotic 3. كما وفرت هذه التقنية أداة فريدة من نوعها في تحديد حركية حويصلة واحدة خلال إيماس، مختبرنا وقد طبقت مؤخرا هذا المفهوم للكشف عن الإلتقام من الحويصلات واحدة 11،12. مصلحتنا هي محددة بوساطة بالكلاذرين الإلتقام (CME)، والتي تم اعتبارها مكونا أساسيا في التدبير المنزلي العديد من الخلايا 13 و كمسار الرئيسي لحويصلة متشابك الإلتقام في المحطات العصبية 14،15. ومن المعروف CME إلى أن تكون مهمة من الناحية البيولوجية، ومع ذلك، لا تزال حركية ليست مفهومة بشكل جيد بسبب القيود التقنية في رصد الأحداث التقامي المفرد. نظرا لأوجه التشابه في آليات exocytic بين الخلايا أليفة الكروم والخلايا العصبية 1، فمن ررausible التي قد تطبق آليات انشطار الخلايا أليفة الكروم في الأرجح إلى حويصلة متشابك الإلتقام في الخلايا العصبية. وقد استخدمت قياسات السعة الخلية المرفقة لرصد الأحداث التقامي الفردية وتحليل حركية الانشطار، والتي معظم الطرق غير قادرة على حلها. في منطقتنا التسجيلات الخلية المرفقة، وفرضه موجة جيبية عند 20 كيلو هرتز حول احتمالات عقد، ويتم فصل الانتاج الحالي في غشاء تصرف في قناة واحدة وغشاء السعة في قناة أخرى من مرحلتين قفل في مكبر للصوت 16- 18. من تغيرات في غشاء تصرف والسعة، يمكن للمرء حساب حركية الانشطار المسام، والتي تتطابق المرجح أن الرقبة غشاء أنبوبي الذي يربط حويصلة استيعاب لغشاء البلازما قبل حويصلة قرصة حالا. جماعي، هذه التقنية تتيح لنا الفرصة لدراسة الآليات التنظيمية للحويصلة الانشطار خلال التعليم الطبي المستمر.

<table><tbody><tr><td>Poly-D-Lysine</td><td>Sigma</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td></td><td>15066024</td><td>Keep out of UV</td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Modified Eagle Medium</td><td>Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cover Glass</td><td>Carolina Biological</td><td>633029</td><td>12 mm</td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin</td><td>Life Technologies</td><td>15140122</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Insulin-Trans-Sel-X</td><td>Life Technologies</td><td>51500056</td><td>Only thaw on ICE!</td></tr><tr><td>Papain</td><td>Worthington</td><td>39S11614</td><td></td></tr><tr><td>EPC-7 plus patch amplifier</td><td>HEKA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BNC-2090 data acquisition board</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igor data acquisition software</td><td>Wavemetrics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-97 pipette puller</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Scientific Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Sutter Instruments</td><td>B150-110-10</td><td>Outer diameter: 1.5 mm&lt;br /&gt;
Inner diameter: 1.10 mm&lt;br/&gt;
Length: 10 cm</td></tr></tbody></table>

methods for cell-attached capacitance measurements in mouse adrenal chromaffin cell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion known as exocytosis that mediates synaptic transmission. Subsequent retrieval of synaptic vesicles is necessary to generate new neurotransmitter-filled vesicles in a process identified as endocytosis. During exocytosis, fusing vesicle membranes will result in an increase in surface area and subsequent endocytosis results in a decrease in the surface area. Here, our lab demonstrates a basic introduction to cell-attached capacitance recordings of single endocytic events in the mouse adrenal chromaffin cell. This type of electrical recording is useful for high-resolution recordings of exocytosis and endocytosis at the single vesicle level. While this technique can detect both vesicle exocytosis and endocytosis, the focus of our lab is vesicle endocytosis. Moreover, this technique allows us to analyze the kinetics of single endocytic events. Here the methods for mouse adrenal gland tissue dissection, chromaffin cell culture, basic cell-attached techniques, and subsequent examples of individual traces measuring singular endocytic event are described.

وبقاء الخلية ونوعية ختم gigaohm حاسمة في تحديد نوعية التسجيلات السعة الخلية المرفقة. لذا، فمن الأهمية بمكان لشراء ثقافة خلية فعالة وكفؤة قبل التسجيلات الكهربية وخلايا قابلة للحياة نموذجية موضحة في الشكل 1. سوف الممارسة والوقت يكون مفيدا في تحقيق ختم gigaohm ذات جو...

Watch this Scientific Journal Video about Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell at JoVE.com

Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

طرق الخلية المرفقة قياسات السعة في ماوس الكظرية أليف الكروم خلية

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion ...

methods-for-cell-attached-capacitance-measurements-mouse-adrenal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.8K Views.  University of Illinois at Chicago. After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

Video: Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

Mouse Adrenal Chromaffin Cell Isolation

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting.  This protocol illustrates the method used to dissect the adrenals and then isolate the medullary region by stripping away the adrenal cortex.  The digestion of the medulla into single chromaffin cells is then demonstrated.

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting. This protocol illustrates the method used to dissect the adrenals and then isolate the medullary region by stripping away the adrenal cortex. The digestion of the medulla into single chromaffin cells is then demonstrated.

خلية فأر أليف للكروم عزل الكظرية

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting.  This ...

Biology

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate retina. Two classes of retinal neurons, photoreceptors and bipolar cells, accomplish this by using ribbon-type active zones, which enable sustained and high-throughput neurotransmitter release over long time periods. ON-type mixed bipolar cell (Mb) terminals in the goldfish retina, which depolarize to light stimuli and receive mixed rod and cone photoreceptor input, are suitable for the study of ribbon-type synapses both due to their large size (~10-12 &mu;m diameter) and to their numerous lateral and reciprocal synaptic connections with amacrine cell dendrites. Direct access to Mb bipolar cell terminals in goldfish retinal slices with the patch-clamp technique allows the measurement of presynaptic Ca2+ currents, membrane capacitance changes, and reciprocal synaptic feedback inhibition mediated by GABAA and GABAC receptors expressed on the terminals. Presynaptic membrane capacitance measurements of exocytosis allow one to study the short-term plasticity of excitatory neurotransmitter release 14,15. In addition, short-term and long-term plasticity of inhibitory neurotransmitter release from amacrine cells can also be investigated by recordings of reciprocal feedback inhibition arriving at the Mb terminal 21. Over short periods of time (e.g. ~10 s), GABAergic reciprocal feedback inhibition from amacrine cells undergoes paired-pulse depression via GABA vesicle pool depletion 11. The synaptic dynamics of retinal microcircuits in the inner plexiform layer of the retina can thus be directly studied.
The brain-slice technique was introduced more than 40 years ago but is still very useful for the investigation of the electrical properties of neurons, both at the single cell soma, single dendrite or axon, and microcircuit synaptic level 19. Tissues that are too small to be glued directly onto the slicing chamber are often first embedded in agar (or placed onto a filter paper) and then sliced 20, 23, 18, 9. In this video, we employ the pre-embedding agar technique using goldfish retina. Some of the giant bipolar cell terminals in our slices of goldfish retina are axotomized (axon-cut) during the slicing procedure. This allows us to isolate single presynaptic nerve terminal inputs, because recording from axotomized terminals excludes the signals from the soma-dendritic compartment. Alternatively, one can also record from intact Mb bipolar cells, by recording from terminals attached to axons that have not been cut during the slicing procedure. Overall, use of this experimental protocol will aid in studies of retinal synaptic physiology, microcircuit functional analysis, and synaptic transmission at ribbon synapses.

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Here we describe a protocol for the preparation of agar-embedded retinal slices that are suitable for electrophysiology and Ca2+ imaging. This method allows one to study ribbon-type synapses in retinal microcircuits using direct patch-clamp recordings of single presynaptic nerve terminals.

التصحيح ، المشبك قياسات السعة والكالسيوم 2 + التصوير في محطات عصب واحد في شرائح الشبكية

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate ...

Implementing Dynamic Clamp with Synaptic and Artificial Conductances in Mouse Retinal Ganglion Cells

Ganglion cells are the output neurons of the retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs arising from specific neural circuits. Patch clamp techniques, in voltage clamp and current clamp configurations, are commonly used to study the physiological properties of neurons and to characterize their synaptic inputs. Although the application of these techniques is highly informative, they pose various limitations. For example, it is difficult to quantify how the precise interactions of excitatory and inhibitory inputs determine response output. To address this issue, we used a modified current clamp technique, dynamic clamp, also called conductance clamp 1, 2, 3 and examined the impact of excitatory and inhibitory synaptic inputs on neuronal excitability. This technique requires the injection of current into the cell and is dependent on the real-time feedback of its membrane potential at that time. The injected current is calculated from predetermined excitatory and inhibitory synaptic conductances, their reversal potentials and the cell's instantaneous membrane potential. Details on the experimental procedures, patch clamping cells to achieve a whole-cell configuration and employment of the dynamic clamp technique are illustrated in this video article. Here, we show the responses of mouse retinal ganglion cells to various conductance waveforms obtained from physiological experiments in control conditions or in the presence of drugs. Furthermore, we show the use of artificial excitatory and inhibitory conductances generated using alpha functions to investigate the responses of the cells.

This video article illustrates the set-up, the procedures to patch cell bodies and how to implement dynamic clamp recordings from ganglion cells in whole-mount mouse retinae. This technique allows the investigation of the precise contribution of excitatory and inhibitory synaptic inputs, and their relative magnitude and timing to neuronal spiking.

تنفيذ المشبك الحيوي مع المواصلة متشابك والاصطناعية في خلايا الشبكية العقدة ماوس

Ganglion cells are the output neurons of the  retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs  arising from specific neural ...

Isolation, Fixation, and Immunofluorescence Imaging of Mouse Adrenal Glands

Immunofluorescence is a well-established technique for detection of antigens in tissues with the employment of fluorochrome-conjugated antibodies and has a broad spectrum of applications. Detection of antigens allows for characterization and identification of multiple cell types. Located above the kidneys and encapsulated by a layer of mesenchymal cells, the adrenal gland is an endocrine organ composed by two different tissues with different embryological origins, the mesonephric intermediate mesoderm-derived outer cortex and the neural crest-derived inner medulla. The adrenal cortex secretes steroids (i.e., mineralocorticoids, glucocorticoids, sex hormones), whereas the adrenal medulla produces catecholamines (i.e., adrenaline, noradrenaline). While conducting adrenal research, it is important to be able to distinguish unique cells with different functions. Here we provide a protocol developed in our laboratory that describes a series of sequential steps required for obtaining immunofluorescence staining to characterize the cell types of the adrenal gland. We focus first on the dissection of the mouse adrenal glands, the microscopic removal of periadrenal fat followed by the fixation, processing and paraffin embedding of the tissue. We then describe sectioning of the tissue blocks with a rotary microtome. Lastly, we detail a protocol for immunofluorescent staining of adrenal glands that we have developed to minimize both non-specific antibody binding and autofluorescence in order to achieve an optimal signal.

Here we present a method to isolate adrenal glands from mice, fix the tissues, section them, and perform immunofluorescence staining.

العزلة، وتثبيت، وتصوير الفلورة الغدد الكظرية الماوس

Immunofluorescence is a well-established technique for detection of antigens in tissues with the employment of fluorochrome-conjugated antibodies and has ...

Immunology and Infection

Monitoring the Effect of Osmotic Stress on Secretory Vesicles and Exocytosis

Amperometry recording of cells subjected to osmotic shock show that secretory cells respond to this physical stress by reducing the exocytosis activity and the amount of neurotransmitter released from vesicles in single exocytosis events. It has been suggested that the reduction in neurotransmitters expelled is due to alterations in membrane biophysical properties when cells shrink in response to osmotic stress and with assumptions made that secretory vesicles in the cell cytoplasm are not affected by extracellular osmotic stress. Amperometry recording of exocytosis monitors what is released from cells the moment a vesicle fuses with the plasma membrane, but does not provide information on the vesicle content before the vesicle fusion is triggered. Therefore, by combining amperometry recording with other complementary analytical methods that are capable of characterizing the secretory vesicles before exocytosis at cells is triggered offers a broader overview for examining how secretory vesicles and the exocytosis process are affected by osmotic shock. We here describe how complementing amperometry recording with intracellular electrochemical cytometry and transmission electron microscopy (TEM) imaging can be used to characterize alterations in secretory vesicles size and neurotransmitter content at chromaffin cells in relation to exocytosis activity before and after exposure to osmotic stress. By linking the quantitative information gained from experiments using all three analytical methods, conclusions were previously made that secretory vesicles respond to extracellular osmotic stress by shrinking in size and reducing the vesicle quantal size to maintain a constant vesicle neurotransmitter concentration. Hence, this gives some clarification regarding why vesicles, in response to osmotic stress, reduce the amount neurotransmitters released during exocytosis release. The amperometric recordings here indicate this is a reversible process and that vesicle after osmotic shock are refilled with neurotransmitters when placed cells are reverted into an isotonic environment.

Osmotic stress affects exocytosis and the amount of neurotransmitter released during this process. We demonstrate how combining electrochemical methods together with transmission electron microscopy can be used to study the effect of extracellular osmotic pressure on exocytosis activity, vesicle quantal size, and the amount of neurotransmitter released during exocytosis.

رصد أثر الإجهاد ناضح على الحويصلات الافرازية والرقابة

Amperometry recording of cells subjected to osmotic shock show that secretory cells respond to this physical stress by reducing the exocytosis activity ...

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

The study of electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ handling abnormalities requires isolated cardiomyocytes. In addition, the possibility to investigate myocytes from patients using these techniques is an invaluable requirement to elucidate the molecular basis of cardiac diseases such as atrial fibrillation (AF).1 Here we describe a method for isolation of human atrial myocytes which are suitable for both patch-clamp studies and simultaneous measurements of intracellular Ca2+ concentrations. First, right atrial appendages obtained from patients undergoing open heart surgery are chopped into small tissue chunks ("chunk method") and washed in Ca2+-free solution. Then the tissue chunks are digested in collagenase and protease containing solutions with 20 &mu;M Ca2+. Thereafter, the isolated myocytes are harvested by filtration and centrifugation of the tissue suspension. Finally, the Ca2+ concentration in the cell storage solution is adjusted stepwise to 0.2 mM. We briefly discuss the meaning of Ca2+ and Ca2+ buffering during the isolation process and also provide representative recordings of action potentials and membrane currents, both together with simultaneous Ca2+ transient measurements, performed in these isolated myocytes.

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

We describe the isolation of human atrial myocytes which can be used for intracellular Ca2+ measurements in combination with electrophysiological patch-clamp studies.

عزل Myocytes الأذيني الإنسان للقياسات في وقت واحد من الكالسيوم<sup&gt; 2 +</sup&gt; العابرون والتيارات غشاء

The study of  electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp  technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ ...

Confocal Microscopy to Measure Three Modes of Fusion Pore Dynamics in Adrenal Chromaffin Cells

Dynamic fusion pore opening and closure mediate exocytosis and endocytosis and determine their kinetics. Here, it is demonstrated in detail how confocal microscopy was used in combination with patch-clamp recording to detect three fusion modes in primary culture bovine adrenal chromaffin cells. The three fusion modes include 1) close-fusion (also called kiss-and-run), involving fusion pore opening and closure, 2) stay-fusion, involving fusion pore opening and maintaining the opened pore, and 3) shrink-fusion, involving shrinkage of the fusion-generated &#937;-shape profile until it merges completely at the plasma membrane.
To detect these fusion modes, the plasma membrane was labeled by overexpressing mNeonGreen attached with the PH domain of phospholipase C &#948; (PH-mNG), which binds to phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate (PtdIns(4,5)P2) at the cytosol-facing leaflet of the plasma membrane; vesicles were loaded with the fluorescent false neurotransmitter FFN511 to detect vesicular content release; and Atto 655 was included in the bath solution to detect fusion pore closure. These three fluorescent probes were imaged simultaneously at ~20-90 ms per frame in live chromaffin cells to detect fusion pore opening, content release, fusion pore closure, and fusing vesicle size changes. The analysis method is described to distinguish three fusion modes from these fluorescence measurements. The method described here can, in principle, apply to many secretory cells beyond chromaffin cells.

This protocol describes a confocal imaging technique to detect three fusion modes in bovine adrenal chromaffin cells. These fusion modes include 1) close-fusion (also called kiss-and-run), involving fusion pore opening and closure, 2) stay-fusion, involving fusion pore opening and maintaining the opened pore, and 3) shrink-fusion, involving fused vesicle shrinkage.

المجهر البؤري لقياس ثلاثة أنماط من ديناميكيات مسام الانصهار في خلايا الكرومافين الكظرية

Dynamic fusion pore opening and closure mediate exocytosis and endocytosis and determine their kinetics. Here, it is demonstrated in detail how confocal ...

Whole Cell Electrophysiology of Primary Cultured Murine Enterochromaffin Cells

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory cells, EC cells sense luminal stimuli and convert them into serotonin (5-hyroxytryptamine, 5-HT) release events. However, the electrophysiology of these cells is poorly understood because they are difficult to culture and to identify. The method presented in this paper outlines primary EC cell cultures optimized for single cell electrophysiology. This protocol utilizes a transgenic cyan fluorescent protein (CFP) reporter to identify mouse EC cells in mixed primary cultures, advancing the approach to obtaining high-quality recordings of whole cell electrophysiology in voltage- and current-clamp modes.

Enterochromaffin (EC) cells comprise a small subset of gastrointestinal epithelial cells. EC cells are electrically excitable and release serotonin, yet difficulties in culturing and identifying EC cells have limited physiological studies. The method presented here establishes a primary culture model amenable to examination of single EC cells by electrophysiology.

الكهربية كل خلية من خلايا Enterochromaffin موريني مثقف الأولية

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory ...

Camera-based Measurements of Intracellular [Na+] in Murine Atrial Myocytes

Intracellular sodium concentration ([Na+]i) is an important regulator of intracellular Ca2+. Its study provides insight into the activation of the sarcolemmal Na+/Ca2+ exchanger, the behavior of voltage-gated Na+ channels and the Na+,K+-ATPase. Intracellular Ca2+ signaling is altered in atrial diseases such as atrial fibrillation. While many of the mechanisms underlying altered intracellular Ca2+ homeostasis are characterized, the role of [Na+]i and its dysregulation in atrial pathologies is poorly understood. [Na+]i in atrial myocytes increases in response to increasing stimulation rates. Responsiveness to external field stimulation is therefore crucial for [Na+]i measurements in these cells. In addition, the long preparation (dye-loading) and experiment duration (calibration) require an isolation protocol that yields atrial myocytes of exceptional quality. Due to the small size of mouse atria and the composition of the intercellular matrix, the isolation of high quality adult murine atrial myocytes is difficult. Here, we describe an optimized Langendorff-perfusion based isolation protocol that consistently delivers a high yield of high quality atrial murine myocytes.
Sodium-binding benzofuran isophthalate (SBFI) is the most commonly used fluorescent Na+ indicator. SBFI can be loaded into the cardiac myocyte either in its salt form through a glass pipette or as an acetoxymethyl (AM) ester that can penetrate the myocyte&#8217;s sarcolemmal membrane. Intracellularly, SBFI-AM is de-esterified by cytosolic esterases. Due to variabilities in membrane penetration and cytosolic de-esterification each cell has to be calibrated in situ. Typically, measurements of [Na+]i using SBFI whole-cell epifluorescence are performed using a photomultiplier tube (PMT). This experimental set-up allows for only one cell to be measured at one time. Due to the length of myocyte dye loading and the calibration following each experiment data yield is low. We therefore developed an EMCCD camera-based technique to measure [Na+]i. This approach permits simultaneous [Na+]i measurements in multiple myocytes thus significantly increasing experimental yield.

The intracellular Na+ concentration ([Na+]i) in cardiac myocytes is altered during cardiac diseases. [Na+]i is an important regulator of intracellular Ca2+. We introduce a novel approach to measure [Na+]i in freshly isolated murine atrial myocytes using an electron multiplying charged coupled device (EMCCD) camera and a rapid, controllable illuminator.

Intracellular sodium concentration ([Na+]i) is an important regulator of intracellular Ca2+. Its study provides insight into the activation of the ...

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and calcium handling. For this purpose, atrial or ventricular cardiomyocytes of high quality are necessary to perform patch-clamp measurements or to explore calcium handling abnormalities. However, the limited yield of high-quality cardiomyocytes obtained by current isolation protocols does not allow both measurements in the same mouse. This article describes a method to isolate high-quality murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, for subsequent simultaneous measurements of calcium transients and L-type calcium current from one animal. Mouse hearts are obtained, and the aorta is rapidly cannulated to remove blood. Hearts are then initially perfused with a calcium-free solution (37 &#176;C) to dissociate the tissue at the level of intercalated discs and afterwards with an enzyme solution containing little calcium to disrupt extracellular matrix (37 &#176;C). The digested heart is subsequently dissected into atria and ventricles. Tissue samples are chopped into small pieces and dissolved by carefully pipetting up and down. The enzymatic digestion is stopped, and cells are stepwise reintroduced to physiologic calcium concentrations. After loading with a fluorescent Ca2+-indicator, isolated cardiomyocytes are prepared for simultaneous measurement of calcium currents and transients. Additionally, isolation pitfalls are discussed and patch-clamp protocols and representative traces of L-type calcium currents with simultaneous calcium transient measurements in atrial and ventricular murine myocytes isolated as described above are provided.

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis. For this purpose, high quality cardiomyocytes are necessary to perform patch-clamp measurements. Here, a method to isolate murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, which allows simultaneous measurements of calcium-transients and L-type calcium current, is described.

عزل الخلايا العضلية الأذينية والبطينية عالية الجودة للقياسات المتزامنة لتيار الكالسيوم2+ العابر وتيار الكالسيوم من النوع L

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and ...

طرق الخلية المرفقة قياسات السعة في ماوس الكظرية أليف الكروم خلية

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video