This research was supported by a National Leading Research Laboratory Program (Grant NRF-2013R1A2A1A05006378) through the National Research Foundation of Korea funded by the Ministry of Science, ICT and Future Planning. The authors also acknowledge a KAIST Systems Healthcare Program.

1. إعداد Micropatterned قوالب والهلاميات المائية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنتاج المطلوب أنماط الصغيرة الحجم باستخدام SU-8 مقاومة للضوء على سطح رقاقة السيليكون عن طريق معيار من خطوتين تقنية ضوئيه 15،17 لقوالب الصب PDMS. على سبيل المثال أظهرت يستخدم نمط شبكة تشبه فصيص الكبد (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزن خارج PDMS وحل كيل علاج مع نسبة 1: 5 (أي 12.5 غرام من PDMS و 2.5 غرام من وكيل علاج). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزج 15 غراما من حل شامل، ديغا فقاعات في فراغ الغرفة، وانتشرت بعد ذلك في حل مختلطة على سطح micropatterned من رقاقة السيليكون بالتساوي داخل طبق احباط الصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع رقاقة السيليكون على طبق من ذهب 65 درجة مئوية ساخنة لمدة 90 دقيقة على سطح مستو لعلاج PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة PDMS الشفاء من الطبق الصب ورقاقة السيليكون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع حواف PDMS وضعه على طبق بتري 100 ملم قطرها معالجانب حتى micropatterned. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل PDMS الشفاء micropatterned على طبق بتري باستخدام 70٪ من الإيثانول والماء المقطر لمدة التعقيم الابتدائي. ثم، وتجفيفها تماما لمدة 10 دقيقة في فرن عند 65 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حل وتخلط O / N 3 غرام من السطحي غير أيوني المجفف في 100 مل من الماء المقطر، وخلق 3٪ (ث / ت) حل الطلاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع PDMS قوالب micropatterned في نظافة البلازما وتنظيفها لمدة 1 دقيقة (85 W، 0.73 ملي بار) لإنشاء سطح ماء، لتسهيل إضافة السوائل المائية. ثم، ومعطف سطح PDMS مع حل 100 مل السطحي لا يقل عن 3 ساعة (أورو / N) باستخدام الروك المختبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الحل السطحي من قوالب PDMS وتجفيفها تماما في فرن عند 65 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة. ثم، وتعقيم كل قالب micropatterned عن التعرض للأشعة فوق البنفسجية (UV) الأشعة أكثر من 30 دقيقة. </li></ol> 2. إعداد تعليق خلية في هيدروجيل السلائف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إلىإعداد هيدروجيل السلائف، حل 0.1 غرام من مسحوق الجينات الصوديوم في 10 مل من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS)، وخلق 1٪ (ث / ت) السلائف الجينات. لإذابة مسحوق تماما، واحتضان ومزجها O / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرشح الحل من خلال مرشح 0.22 ميكرون متصلة حقنة 1 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثقافة الخلايا HepG2 في تعديل متوسطة النسر Dulbecco و(DMEM) تستكمل مع 10٪ مصل بقري جنيني و 1٪ البنسلين الستربتومايسين على طبق نسيج الثقافة التقليدية حتى 70٪ - 80٪ التقاء في 5٪ CO 2 حاضنة مرطب عند 37 درجة مئوية . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل خلايا مرة واحدة باستخدام برنامج تلفزيوني، ثم يعرض للتريبسين لهم عن طريق إضافة 1 مل من 0.05٪ التربسين-EDTA لمدة 4 دقائق في 5٪ CO 2 حاضنة مرطب عند 37 درجة مئوية. الطرد المركزي الخلايا التي تحصد من الطبق الثقافة في 250 x ج لمدة 3 دقائق و resuspend باستخدام 1 مل من برنامج تلفزيوني بعد إزالة طاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب عدد الخلايا وحيدة الموزعة في PBS باستخدام خلية الآليالعداد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الطرد المركزي في 250 x ج لمدة 3 دقائق وإزالة PBS، إضافة 1 مل من 1٪ (ث / ت) من حل الجينات الصوديوم إلى الخلية بيليه المتبقية ومزجها برفق باستخدام pipetting ل. يجب أن تكون كثافة البذر النهائية للخلايا 5 × 10 يونيو - 10 يوليو خلية / مل. احتضان تعليق خلية / هيدروجيل في حاضنة ترطيب 5٪ CO 2 عند 37 درجة مئوية. </li></ol> 3. تحميل وعبر ربط خلية / هيدروجيل تعليق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حل 1.47 غرام من كلوريد الكالسيوم يذوى في 100 مل من ده 2 O لإنتاج كاشف عبر ربط (أي 100 ملي CaCl 2 · 2H 2 O في ده 2 O). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التشطيف داخل المرطب مع محول بالموجات فوق الصوتية باستخدام الايثانول 70٪، وملء مع 200 مل من كاشف عبر ربط. المرطب هو 110 ملم واسعة، 300 مم طويل و 170 ملم العميق (أي 110 مم × 300 مم × 170 مم (W خ ح خ د)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع PDMS micropatternedقوالب في نظافة البلازما وتنظيفها لمدة 1 دقيقة في 85 W لخلق سطح ماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باطراد تحميل 7.2 ميكرولتر للتمتزج جيدا خلية / هيدروجيل تعليق على حافة micropattern في القالب. على سبيل المثال أظهرت يستخدم نمط شبكة تشبه فصيص الكبد (الشكل 1). حجم تعليق يعتمد على نمط الطبوغرافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحقيق دبق لتعليق الخلية / هيدروجيل، بدوره على المرطب والتحقق من أن تنتج المرطب رذاذ كاشف عبر ربط. رش كاشف عبر ربط على السلائف هيدروجيل لمدة 5 دقائق، والتي تغطي سطح الطبوغرافية من قوالب PDMS ضمن نطاق 5 سم. ملاحظة: لمسافات أطول وأقصر من 5 سم يمكن أن يسبب دبق غير مكتملة وغير متكافئ، على التوالي. ضمان المرطب لديها معدل الرش من 250 مل / ساعة، وتنتج 20 مل من ضباب كاشف عبر ربط في 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في أعقاب عملية عبر ربط، إيقاف المرطب وملء مو PDMSلدس مع برنامج تلفزيوني. </li></ol> 4. التعامل مع ورقة واحدة وحدات هيدروجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل كل ورقة هيدروجيل صلابة من قوالب micropatterned عبر pipetting لPBS بلطف حول ورقة هيدروجيل باستخدام ماصة 200 ميكرولتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التقاط كل ورقة هيدروجيل العائمة باستخدام 1000 ميكرولتر نهاية ماصة قطع نهاية. كل ورقة هيدروجيل شبكة تشبه فصيص الكبد لديها أبعاد 8 مم × 8.7 مم، وتكون 100-200 ميكرون سميكة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل طبقة واحدة من ورقة هيدروجيل إلى 1 مل من DMEM في لوحة 12-جيدا، والثقافة الخلايا في المختبر بطريقة العائمة باستخدام هيدروجيل بناء كمكون الوحدة في 12 لوحة جيدا أكثر من أسبوع في 5 ٪ CO 2 مرطب حاضنة عند 37 درجة مئوية. تبادل مستنبت كل يوم. </li></ol> 5. الجمعية من متعدد الطبقات صفائح هيدروجيل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 1،1-1،5 لإنتاج إطار PDMS مع أبعاد 18 مم × 18 مم × 4 ملم (العرض ×ح خ د)، والذي يحتوي على هياكل دعامة 170 ميكرون عالية على السطح السفلي. استخدام 42 غرام من مزيج من PDMS وكيل علاج، مع نفس النسبة كما في الخطوة 1.2. وضع قالب البولي المتخصصة على رقاقة السيليكون للإطار PDMS لخلق إطار الداخلية مع أبعاد 8 مم × 9 مم × 2 مم (W خ ح خ د). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم إطار PDMS و 180 ميكرون مسام أوراق الترشيح النايلون المغمورة في الماء المقطر وملاقط في الأوتوكلاف لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة 121 مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع PDMS إطار تعقيمها على ربع قطعة من ورق الترشيح النايلون (بقطر 5 سم) في 60 ملم طبق بتري قطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل ورقة هيدروجيل وحدات في المناطق الداخلية من الإطار PDMS باستخدام 1000 ميكرولتر ماصة قطع نهاية. وينبغي مثقف الأوراق هيدروجيل تستخدم للتجميع على الأقل يوميا بعد أن كانت ملفقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محاذاة حافة كل ورقة هيدروجيل حدات مع الإطار PDMS باستخدام فارغة 200 ميكرولتر ماصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 5.4 و 5.5 باستخدام أوراق هيدروجيل حدات لتشكيل كومة من 4-6 طبقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مستنبت التي تتدفق بها من خلال الهياكل عمود في الجزء السفلي من الإطار PDMS. ثم إضافة 2 ميكرولتر من محلول الجينات (2٪ ث / ت) في ركن من أركان بناء متعدد الطبقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رش رذاذ كاشف عبر ربط لمدة 30 ثانية على بناء متعدد الطبقات إرفاق حواف كل طبقة مع نظيرتها في بلد آخر. استخدام 2 مل من ضباب كاشف عبر ربط (بمعدل رش 250 مل / ساعة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف بناء متعدد الطبقات بلطف مع 400 ميكرولتر DMEM وإزالة الإطار PDMS باستخدام الملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل بناء متعدد الطبقات من ورقة الترشيح عن طريق المسح برفق مع خلية رافع بعد إضافة 4 مل من DMEM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل بناء لوحة 6 جيدا تحتوي على 3 مل من DMEM استعمال ورق الترشيح، والثقافة الخلايا في المختبر بطريقة عائمة، مع هيدروجيل بناء كما متعددة الطبقاتسقالة الخلوية متعددة النطاق في لوحة 6 جيدا أكثر من أسبوع في حاضنة ترطيب 5٪ CO 2 عند 37 درجة مئوية. تبادل مستنبت كل يوم. </li></ol>

<ol>
	<li>Hoffman, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrogels+for+biomedical+applications.">Hydrogels for biomedical applications.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (Supplement), 18-23 (2012).</li><li>Lan, S., Starly, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alginate+based+3D+hydrogels+as+an+in+vitro+co-culture+model+platform+for+the+toxicity+screening+of+new+chemical+entities.">Alginate based 3D hydrogels as an in vitro co-culture model platform for the toxicity screening of new chemical entities.</a> Toxicol. Appl. Pharm. 256 (1), 62-72 (2011).</li><li>Szot, C. S., Buchanan, C. F., Freeman, J. W., Rylander, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+in+vitro+bioengineered+tumors+based+on+collagen+I+hydrogels.">3D in vitro bioengineered tumors based on collagen I hydrogels.</a> Biomaterials. 32 (31), 7905-7912 (2011).</li><li>Lim, F., Sun, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microencapsulated+islets+as+bioartificial+endocrine+pancreas.">Microencapsulated islets as bioartificial endocrine pancreas.</a> Science. 210 (4472), 908-910 (1980).</li><li>Koh, W. G., Itle, L. J., Pishko, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molding+of+hydrogel+microstructures+to+create+multiphenotype+cell+microarrays.">Molding of hydrogel microstructures to create multiphenotype cell microarrays.</a> Anal. Chem. 75 (21), 5783-5789 (2003).</li><li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Microfluidic+Hydrogel+Capable+of+Cell+Preservation+without+Perfusion+Culture+under+Cell-Based+Assay+Conditions.">A Microfluidic Hydrogel Capable of Cell Preservation without Perfusion Culture under Cell-Based Assay Conditions.</a> Adv Mater. 22 (28), 3017-3021 (2010).</li><li>Um, E., Lee, D. S., Pyo, H. S., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+generation+of+hydrogel+beads+and+encapsulation+of+biological+materials+using+a+microfluidic+droplet-merging+channel.">Continuous generation of hydrogel beads and encapsulation of biological materials using a microfluidic droplet-merging channel.</a> Microfluid. Nanofluid. 5 (4), 541-549 (2008).</li><li>Lee, D. H., Lee, W., E, U. m., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbridge+structures+for+uniform+interval+control+of+flowing+droplets+in+microfluidic+networks.">Microbridge structures for uniform interval control of flowing droplets in microfluidic networks.</a> Biomicrofluidics. 5 (3), 034117 (2011).</li><li>Lee, D. H., Bae , C. Y., Han, J. I., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+analysis+of+heterogeneity+in+the+lipid+content+of+single+green+microalgae+in+alginate+hydrogel+microcapsules.">In situ analysis of heterogeneity in the lipid content of single green microalgae in alginate hydrogel microcapsules.</a> Anal. Chem. 85 (18), 8749-8756 (2013).</li><li>Yamada, M., Sugaya, S., Naganuma, Y., Seki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+synthesis+of+chemically+and+physically+anisotropic+hydrogel+microfibers+for+guided+cell+growth+and+networking.">Microfluidic synthesis of chemically and physically anisotropic hydrogel microfibers for guided cell growth and networking.</a> Soft Matter. 8 (11), 3122-3130 (2012).</li><li>Yamada, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+formation+of+heterotypic+hepatic+micro-organoids+in+anisotropic+hydrogel+microfibers+for+long-term+preservation+of+liver-specific+functions.">Controlled formation of heterotypic hepatic micro-organoids in anisotropic hydrogel microfibers for long-term preservation of liver-specific functions.</a> Biomaterials. 33 (33), 8304-8315 (2012).</li><li>Onoe, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metre-long+cell-laden+microfibres+exhibit+tissue+morphologies+and+functions.">Metre-long cell-laden microfibres exhibit tissue morphologies and functions.</a> Nat. Mater. 12 (6), 584-590 (2013).</li><li>Lee, W., Son, J., Yoo, S. S., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Facile+and+Biocompatible+Fabrication+of+Chemically+Sol&#8722;Gel+Transitional+Hydrogel+Free-Standing+Microarchitectures.">Facile and Biocompatible Fabrication of Chemically Sol&#8722;Gel Transitional Hydrogel Free-Standing Microarchitectures.</a> 12 (1), 14-18 (2011).</li><li>Lee, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+hydrogel+biopaper+for+patterned+3D+cell+culture+and+modular+tissue+reconstruction.">Cellular hydrogel biopaper for patterned 3D cell culture and modular tissue reconstruction.</a> Adv. Healthcare Mater. 1 (5), 635-639 (2012).</li><li>Bae, C. Y., Min, M. K., Kim, H., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Geometric+effect+of+the+hydrogel+grid+structure+on+in+vitro+formation+of+homogeneous+MIN6+cell+clusters.">Geometric effect of the hydrogel grid structure on in vitro formation of homogeneous MIN6 cell clusters.</a> Lab Chip. 14 (13), 2183-2190 (2014).</li><li>Bruzewicz, D. A., McGuigan, A. P., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+a+modular+tissue+construct+in+a+microfluidic+chip.">Fabrication of a modular tissue construct in a microfluidic chip.</a> Lab Chip. 8 (5), 663-671 (2008).</li><li>Choi, S., Park, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-step+photolithography+to+fabricate+multilevel+microchannels.">Two-step photolithography to fabricate multilevel microchannels.</a> Biomicrofluidics. 4 (4), 046503 (2010).</li><li>Lee, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+formation+and+collagen-alginate+composite+encapsulation+of+pancreatic+islet+spheroids.">In situ formation and collagen-alginate composite encapsulation of pancreatic islet spheroids.</a> Biomaterials. 33 (3), 837-845 (2012).</li><li>Cabodi, M., Choi, N. W., Gleghorn, J. P., Lee, C. S., Bonassar, L. J., Stroock, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+biomaterial.">A microfluidic biomaterial.</a> J. Am. Chem. Soc. 127 (40), 13788-13789 (2005).</li><li>Choi, N. W., Cabodi, M., Held, B., Gleghorn, J. P., Bonassar, L. J., Stroock, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+scaffolds+for+tissue+engineering.">Microfluidic scaffolds for tissue engineering.</a> Nat. Mater. 6 (11), 908-915 (2007).</li><li>Rowley, J. A., Madlambayan, G., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alginate+hydrogels+as+synthetic+extracellular+matrix+materials.">Alginate hydrogels as synthetic extracellular matrix materials.</a> Biomaterials. 20 (1), 45-53 (1999).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

يوفر هذا البروتوكول طريقة بسيطة لافتعال صحائف هيدروجيل وحدات، وتجميع لهم لتشكيل السقالات الخلوية 3D. لبناء واضحة الهياكل الجينات منقوشة في وقت قصير، يجب أن نحدد عملية عبر ربط التي يمكن أن تخلق هياكل جامدة بما فيه الكفاية للحفاظ ع...

الهلاميات المائية بشكل خاص الحيوية واعدة، ويتوقع أن تكون مهمة في البيولوجيا الأساسية، المقايسات الدوائية والطب. وقد اقترح 1 Biofabrication من بنيات الخلوية القائم على هيدروجيل للحد من استخدام التجارب على الحيوانات، 2،3 استبدال أنسجة للزرع و 4 و تحسين المقايسات خلية القاعدة. 5،6 التي تحتوي على المياه (الكهرومائية) المواد اللزجة (الهلام) تسمح لعدد كبير من الخلايا لتكون مغلفة وصيانتها في بنية سقالة للسيطرة على المكروية الخلوية 3D. في تركيبة مع توجيه التكنولوجيات ميكروفلويديك أو micropatterning، الهندسة للبنيات هيدروجيل يمكن التحكم بدقة في نطاق الخلوية. حتى الآن، ومجموعة متنوعة من الأشكال من الهلاميات المائية، بما في ذلك الجزيئات، 7-9 الألياف، 10-12 ووريقات 13-15 وقد استخدمت وحدات البناء في APPRO من أسفل إلى أعلىأوجاع لتصنيع الماكرو النطاق أبنية متعددة الخلايا. وكانت كل من الجسيمات القائم على هيدروجيل والألياف ملفقة بسهولة وبسرعة لتطبيقات عن البيئات الخلوية الصغيرة الحجم، مع وجود ضوابط الموائعية باستخدام أجهزة ميكروفلويديك. لكن، وكما الوحدات الأساسية للأنسجة هندسيا، سيكون معقدا لإعادة ترتيبها وتكبير حجمها كما يبني المستوى الكلي. 16 ومن الأصعب لتحقيق بنيات الكلية تحجيمها من لإنتاج وحدات الأساسية ميكرون الحجم. وحدات ورقة مثل من يبني على أساس هيدروجيل يمكن استخدامها لزيادة حجم السقالات عن طريق عملية التجميع بسيطة. ويترتب على ذلك طبقات مكدسة من الأوراق هيدروجيل توفر ليس فقط زيادة الحجمية ولكن أيضا تمديد هندسية في الفضاء 3D. لقد ذكرت سابقا وسيلة لافتعال صحائف هيدروجيل micropatterned، 13-15 جنبا إلى جنب مع تجميع هذه الجزيئات متعددة تسريحأبنية الخلوية الدو. تقنية تمكن micropatterning معقدة وتصميم وحدات من البنى الخلوية عن طريق عملية زرع هياكل متعددة الطبقات. من خلال تلفيق مكدسة ورقة هيدروجيل وحدات، والتي micropatterned، نظام زراعة الخلايا 3D مع المكروية الخلوية المستوى الكلي التي تسيطر عليها لا يمكن أن تتحقق. يصف هذا البروتوكول فيديو طريقة تصنيع بسيطة لكنها قوية والتي يمكن استخدامها لبناء وحدات صفائح هيدروجيل، استنادا إلى الكبد البشري خط خلية سرطان (HepG2). علينا أن نبرهن تلاعب بسيط هنا من هذه الأوراق هيدروجيل حدات منقوشة، وتجميعها في هيكل متعدد الطبقات.

<table><tbody><tr><td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td><td>Dow Corning Corporation</td><td>000000000001064291</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2443</td><td>Powdered nonionic surfactant&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Alginic acid sodium salt, low viscosity</td><td>Alfa Aesar</td><td>B25266</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C7902</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonic humidifier</td><td>MediHeim</td><td>MH-2800</td><td>Modified equipment, Maximum sprayed rate: 250 ml/hr</td></tr><tr><td>Nylon net filter hydrofilic, 180 &amp;mu;m</td><td>EMD Millipore</td><td>NY8H04700</td><td></td></tr><tr><td>Polycarbonate mold</td><td></td><td></td><td>Customized mold for fabrication of a PDMS frame pattern</td></tr></tbody></table>

construction of modular hydrogel sheets for micropatterned macro-scaled 3d cellular architecture

ويمكن نمط الهلاميات المائية على النطاق الصغير باستخدام تقنيات الموائع الدقيقة أو micropatterning إلى توفير في الجسم الحي تشبه الهندسة ثلاثية الأبعاد (3D) الأنسجة. وقد أدخلت الناتجة يبني على أساس هيدروجيل 3D الخلوية كبديل للالتجارب على الحيوانات للدراسات البيولوجية المتقدمة، المقايسات الدوائية والتطبيقات زرع الأعضاء. على الرغم من أن الجزيئات على أساس هيدروجيل والألياف يمكن أن تكون ملفقة بسهولة، فمن الصعب التلاعب بها لإعادة بناء الأنسجة. في هذا الفيديو، ونحن تصف طريقة لتصنيع صفائح الجينات هيدروجيل micropatterned، جنبا إلى جنب مع التجمع لتشكيل خلية نظام الثقافة 3D الماكرو النطاق مع المكروية الخلوية التي تسيطر عليها. باستخدام نموذج ضباب وكيل التبلور الكالسيوم، يتم إنشاء ورقة هيدروجيل رقيقة بسهولة مع سمك في حدود 100-200 ميكرون، ومع micropatterns دقيق. ويمكن بعد ذلك مثقف الخلايا مع التوجيه الهندسي للأوراق هيدروجيل فيشروط قائما بذاته. وعلاوة على ذلك، فإن ورقة هيدروجيل يمكن التلاعب بها بسهولة باستخدام micropipette مع تلميح نهاية المعالم، ويمكن تجميعها في هياكل متعددة الطبقات بتكويمهم باستخدام polydimethylsiloxane نمط (PDMS) الإطار. هذه الأوراق هيدروجيل وحدات، والتي يمكن أن تكون ملفقة باستخدام عملية السطحية، لها تطبيقات محتملة في المختبر فحوصات المخدرات والدراسات البيولوجية، بما في ذلك الدراسات الفنية الدقيقة وmacrostructure وإعادة الإعمار الأنسجة.

وصفناها تصنيع والتلاعب قائما بذاته ورقة هيدروجيل الخلوية. كما هو مبين في الشكل 1، ونحن ملفقة PDMS قوالب micropatterned، وكانت محملة هيدروجيل التي تحتوي على الخلايا على سطح ماء من هذه القوالب وعبر المرتبطة باستخدام المرطب لتوليد ضباب على ه?...

Watch this Scientific Journal Video about Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture at JoVE.com

Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture

We describe the fabrication of micropatterned hydrogel sheets using a simple process, which can be assembled and manipulated in a freestanding form. Using these modular hydrogel sheets, a simple macro-scaled 3D cell culture system can be generated with a controlled cellular microenvironment.

بناء وحدات صفائح هيدروجيل لتحجيم الكلي Micropatterned 3D الخلوية العمارة

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue ...

construction-modular-hydrogel-sheets-for-micropatterned-macro-scaled

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.2K Views.  Korea Advanced Institute of Science and Technology (KAIST). We describe the fabrication of micropatterned hydrogel sheets using a simple process, which can be assembled and manipulated in a freestanding form. Using these modular hydrogel sheets, a simple macro-scaled 3D cell culture system can be generated with a controlled cellular microenvironment. 

Video: Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture

Fabrication of Micropatterned Hydrogels for Neural Culture Systems using Dynamic Mask Projection Photolithography

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the need for 3D environments to represent in vitro experiments which better mimic in vivo qualities 1-3. Studies in fields such as cancer research 4, neural engineering 5, cardiac physiology 6, and cell-matrix interaction7,8have shown cell behavior differs substantially between traditional monolayer cultures and 3D constructs.
Hydrogels are used as 3D environments because of their variety, versatility and ability to tailor molecular composition through functionalization 9-12. Numerous techniques exist for creation of constructs as cell-supportive matrices, including electrospinning13, elastomer stamps14, inkjet printing15, additive photopatterning16, static photomask projection-lithography17, and dynamic mask microstereolithography18. Unfortunately, these methods involve multiple production steps and/or equipment not readily adaptable to conventional cell and tissue culture methods. The technique employed in this protocol adapts the latter two methods, using a digital micromirror device (DMD) to create dynamic photomasks for crosslinking geometrically specific poly-(ethylene glycol) (PEG) hydrogels, induced through UV initiated free radical polymerization. The resulting "2.5D" structures provide a constrained 3D environment for neural growth. We employ a dual-hydrogel approach, where PEG serves as a cell-restrictive region supplying structure to an otherwise shapeless but cell-permissive self-assembling gel made from either Puramatrix or agarose. The process is a quick simple one step fabrication which is highly reproducible and easily adapted for use with conventional cell culture methods and substrates.
Whole tissue explants, such as embryonic dorsal root ganglia (DRG), can be incorporated into the dual hydrogel constructs for experimental assays such as neurite outgrowth. Additionally, dissociated cells can be encapsulated in the photocrosslinkable or self polymerizing hydrogel, or selectively adhered to the permeable support membrane using cell-restrictive photopatterning. Using the DMD, we created hydrogel constructs up to ~1mm thick, but thin film (&lt;200 &mu;m) PEG structures were limited by oxygen quenching of the free radical polymerization reaction. We subsequently developed a technique utilizing a layer of oil above the polymerization liquid which allowed thin PEG structure polymerization.
In this protocol, we describe the expeditious creation of 3D hydrogel systems for production of microfabricated neural cell and tissue cultures. The dual hydrogel constructs demonstrated herein represent versatile in vitro models that may prove useful for studies in neuroscience involving cell survival, migration, and/or neurite growth and guidance. Moreover, as the protocol can work for many types of hydrogels and cells, the potential applications are both varied and vast.

Simple techniques are described for the rapid production of microfabricated neural culture systems using a digital micromirror device for dynamic mask projection lithography on regular cell culture substrates. These culture systems may be more representative of natural biological architecture, and the techniques described could be adapted for numerous applications.

تلفيق Micropatterned الهلاميات المائية لأنظمة الثقافة العصبية الديناميكية باستخدام الطباعة التصويرية إسقاط القناع

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the ...

Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field of 3D templates is rising due to the potential resemblance of those materials to the natural extracellular matrix. Protein-based hydrogels are particularly promising because they can easily be functionalized and can achieve defined structures with adjustable physicochemical properties. However, the production of macroporous 3D templates for cell culture applications using natural materials is often limited by their weaker mechanical properties compared to those of synthetic materials. Here, different methods were evaluated to produce macroporous bovine serum albumin (BSA)-based hydrogel systems, with adjustable pore sizes in the range of 10 to 70 &#181;m in radius. Furthermore, a method to generate channels in this protein-based material that are several hundred microns long was established. The different methods to produce pores, as well as the influence of pore size on material properties such as swelling ratio, pH, temperature stability, and enzymatic degradation behavior, were analyzed. Pore sizes were investigated in the native, swollen state of the hydrogels using confocal laser scanning microscopy. The feasibility for cell culture applications was evaluated using a cell-adhesive RGD peptide modification of the protein system and two model cell lines: human breast cancer cells (A549) and adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells (MCF7).

Different methods to manipulate three-dimensional architecture in protein-based hydrogels are evaluated here with respect to material properties. The macroporous networks are functionalized with a cell-adhesive peptide, and their feasibility in cell culture is evaluated using two different model cell lines.

سهل التلاعب بأبنية في الهلاميات المائية المستندة إلى البروتين لتطبيقات ثقافة الخلية

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field ...

Biochemistry

Printing Thermoresponsive Reverse Molds for the Creation of Patterned Two-component Hydrogels for 3D Cell Culture

Bioprinting is an emerging technology that has its origins in the rapid prototyping industry. The different printing processes can be divided into contact bioprinting1-4 (extrusion, dip pen and soft lithography), contactless bioprinting5-7 (laser forward transfer, ink-jet deposition) and laser based techniques such as two photon photopolymerization8. It can be used for many applications such as tissue engineering9-13, biosensor microfabrication14-16 and as a tool to answer basic biological questions such as influences of co-culturing of different cell types17. Unlike common photolithographic or soft-lithographic methods, extrusion bioprinting has the advantage that it does not require a separate mask or stamp. Using CAD software, the design of the structure can quickly be changed and adjusted according to the requirements of the operator. This makes bioprinting more flexible than lithography-based approaches.
Here we demonstrate the printing of a sacrificial mold to create a multi-material 3D structure using an array of pillars within a hydrogel as an example. These pillars could represent hollow structures for a vascular network or the tubes within a nerve guide conduit. The material chosen for the sacrificial mold was poloxamer 407, a thermoresponsive polymer with excellent printing properties which is liquid at 4 &deg;C and a solid above its gelation temperature ~20 &deg;C for 24.5% w/v solutions18. This property allows the poloxamer-based sacrificial mold to be eluted on demand and has advantages over the slow dissolution of a solid material especially for narrow geometries. Poloxamer was printed on microscope glass slides to create the sacrificial mold. Agarose was pipetted into the mold and cooled until gelation. After elution of the poloxamer in ice cold water, the voids in the agarose mold were filled with alginate methacrylate spiked with FITC labeled fibrinogen. The filled voids were then cross-linked with UV and the construct was imaged with an epi-fluorescence microscope.

A bioprinter was used to create patterned hydrogels based on a sacrificial mold. The poloxamer mold was backfilled with a second hydrogel and then eluted, leaving voids which were filled with a third hydrogel. This method uses fast elution and good printability of poloxamer to generate complex architectures from biopolymers.

قوالب الطباعية عكس Thermoresponsive لإنشاء منقوشة الهلاميات المائية ثنائي مكون للثقافة الخلية 3D

Bioprinting is an emerging technology that has its origins in the rapid prototyping industry. The different printing processes can be divided into contact ...

Immunology and Infection

Gradient Strain Chip for Stimulating Cellular Behaviors in Cell-laden Hydrogel

Artificial guidance for cellular alignment is a hot topic in the field of tissue engineering. Most of the previous research has investigated single strain-induced cellular alignment on a cell-laden hydrogel by using complex experimental processes and mass controlling systems, which are usually associated with contamination issues. Thus, in this article, we propose a simple approach to building a gradient static strain using a fluidic chip with a plastic PDMS cover and a UV transparent glass substrate for the stimulation of cellular behavior in a 3D hydrogel. Overloading photo-patternable cell prepolymer in the fluidic chamber can generate a convex curved PDMS membrane on the cover. After UV crosslinking, through a concentric circular micropattern under the curved PDMS membrane, and buffer washing, a microenvironment for investigating cell behaviors under a variety of gradient strains is self-established in a single fluidic chip, without external instruments. NIH3T3 cells were demonstrated after observing the change in the cellular alignment trend under geometry guidance, in cooperation with strain stimulation, which varied from 15 - 65% on hydrogels. After a 3-day incubation, the hydrogel geometry dominated the cell alignment under low compressive strain, where cells aligned along the hydrogel elongation direction under high compressive strain. Between these, the cells showed random alignment due to the dissipation of the radical guidance of hydrogel elongation and the geometry guidance of the patterned hydrogel.

This article introduces a simple approach to providing non-continuous gradient static strains on a concentric cell-laden hydrogel to regulate cell alignment for tissue engineering.

رقاقة سلالة التدرج لتحفيز السلوكيات الخلوي في الخلية لادن المائية

Artificial guidance for cellular alignment is a hot topic in the field of tissue engineering. Most of the previous research has investigated single ...

Light-mediated Formation and Patterning of Hydrogels for Cell Culture Applications

Click chemistries have been investigated for use in numerous biomaterials applications, including drug delivery, tissue engineering, and cell culture. In particular, light-mediated click reactions, such as photoinitiated thiol&#8722;ene and thiol&#8722;yne reactions, afford spatiotemporal control over material properties and allow the design of systems with a high degree of user-directed property control. Fabrication and modification of hydrogel-based biomaterials using the precision afforded by light and the versatility offered by these thiol&#8722;X photoclick chemistries are of growing interest, particularly for the culture of cells within well-defined, biomimetic microenvironments. Here, we describe methods for the photoencapsulation of cells and subsequent photopatterning of biochemical cues within hydrogel matrices using versatile and modular building blocks polymerized by a thiol&#8722;ene photoclick reaction. Specifically, an approach is presented for constructing hydrogels from allyloxycarbonyl (Alloc)-functionalized peptide crosslinks and pendant peptide moieties and thiol-functionalized poly(ethylene glycol) (PEG) that rapidly polymerize in the presence of lithium acylphosphinate photoinitiator and cytocompatible doses of long wavelength ultraviolet (UV) light. Facile techniques to visualize photopatterning and quantify the concentration of peptides added are described. Additionally, methods are established for encapsulating cells, specifically human mesenchymal stem cells, and determining their viability and activity. While the formation and initial patterning of thiol-alloc hydrogels are shown here, these techniques broadly may be applied to a number of other light and radical-initiated material systems (e.g., thiol-norbornene, thiol-acrylate) to generate patterned substrates.

We describe a sequential process for light-mediated formation and subsequent biochemical patterning of synthetic hydrogel matrices for three-dimensional cell culture applications. The construction and modification of hydrogels with cytocompatible photoclick chemistry is demonstrated. Additionally, facile techniques to quantify and observe patterns and determine cell viability within these hydrogels are presented.

تشكيل الضوء بوساطة والزخرفة من الهلاميات المائية للتطبيقات خلية ثقافة

Click chemistries have been investigated for use in numerous biomaterials applications, including drug delivery, tissue engineering, and cell culture. In ...

A Versatile Method of Patterning Proteins and Cells

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning techniques work well only with simple shapes, small areas and selected bio-materials. This article describes a method to distribute cell suspensions as well as substrate solutions into complex, long, closed (dead-end) polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels using negative pressure. This method enables researchers to pattern multiple substrates including fibronectin, collagen, antibodies (Sal-1), poly-D-lysine (PDL), and laminin. Patterning of substrates allows one to indirectly pattern a variety of cells. We have tested C2C12 myoblasts, the PC12 neuronal cell line, embryonic rat cortical neurons, and amphibian retinal neurons. In addition, we demonstrate that this technique can directly pattern fibroblasts in microfluidic channels via brief application of a low vacuum on cell suspensions. The low vacuum does not significantly decrease cell viability as shown by cell viability assays. Modifications are discussed for application of the method to different cell and substrate types. This technique allows researchers to pattern cells and proteins in specific patterns without the need for exotic materials or equipment and can be done in any laboratory with a vacuum.

This report describes a simple, easy to perform technique, using low pressure vacuum, to fill microfluidic channels with cells and substrates for biological research.

منهج تنوعا من الزخرفة البروتينات والخلايا

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning ...

An Additive Manufacturing Technique for the Facile and Rapid Fabrication of Hydrogel-based Micromachines with Magnetically Responsive Components

Polyethylene glycol (PEG)-based hydrogels are biocompatible hydrogels that have been approved for use in humans by the FDA. Typical PEG-based hydrogels have simple monolithic architectures and often function as scaffolding materials for tissue engineering applications. More sophisticated structures typically take a long time to fabricate and do not contain moving components. This protocol describes a photolithography method that allows for facile and rapid microfabrication of PEG structures and devices. This strategy involves an in-house developed fabrication stage that allows for the rapid fabrication of 3D structures by building upwards in a layer-by-layer fashion. Independent moving components can also be aligned and assembled onto support structures to form integrated devices. These independent components are doped with superparamagnetic iron oxide nanoparticles that are sensitive to magnetic actuation. In this manner, the fabricated devices can be actuated using external magnets to yield movement of the components within. Hence, this technique allows for the fabrication of sophisticated MEMS-like devices (micromachines) that are composed entirely out of a biocompatible hydrogel, able to function without an onboard power source, and respond to a contact-less method of actuation. This manuscript describes the fabrication of both the fabrication set-up as well as the step-by-step method for the microfabrication of these hydrogels-based MEMS-like devices.

An additive manufacturing strategy for processing UV-crosslinkable hydrogels has been developed. This strategy allows for the layer-by-layer assembly of microfabricated hydrogel structures as well as the assembly of independent components, yielding integrated devices containing moving components that are responsive to magnetic actuation.

مثبط لصناعة تقنية لتلفيق ميكروماتشينيس على أساس المائية مع مكونات مغناطيسيا استجابة سريعة وسهلة

Polyethylene glycol (PEG)-based hydrogels are biocompatible hydrogels that have been approved for use in humans by the FDA. Typical PEG-based hydrogels ...

Initial 3D Cell Cluster Control in a Hybrid Gel Cube Device for Repeatable Pattern Formations

The importance of in vitro 3D cultures is considerably emphasized in cell/tissue culture. However, the lack of experimental repeatability is one of its restrictions. Producing few repeatable results of pattern formation deteriorates the analysis of the mechanisms underlying the self-organization. Reducing variation in initial culture conditions, such as the cell density and distribution in the extracellular matrix (ECM), is crucial to enhance the repeatability of a 3D culture. In this article, we demonstrate a simple but robust procedure for controlling the initial cell cluster shape in a 3D extracellular matrix to obtain highly repeatable pattern formations. A micromold with a desired shape was fabricated by using photolithography or a machining process, and it formed a 3D pocket in the ECM contained in a hybrid gel cube (HGC). Highly concentrated cells were then injected in the pocket so that the cell cluster shape matched with the fabricated mold shape. The employed HGC allowed multi-directional scanning by its rotation, which enabled high-resolution imaging and the capture of the entire tissue structure even though a low-magnification lens was used. Normal human bronchial epithelial cells were used to demonstrate the methodology.&#160;

We present a procedure for controlling the initial cell cluster shape in a 3D extracellular matrix to obtain a repeatable pattern formation. A cubic device containing two different hydrogels is employed to achieve multi-directional imaging for tissue pattern formation.

التحكم الكتلة الخلية الأولى 3D في جهاز مكعب جل هجين لتشكيلات نمط التكرار

The importance of in vitro 3D cultures is considerably emphasized in cell/tissue culture. However, the lack of experimental repeatability is one of its ...

Protocols of 3D Bioprinting of Gelatin Methacryloyl Hydrogel Based Bioinks

Gelatin methacryloyl (GelMA) has become a popular biomaterial in the field of bioprinting. The derivation of this material is gelatin, which is hydrolyzed from mammal collagen. Thus, the arginine-glycine-aspartic acid (RGD) sequences and target motifs of matrix metalloproteinase (MMP) remain on the molecular chains, which help achieve cell attachment and degradation. Furthermore, formation properties of GelMA are versatile. The methacrylamide groups allow a material to become rapidly crosslinked under light irradiation in the presence of a photoinitiator. Therefore, it makes great sense to establish suitable methods for synthesizing three-dimensional (3D) structures with this promising material. However, its low viscosity restricts GelMA's printability. Presented here are methods to carry out 3D bioprinting of GelMA hydrogels, namely the fabrication of GelMA microspheres, GelMA fibers, GelMA complex structures, and GelMA-based microfluidic chips. The resulting structures and biocompatibility of the materials as well as the printing methods are discussed. It is believed that this protocol may serve as a bridge between previously applied biomaterials and GelMA as well as contribute to the establishment of GelMA-based 3D architectures for biomedical applications.

Presented here is a method for the 3D bioprinting of gelatin methacryloyl.

بروتوكولات 3D بيوريتينغ من الجيلاتين ميثاكريلويل هيدروجيل القائم علي الحيوية

Gelatin methacryloyl (GelMA) has become a popular biomaterial in the field of bioprinting. The derivation of this material is gelatin, which is hydrolyzed ...

Interlinked Macroporous 3D Scaffolds from Microgel Rods

A two-component system of functionalized microgels from microfluidics allows for fast interlinking into 3D macroporous constructs in aqueous solutions without further additives. Continuous photoinitiated on-chip gelation enables variation of the microgel aspect ratio, which determines the building block properties for the obtained constructs. Glycidyl methacrylate (GMA) or 2-aminoethyl methacrylate (AMA) monomers are copolymerized into the microgel network based on polyethylene glycol (PEG) star-polymers to achieve either epoxy or amine functionality. A focusing oil flow is introduced into the microfluidic outlet structure to ensure continuous collection of the functionalized microgel rods. Based on a recent publication, microgel rod-based constructs result in larger pores of several hundred micrometers and, at the same time, lead to overall higher scaffold stability in comparison to a spherical-based model. In this way, it is possible to produce higher-volume constructs with more free volume while reducing the amount of material required. The interlinked macroporous scaffolds can be picked up and transported without damage or disintegration. Amine and epoxy groups not involved in interlinking remain active and can be used independently for post-modification. This protocol describes an optimized method for the fabrication of microgel rods to form macroporous interlinked scaffolds that can be utilized for subsequent cell experiments.

Microgel rods with complementary reactive groups are produced via microfluidics with the ability to interlink in aqueous solution. The anisometric microgels jam and interlink into stable constructs with larger pores compared to spherical-based systems. Microgels modified with GRGDS-PC form macroporous 3D constructs that can be used for cell culture.

سقالات 3D مترابطة من قضبان Microgel

A two-component system of functionalized microgels from microfluidics allows for fast interlinking into 3D macroporous constructs in aqueous solutions ...