Name: the fibular nerve injury method: a reliable assay to identify and test factors that repair neuromuscular junctions
Uploaded: 2016-08-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions at JoVE.com

The authors thank members of the Valdez laboratory for intellectual input on experiments and comments on the manuscript.

أجريت جميع التجارب تحت المبادئ التوجيهية المعاهد الوطنية للصحة والبروتوكولات الحيوانية التي وافقت عليها لجنة جامعة فرجينيا للتكنولوجيا المؤسسي رعاية الحيوان واستخدام. 1. الحيوانات التحضير لجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران مع خليط من الكيتامين (90 ملغ / كلغ) وزيلازين (10 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن تحت الجلد الإربي مع معقمة 1 مل حقنة الأنسولين. يحتوي الحل الناقل خليط من المياه المالحة 0.9٪ و 17.4 ملغ / مل الكيتامين و 2.6 ملغ / مل زيلازين. وضع الحيوانات مرة أخرى في أقفاص في انتظار الدواء إلى حيز التنفيذ. ملاحظة: إذا لم جرعة التحميل توفر التخدير كافية لمدة الإجراء، قد يتم حقن إضافية 25٪ من جرعة التحميل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحيوانات رصد وظيفة في حقن للتحقق من وتيرة التنفس ثابتة والاكتئاب المناسب من مستويات الإثارة. التحقق من مستوى الإثارة مع قليل القدم الخلفية، والتي ينبغي أن تثير أي رد عندما تخدير بما فيه الكفاية. ملاحظة: هذه عادة ما يستغرق 3-5دقيقة لالماوس الشباب البالغين بمعدل 25 إلى 30 غراما. إذا كان هذا الحيوان لا يزال استجابة بعد 10 دقيقة بعد الحقن، ويمكن حقن إضافية 25٪ من جرعة التحميل التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق الفازلين والزيوت المعدنية الخفيفة مرهم للعين للعيون الحيوان لمنع جفاف. إزالة الحيوانات من القفص ومكان على سطح نظيف ومستو. حلق أطرافهم هند المطلوب من القدم إلى الحوض باستخدام الانتهازي الشعر الكهربائي، وفضح فقط الجانب الوحشي من أطرافهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مزيل الشعر الكيميائية إلى الموقع حلق لمدة 1 دقيقة. يدويا إزالة الشعر باستخدام مناديل المختبر. نظيفة منطقة نزعه مع مختبر محو غارقة في الايثانول. </li></ol> 2. إجراء العمليات الجراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم أو غيرها من طريقة المناسب. تنظيف الموقع الجراحي ومجلس الجراحي مع 80٪ من الإيثانول / H 2 0. تطهير موقع الجراحية مع proviodine. ضع الماوس على متن الجراحية وتتماشى مع القيود أطرافهم. احتفظعلى أطرافه الخلفية الهدف في وضع الطبيعي تشريحيا مع مفصل الركبة تمديد قليلا دون دوران داخلي أو خارجي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان ومجلس تحت المجهر الجراحي. توجيه إلى موقع شق السليم عن طريق الجس من المعالم السطحية، وتحديدا في مفصل الركبة عظمي والتلال بين الأمامية الظنبوبي وعضلات الساق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق حوالي 3 سم من خلال الجلد باستخدام مشرط أو الربيع مقص أثناء استخدام ملقط العامة التي تجتاح. جعل شق عمودي على مسار الكامنة وراء العصب الشظوي المشترك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة شق طريق اللفافة السطحية، وفضح الفخذية ذات الرأسين والعضلة المتسعة الوحشية العضلات. فصل هذه العضلات من خلال قطع اللفافة العميقة التي تربط. وينبغي أن يكون قطع 1-2 سم كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التراجع عن الفخذية ذات الرأسين العضلات caudally باستخدام الكامشات الميكانيكية، وكشف عن العصب الشظوي المشترك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتبع العصب قريب حتى بين لتم العثور على القسم مع وتر الرأس الوحشي للعضلة الساق. ملاحظة: التعرض قد يتطلب معالجة إضافية من الجلد تراجع والعضلات. يستخدم هذا التقاطع باعتبارها معلما مستقر للإصابة العصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فهم العصب مع ملقط غرامة، والتوفيق بين النصائح بطريقة موازية للالحدود الجانبية للوتر الساق. سحق العصب الشظوي المشترك من خلال تطبيق ثابت والضغط الجاد لمدة 5 ثوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد سحق الكامل للعصب عن طريق التفتيش البصري من خلال نطاق العمليات الجراحية. وسوف تظهر شفافة في موقع الإصابة. إذا باستخدام الفئران معربا عن البروتينات الفلورية في المحاور الطرفية، ومضان تختفي من موقع الإصابة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مبعدات وإعادة ترتيب العضلات في مواقعها التشريحية. إغلاق موقع شق مع 6-0 خيوط الحرير. 1-3 خيوط متقطعة بسيطة كافية. وضع يتعافى الماوس على وسادة التدفئة في قفص نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رصد جميع الحيوانات لمدة 2 ساعة بعد الأوبرانشوئها للتحقق من التنفس وأي ردود فعل سلبية على التخدير. إدارة جرعة أولية من البوبرينورفين 0،05-0،10 ملغ / كغ عن طريق الحقن تحت الجلد الإربي مباشرة بعد التعافي من الجراحة. منح 3 جرعات إضافية كل 12 ساعة على مدى ساعة 48 القادمة. بعد الشفاء التام، والعودة الفئران إلى مرفق للرعاية الحيوان. </li></ol> 3. عزل وتلون باسطة إبهام اليد العضلات (مؤسسة كهرباء لبنان) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضحية الحيوانات باستخدام الأيزوفلورين. الاستغناء عن 0.5 مل الأيزوفلورين السائل في أنبوب 50 مل محملة labwipes ماصة. وضع أنبوب لم يسبق لهم اللعب مع الحيوان في مختومة 2500 سم 3 غرفة. لا يقل عن 4 دقائق من التعرض كافية. اختبار لفقدان جفني الثنائي، إصبع القدم قرصة، وردود الفعل ذيل قرصة لضمان أن كل حيوان فاقد الوعي قبل الشروع في الارواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي Transcardially 16 الحيوانات لأول مرة مع 10 مل 0.1M برنامج تلفزيوني، ثم 25 مل من 4٪ لامتصاص العرق في 0.1M برنامج تلفزيوني (الرقم الهيدروجيني 7.4). الهيبارين (30 وحدة / 20غرام من وزن الحيوان) ويمكن إضافة مع برنامج تلفزيوني (10 وحدة / مل) لمنع تخثر الدم في سرير الشعرية الصغيرة، وتحسين النتائج الارواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الجلد الذي يغطي أطرافه الخلفية باستخدام مقص لقطع عرضيا خلال الجلد حول محيط البطن. قشر أسفل الجلد الماضي أطرافه الخلفية والقدمين باستخدام ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة اللفافة السطحية من الأطراف الخلفية من خلال استيعاب وتقشير بالملقط. إذا باستخدام الفئران معربا عن البروتينات الفلورية في المحاور الطرفية، بعد إصلاح الفئران كله بين عشية وضحاها في PFA 4٪ في 50 مل أنابيب. شطف ثلاث مرات مع برنامج تلفزيوني. ملاحظة: الثابتة الفئران يمكن تخزينها في برنامج تلفزيوني في 4 درجات مئوية. إذا لم يكن كذلك، تخطي هذه الخطوة وانتقل إلى الخطوة 3.6 بدون حيوانات تحديد بعد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح خارج العضلات مؤسسة كهرباء لبنان 18 من الماوس أطرافه الخلفية، ويجري التأكد من الحفاظ القريبة والبعيدة الأوتار سليمة قدر الإمكان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان العضلات مؤسسة كهرباء لبنان في عرقلة العازلة (1X PBS تحتوي على 0.5٪ تريتون X-100، 3٪ BSA و 5٪ مصل الماعز) لمدة 1 ساعة على الأقل. </li><li&gt; لتصور المحاور الحركية ومحطات أعصابهم والعضلات مكان في أنابيب تحتوي على خيط عصبي (1: 1000) وsynaptotagmin-2 (1: 250) الأجسام المضادة المخفف في عرقلة العازلة لمدة 3 أيام. غسل العضلات ثلاث مرات مع برنامج تلفزيوني 1X و 10 دقيقة في كل مرة. ملاحظة: تخطي هذه الخطوة إذا باستخدام الفئران معربا عن البروتينات الفلورية (XFP) في المحاور الطرفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وصمة عار على الجانب المقابل لم يصب بأذى مؤسسة كهرباء لبنان كعنصر تحكم إيجابية لكامل تعصيب NMJ. وينبغي أن يتضمن ضوابط السلبية على مؤسسة كهرباء لبنان التي تم الحصول عليها في 4 أيام بعد الإصابة، نقطة زمنية حيث NMJ غير المزالة التعصيب تماما، فضلا عن مؤسسة كهرباء لبنان الملون مع الأجسام المضادة الثانوية فقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان العضلات مع الأجسام المضادة الثانوية الموسومة fluorescently المناسبة للكشف عن خيط عصبي وsynaptotagmin-2 لمدة 1 يوم. غسل العضلات ثلاث مرات مع برنامج تلفزيوني 1X و 10 دقيقة في كل مرة. ملاحظة: يمكن أن تنفذ هذه الخطوة مع الخطوة 3.10. تخطي هذه الخطوة إذا باستخدام الفئران معربا عن البروتينات الفلورية في المحاور الطرفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتصور postsyالمنطقة naptic من NMJ، احتضان العضلات مع 5 ميكروغرام / مل اليكسا 555 مترافق ألفا بنغاروتوكسين المخفف في عرقلة العازلة لا يقل عن 2 ساعة. غسل العضلات ثلاث مرات مع برنامج تلفزيوني 1X و 10 دقيقة في كل مرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتركيب العضلات كلها على الشرائح الزجاجية موجبة الشحنة، ووضع العضلات مباشرة على الشريحة، إضافة بضع قطرات من الجلسرين المتوسطة القائمة على الشريحة المتزايدة، وتغطي مع ساترة. اضغط على ساترة ضد الشريحة لشد العضلات. نقع قبالة سائل الإعلام متزايدة من محيط الشريحة وساترة باستخدام مناديل المختبر. تطبيق طلاء الأظافر لختم حواف بين ساترة والشريحة. </li></ol> 4. التصوير وتحليل البيانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحليل بنية لل NMJs، صورة العضلات مؤسسة كهرباء لبنان باستخدام متحد البؤر مجهر المسح الضوئي ليزر مجهزة لإثارة 488، 555 و 633 نانومتر الخفيفة والتقاط الضوء المنبعث مع 20X 40X والأهداف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصور كامل لل NMJs، وخلق أقصى قدر من الصور كثافة إسقاط ثانية البصريمتباعدة ستعقد 1-2 ميكرون تمتد بعيدا من أدنى إلى أعلى المناطق مرئية من NMJ. خلق توقعات كثافة القصوى باستخدام التصوير البرمجيات المتاحة تجاريا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحديد معدلات عودة التعصيب، تصنيف لل NMJs على النحو التالي: 1) المزالة التعصيب تماما = الموقع بعد المشبكي يخلو تماما من الاتصال مع المحور، أقل من 5٪ colocalization بين محور عصبي وACHRS. 2) معصب جزئيا = محور عصبي تتداخل جزئيا postsynapse، colocalization 5-95٪ بين محور عصبي وACHRS. 3) تعصيب كامل = تقريبا بدل المثالي بين قبل وبعد المشبك، أكبر من 95٪ colocalization بين محور عصبي وACHRS. استبعاد لل NMJs التي تقع عموديا على مستوى التصوير أو لا تصور بشكل كامل في الصورة. ملاحظة: في كل هذه التجارب، تم فحص لا يقل عن 3 الحيوانات و 50 لل NMJs لكل حيوان. واعتبرت نتائج هامة باستخدام الطالب اختبار t مع قيمة P أقل من 0.05. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتشويش على المشغل، يمكن للأفراد منفصل أداءالجراحة وصورة التحليل. دون معرفة مجموعات العلاج، يمكن للمحلل أن يكون موضوعيا مع NMJ التهديف. بدلا من ذلك، يمكن أن تكون الصور العشوائية وعرضها على مشغل للتحليل دون معرفة المصدر الحيواني. </li></ol> 5. الكمي PCR <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضحية الحيوانات باستخدام الأيزوفلورين وخلع عنق الرحم. إزالة الجلد واللفافة السطحية التي تغطي عضلات الساق وفقا لخطوة 3.3. تشريح الأمامية الظنبوبي والعضلات مؤسسة كهرباء لبنان وفقا لخطوة 3.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فلاش تجميد الأمامية الظنبوبي كامل والعضلات مؤسسة كهرباء لبنان في أنبوب 1.5 مل على النيتروجين السائل. إزالة أنسجة من أنبوب وضعها في هاون قبل المبردة المغمورة جزئيا في النيتروجين السائل. طحن العضلات المجمدة الى مسحوق ناعم باستخدام هاون ومدقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حل مسحوق العضلات المجمدة إلى المتاحة تجاريا كاشف استخراج الحمض النووي الريبي وتنفيذ استخراج الحمض النووي الريبي وإزالة الحمض النووي الجيني مع مجموعة المتاحة تجاريا وفقا لط الشركة المصنعةnstructions. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء النسخ العكسي مع مزيج الناسخ العكسي المتاحة تجاريا وفقا لتعليمات الشركة الصانعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء QPCR استخدام عدة متاحة تجاريا باستخدام الجينات التدبير المنزلي المناسبة (انظر الجدول المواد). استخدام الكمي PCR cycler الحرارية المتاحة تجاريا لتنفيذ PCR (انظر الجدول المواد). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط درجة الحرارة الصلب إلى 58 درجة مئوية. ضبط المعلمات الدراجات إضافية لمواصفات الشركة المصنعة من مزيج الأخضر طق البلمرة / SYBR. تشمل خطوة منحنى ذوبان النهائية في برنامج cycler الحرارية التي تتكون من 0.5 درجة مئوية الزيادات الإضافية من 65 درجة مئوية إلى 95 درجة مئوية لاختبار خصوصية التمهيدي والتمهيدي تشكيل ديمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد مستويات التعبير مرنا النسبية عن طريق 2 - طريقة ΔΔCT 21 باستخدام 18S RNA كما الجين السيطرة. </li></ol>

<ol>
	<li>Sanes, J. R., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction,+assembly,+maturation+and+maintenance+of+a+postsynaptic+apparatus.">Induction, assembly, maturation and maintenance of a postsynaptic apparatus.</a> Nat. Rev. Neurosci. 2 (11), 791-805 (2001).</li><li>Moloney, E. B., de Winter, F., Verhaagen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ALS+as+a+distal+axonopathy:+molecular+mechanisms+affecting+neuromuscular+junction+stability+in+the+presymptomatic+stages+of+the+disease.">ALS as a distal axonopathy: molecular mechanisms affecting neuromuscular junction stability in the presymptomatic stages of the disease.</a> Front. Neurosci. 8, 252 (2014).</li><li>Apel, P. J., Alton, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+age+impairs+the+response+of+the+neuromuscular+junction+to+nerve+transection+and+repair:+An+experimental+study+in+rats.">How age impairs the response of the neuromuscular junction to nerve transection and repair: An experimental study in rats.</a> J Orthop Res. 27 (3), 385-393 (2009).</li><li>Balice-Gordon, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+neuromuscular+innervation.">Age-related changes in neuromuscular innervation.</a> Muscle Nerve Suppl. 5, S83-S87 (1997).</li><li>Valdez, G., Tapia, J. C., Lichtman, J. W., Fox, M. A., Sanes, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shared+resistance+to+aging+and+ALS+in+neuromuscular+junctions+of+specific+muscles.">Shared resistance to aging and ALS in neuromuscular junctions of specific muscles.</a> PloS one. 7 (4), e34640 (2012).</li><li>Nguyen, Q. T., Sanes, J. R., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pre-existing+pathways+promote+precise+projection+patterns.">Pre-existing pathways promote precise projection patterns.</a> Nat. Neurosci. 5 (9), 861-867 (2002).</li><li>K&#252;ry, P., Stoll, G., M&#252;ller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanisms+of+cellular+interactions+in+peripheral+nerve+regeneration.">Molecular mechanisms of cellular interactions in peripheral nerve regeneration.</a> Curr Opin Neurol. 14 (5), 635-639 (2001).</li><li>Gaudet, A. D., Popovich, P. G., Ramer, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wallerian+degeneration:+gaining+perspective+on+inflammatory+events+after+peripheral+nerve+injury.">Wallerian degeneration: gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury.</a> J Neuroinflammation. 8, 110 (2011).</li><li>Chen, P., Piao, X., Bonaldo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+macrophages+in+Wallerian+degeneration+and+axonal+regeneration+after+peripheral+nerve+injury.">Role of macrophages in Wallerian degeneration and axonal regeneration after peripheral nerve injury.</a> Acta Neuropathol. 130 (5), 605-618 (2015).</li><li>Chen, Z. -. L., Yu, W. -. M., Strickland, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+regeneration.">Peripheral regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 30, 209-233 (2007).</li><li>Darabid, H., Perez-Gonzalez, A. P., Robitaille, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuromuscular+synaptogenesis:+coordinating+partners+with+multiple+functions.">Neuromuscular synaptogenesis: coordinating partners with multiple functions.</a> Nat. Rev. Neurosci. 15 (11), 703-718 (2014).</li><li>Geuna, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sciatic+nerve+injury+model+in+pre-clinical+research.">The sciatic nerve injury model in pre-clinical research.</a> J. Neurosci. Methods. 243, 39-46 (2015).</li><li>Batt, J. A. E., Bain, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tibial+nerve+transection+-+a+standardized+model+for+denervation-induced+skeletal+muscle+atrophy+in+mice.">Tibial nerve transection - a standardized model for denervation-induced skeletal muscle atrophy in mice.</a> J. Vis. Exp. (81), e50657 (2013).</li><li>Savastano, L. E., Laurito, S. R., Fitt, M. R., Rasmussen, J. A., Gonzalez Polo, V., Patterson, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sciatic+nerve+injury:+a+simple+and+subtle+model+for+investigating+many+aspects+of+nervous+system+damage+and+recovery.">Sciatic nerve injury: a simple and subtle model for investigating many aspects of nervous system damage and recovery.</a> J. Neurosci. Methods. 227, 166-180 (2014).</li><li>Kang, H., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+regeneration+and+muscle+reinnervation+in+young+adult+and+aged+animals.">Motor axon regeneration and muscle reinnervation in young adult and aged animals.</a> J Neurosci. 33 (50), 19480-19491 (2013).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564 (2012).</li><li>Feng, G., Mellor, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Neuronal+Subsets+in+Transgenic+Mice+Expressing+Multiple+Spectral+Variants+of+GFP.">Imaging Neuronal Subsets in Transgenic Mice Expressing Multiple Spectral Variants of GFP.</a> Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).</li><li>Sanes, J. R., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+vertebrate+neuromuscular+junction.">Development of the vertebrate neuromuscular junction.</a> Annu Rev Neurosci. 22, 389-442 (1999).</li><li>Bowen, D. C., Park, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+and+regulation+of+MuSK+at+the+neuromuscular+junction.">Localization and regulation of MuSK at the neuromuscular junction.</a> Dev Biol. 199 (2), 309-319 (1998).</li><li>Gay, S., Jublanc, E., Bonnieu, A., Bacou, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myostatin+deficiency+is+associated+with+an+increase+in+number+of+total+axons+and+motor+axons+innervating+mouse+tibialis+anterior+muscle.">Myostatin deficiency is associated with an increase in number of total axons and motor axons innervating mouse tibialis anterior muscle.</a> Muscle Nerve. 45 (5), 698-704 (2012).</li><li>Livak, K. J., Schmittgen, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+relative+gene+expression+data+using+real-time+quantitative+PCR+and+the+2(-Delta+Delta+C(T))+Method.">Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method.</a> Methods. 25 (4), 402-408 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

الطريقة المعروضة في هذه المخطوطة يوفر فرصا فريدة لتحديد الآليات التي تشارك في إصلاح الوصلات العصبية والعضلية (NMJ). هذا الأسلوب ينطوي على سحق العصب الشظوي المشترك لأنها تمر على وتر الساق بالقرب من الركبة. وتبين لنا أنه بعد ثانية فقط 5 من ضغط العصب مع ملقط، يلاحظ انحطاط ?...

In young adult and healthy animals, the neuromuscular junction (NMJ) is a highly stable connection between the presynapse, the nerve ending of an &#945;-motor axon, and the postsynapse, the specialized region of an extrafusal muscle fiber where nicotinic acetylcholine receptors (AChRs) selectively aggregate1. The nearly perfect apposition of the pre- and post-synaptic apparatuses is necessary for proper neurotransmission, survival of &#945;-motor neurons and muscle fibers and motor function. Unfortunately, the function of the NMJ is adversely affected by aging, diseases such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS), autoimmune diseases and injury to muscles and peripheral nerves2-5. These insults often result in degeneration of presynaptic nerve endings, leaving muscles denervated and significantly altering motor skills. For this reason, the identification of molecules that function to maintain and repair the NMJ has become a priority. Because peripheral nerves regenerate and reinnervate targets, peripheral nerve injury models have been used to identify molecular changes associated with regenerating NMJs. 
Peripheral nerve injury models often involve either completely cutting or crushing specific nerve branches6. Following a cut, the endoneurial tube has to be reformed, delaying axonal regeneration and reinnervation of target cells and tissues. The severity of this type of injury also causes axons to meander away from their original path, resulting in their failure to reach original targets. This is in contrast to nerves injured via crush where the endoneurium remains contiguous, providing a path for efficient and proper regrowth of regenerating axons. It also allows axons to find and reinnervate their original muscle fiber partners. Irrespective of injury model, there are a number of cellular and molecular changes that must occur for axons to regenerate and reinnervate targets. After an injury, the nerve segment proximal to the target is broken down and removed via a process termed Wallerian Degeneration7. This process involves reprogramming and de-differentiation of Schwann cells into non-myelinating cells that secrete regenerative factors, clear myelin, and recruit macrophages to the site of injury8. Macrophages in turn complete the clearance of myelin and axonal debris, which would otherwise impede growth of the regenerating axon9. In parallel, motor and sensory neurons activate mechanisms needed to promote regeneration of their severed axons. Once the regenerating axon reaches the target, it must transform from a growth cone to a nerve ending capable of properly transmitting (for motor axons) or receiving (for sensory axons) information10. In this regard, alpha-motor axons undergo a series of well-orchestrated changes that culminate in their growth cone differentiating into a fully functional presynaptic nerve ending that nearly perfectly opposes the post-synaptic site on the target muscle fiber11. 
The sciatic, tibial and accessory nerves have been the primary choices for studying axonal and NMJ regeneration12-14. However, there are a number of drawbacks when using these models to examine cellular and molecular changes associated with regenerating NMJs between animals and under different conditions. Firstly, the sciatic nerve supplies the majority of the muscles of the hind limb, with injury significantly limiting both movement and sensation. It is therefore not possible to use this method to study the impact of exercise alone or in combination with other factors. Additionally, the sciatic nerve is a rather thick structure and thus requires a large amount of compressive force to fully injure all axons. This in turn may result in complete transection of the more superficial axons while leaving the endoneurial tube of deeper lying axons intact, introducing significant variability in the rate and fidelity of regeneration among these axons. Complete transection of this nerve is even less desirable given that many axons will fail to reconnect with the same muscle fibers. Complicating matters, the sciatic nerve possesses intrinsic anatomic variability, both in the number and site of origin of its terminal nerve branches. It is therefore very difficult to lesion the same site. While the tibial nerve is smaller and more amenable to crush injuries, there is also no readily available landmark to serve as a lesion site for this nerve branch. 
The accessory nerve branch (part of cranial nerve XI) that supplies the sternocleidomastoid muscle has also been used to study regeneration of NMJs15. This nerve is particularly attractive because NMJs in the sternocleidomastoid muscle can be more readily imaged in live animals compared to NMJs in other muscles. But similar to the sciatic and tibial nerves, there is no specific landmark that can be used to injure this nerve in the same location, limiting it as a model for comparing regeneration of NMJs among individual animals of an experimental cohort. An inconsistent lesion site introduces variability in the rates of NMJ reinnervation. Due to these shortcomings, the procedure presented here utilizes the injury of a different peripheral nerve branch to examine regenerating NMJs. 
The common fibular nerve, also called the common peroneal nerve, contains many features that make it a reliable nerve to examine regeneration of NMJs between animals and across different treatments. The common fibular nerve has a predictable anatomic course as it runs over the tendon of the lateral head of the gastrocnemius muscle in the knee, the intersection serving as a stable landmark for lesions. The nerve is accessed through a small and minimally invasive incision near but anatomically segregated from the muscles of interest. The findings presented here demonstrate that regenerating motor axons begin to reform NMJs in the extensor digitorum longus (EDL) muscle 8 days after crushing the fibular nerve in 70 days old young adult female mice. Importantly, the pattern and rate of reinnervation is consistent among animals of the same age and sex and therefore provide a reliable injury model that will significantly hasten our understanding of the cellular and molecular changes required to maintain and repair NMJs.

<table><tbody><tr><td>Ketamine</td><td>VetOne</td><td>501072</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Inc.&amp;nbsp;</td><td>003437&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>&amp;nbsp;Zoopharm</td><td>1Z-73000-150910&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kim-wipes</td><td>Kimtech</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Electric Razor</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-64800</td><td></td></tr><tr><td>80% EtOH/H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10% Proviodine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml Insulin Syringe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors</td><td>Vannas</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>No. 15 scalpel</td><td>Braintree Scientific</td><td>SSS 15</td><td></td></tr><tr><td>#5 Forceps</td><td>Dumont</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk suture on reverse cutting needle</td><td>&amp;nbsp;Suture Express</td><td>752B&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Heating Pad</td><td>Braintree Scientific</td><td>AP-R-18.5</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 555 conjugated alpha-BTX</td><td>Molecular Probes</td><td>B35451</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Vector Labs</td><td>H-1000</td><td></td></tr><tr><td>Olympus Stereo Zoom Microscope</td><td>Olympus</td><td>562037192</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss 700 Confocal Microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Variable-flow peristaltic perfusion pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-876-3</td><td></td></tr><tr><td>Aurum Total RNA Mini Kit</td><td>Bio-Rad</td><td>7326820</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad iScript RT Supermix</td><td>Bio-Rad</td><td>1708840</td><td></td></tr><tr><td>SsoFast Evagreen Supermix</td><td>Bio-Rad</td><td>1725200</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad CFX96</td><td>Bio-Rad</td><td>1855196</td><td></td></tr><tr><td>Puralube Vet ointment</td><td>Puralube</td><td>1621</td><td></td></tr><tr><td>Synaptotagmin-2 antibody</td><td>Antibodies-Online</td><td>ABIN401605</td><td></td></tr><tr><td>Neurofilament antibody</td><td>Antibodies-Online</td><td>ABIN2475842</td><td></td></tr></tbody></table>

the fibular nerve injury method: a reliable assay to identify and test factors that repair neuromuscular junctions

الوصل العصبي العضلي (NMJ) يخضع لتغيرات هيكلية ووظيفية الضارة نتيجة للتقدم في السن والإصابات والأمراض. وبالتالي، لا بد من فهم التغيرات الخلوية والجزيئية تشارك في صيانة وإصلاح لل NMJs. لهذا الغرض، قمنا بتطوير طريقة وبشكل متواصل لدراسة تجديد لل NMJs في الفئران. هذه الطريقة إصابة العصب ينطوي على سحق العصب الشظوي المشترك لأنه يمر فوق الرأس الوحشي من وتر عضلة الساق بالقرب من الركبة. استخدام 70 يوم إناث الفئران القديمة، علينا أن نبرهن على المحاور الحركية تبدأ reinnervate الأهداف بعد المشبكي السابقة خلال 7 أيام بعد سحق. انهم إعادة احتلال المناطق تماما متشابك السابقة من قبل 12 يوما. لتحديد موثوقية هذه الطريقة الإصابة، قارنا معدلات عودة التعصيب بين الأفراد 70 يوم إناث الفئران القديمة. وجدنا أن عدد المواقع بعد المشبكي reinnervated مماثل بين الفئران في 7 و 9 و 12 يوما بعد سحق. لتحديد ما إذا كانويمكن أيضا أن هذا الاختبار إصابة استخدامها لمقارنة التغيرات الجزيئية في العضلات، درسنا مستويات غاما فرعية من مستقبلات العضلات النيكوتينيك (غاما الاستشاري لحقوق الإنسان) وكيناز العضلات محددة (المسك). الوحيدات غاما الاستشاري لحقوق الإنسان والمسك لوupregulated للغاية إزالة التعصيب التالية والعودة إلى مستويات طبيعية بعد عودة التعصيب من لل NMJs. لقد وجدنا علاقة وثيقة بين مستويات النص لهذه الجينات ووضع تعصيب العضلات. ونحن نعتقد أن هذا الأسلوب سيعجل فهمنا للتغيرات الخلوية والجزيئية تشارك في إصلاح NMJ ونقاط الاشتباك العصبي الأخرى.

العصب الشظوي المشترك، وتسمى أيضا العصب الشظوي المشترك، ينشأ من العصب الوركي فوق المبأبضية، حيث يتأرجح حول رأس الشظية على الجانب الأمامي للساق (الشكل 1A). هناك فروع لها في الأعصاب الشظوية سطحية وعميقة، جنبا إلى جنب تزويد dorsiflexors القدم وأصابع ...

Watch this Scientific Journal Video about The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions at JoVE.com

The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions

We have developed a nerve injury method to reliably examine muscle reinnervation, and thus regeneration of neuromuscular junctions in mice. This technique involves injuring the common fibular nerve via a simple and highly reproducible surgery. Muscle reinnervation in then assessed by whole-mounting the extensor digitorum longus muscle.

العصب الشظية الإصابات الطريقة: مقايسة موثوقة لتحديد واختبار العوامل التي إصلاح العضلية المفارق

The neuromuscular junction (NMJ) undergoes deleterious structural and functional changes as a result of aging, injury and disease. Thus, it is imperative ...

the-fibular-nerve-injury-method-reliable-assay-to-identify-test

Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.6K Views.  Virginia Tech. We have developed a nerve injury method to reliably examine muscle reinnervation, and thus regeneration of neuromuscular junctions in mice. This technique involves injuring the common fibular nerve via a simple and highly reproducible surgery. Muscle reinnervation in then assessed by whole-mounting the extensor digitorum longus muscle. 

Video: The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

استنساخه سحق الفأر العصب الوركي وتقييم لاحق للتجديد من قبل الجامعة جبل تحليل العضلات

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

تطبيقات<em&gt; في فيفو</em&gt; التجارب الفنية من الفئران قصبة الساق الأمامية لتقييم الأنسجة المهندسة وإصلاح العضلات والهيكل العظمي

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Bioengineering

Assessment of Neuromuscular Function Using Percutaneous Electrical Nerve Stimulation

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels). The present protocol describes how this method can be used to stimulate the posterior tibial nerve that activates plantar flexor muscles. Percutaneous electrical nerve stimulation consists of inducing an electrical stimulus to a motor nerve to evoke a muscular response. Direct (M-wave) and/or indirect (H-reflex) electrophysiological responses can be recorded at rest using surface electromyography. Mechanical (twitch torque) responses can be quantified with a force/torque ergometer. M-wave and twitch torque reflect neuromuscular transmission and excitation-contraction coupling, whereas H-reflex provides an index of spinal excitability. EMG activity and mechanical (superimposed twitch) responses can also be recorded during maximal voluntary contractions to evaluate voluntary activation level. Percutaneous nerve stimulation provides an assessment of neuromuscular function in humans, and is highly beneficial especially for studies evaluating neuromuscular plasticity following acute (fatigue) or chronic (training/detraining) exercise.

We present a protocol to assess changes in neuromuscular function. Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method that evokes muscular responses. Electrophysiological and mechanical properties of these responses permit the evaluation of neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, spinal and peripheral levels).

تقييم عصبي عضلي وظيفة عن طريق العصب عن طريق الجلد الكهربائية تحفيز

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is impaired, such as aging and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Here we describe an experimental protocol that can be used to measure NMJ functionality by combining two types of electrical stimulation: direct muscle membrane stimulation and the stimulation through the nerve. The comparison of the muscle response to these two different stimulations can help to define, at the functional level, potential alterations in the NMJ that lead to functional decline in muscle.
Ex vivo preparations are suited to well-controlled studies. Here we describe an intensive protocol to measure several parameters of muscle and NMJ functionality for the soleus-sciatic nerve preparation and for the diaphragm-phrenic nerve preparation. The protocol lasts approximately 60 min and is conducted uninterruptedly by means of a custom-made software that measures the twitch kinetics properties, the force-frequency relationship for both muscle and nerve stimulations, and two parameters specific to NMJ functionality, i.e. neurotransmission failure and intratetanic fatigue. This methodology was used to detect damages in soleus and diaphragm muscle-nerve preparations by using SOD1G93A transgenic mouse, an experimental model of ALS that ubiquitously overexpresses the mutant antioxidant enzyme superoxide dismutase 1 (SOD1).

A functional assessment of the neuromuscular junction (NMJ) can provide essential information on the communication between muscle and nerve. Here we describe a protocol to comprehensively evaluate both the NMJ and muscle functionality using two different muscle-nerve preparations, i.e. soleus-sciatic and diaphragm-phrenic.

قياس الأداء الوظيفي الوصلات العصبية العضلية

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Murine Flexor Tendon Injury and Repair Surgery

Tendon connects skeletal muscle and bone, facilitating movement of nearly the entire body. In the hand, flexor tendons (FTs) enable flexion of the fingers and general hand function. Injuries to the FTs are common, and satisfactory healing is often impaired due to excess scar tissue and adhesions between the tendon and surrounding tissue. However, little is known about the molecular and cellular components of FT repair. To that end, a murine model of FT repair that recapitulates many aspects of healing in humans, including impaired range of motion and decreased mechanical properties, has been developed and previously described. Here an in-depth demonstration of this surgical procedure is provided, involving transection and subsequent repair of the flexor digitorum longus (FDL) tendon in the murine hind paw.&#160;This technique can be used to conduct lineage analysis of different cell types, assess the effects of gene gain or loss-of-function, and to test the efficacy of pharmacological interventions in the healing process. However, there are two primary limitations to this model: i) the FDL tendon in the mid-portion of the murine hind paw, where the transection and repair occur, is not surrounded by a synovial sheath. Therefore this model does not account for the potential contribution of the sheath to the scar formation process. ii) To protect the integrity of the repair site, the FT is released at the myotendinous junction, decreasing the mechanical forces of the tendon, likely contributing to increased scar formation. Isolation of sufficient cells from the granulation tissue of the FT during the healing process for flow cytometric analysis has proved challenging; cytology centrifugation to concentrate these cells is an alternate method used, and allows for generation of cell preparations on which immunofluorescent labeling can be performed. With this method, quantification of cells or proteins of interest during FT healing becomes possible.

Flexor tendons in the hand are commonly injured, leading to impaired hand function. However, the scar-tissue healing response is not well characterized. A murine model of flexor tendon healing is demonstrated here. This model can enhance overall understanding of the healing process and assess therapeutic approaches to improve healing.

الفئران العضلة القابضة وتر الإصابات وجراحة إصلاح

Tendon connects skeletal muscle and bone, facilitating movement of nearly the entire body. In the hand, flexor tendons (FTs) enable flexion of the fingers ...

Medicine

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different methods of simulating postoperative physiotherapy are presented. Multiple standardized strategies are used to assess motor and sensory recovery using an MN model of peripheral nerve lesion and repair, thus permitting easy comparison of the results. Several options are included for providing a postoperative physiotherapy-like environment to rats that have undergone MN injuries. Finally, the paper provides a method to evaluate the recovery of the MN using several noninvasive tests (i.e., grasping test, pin prick test, ladder rung walking test, rope climbing test, and walking track analysis), and physiological measurements (infrared thermography, electroneuromyography, flexion strength evaluation, and flexor carpi radialis muscle weight determination). Hence, this model seems particularly appropriate to replicate a clinical scenario, facilitating extrapolation of results to the human species.
Although the sciatic nerve is the most studied nerve in peripheral nerve research, analysis of the rat MN presents various advantages. For example, there is a reduced incidence of joint contractures and automutilation of the affected limb in MN lesion studies. Furthermore, the MN is not covered by muscle masses, making its dissection easier than that of the sciatic nerve. In addition, MN recovery is observed sooner, because the MN is shorter than the sciatic nerve. Also, the MN has a parallel path to the ulnar nerve in the arm. Hence, the ulnar nerve can be easily used as the nerve graft for repairing MN injuries. Finally, the MN in rats is located in the forelimb, akin to the human upper limb; in humans, the upper limb is the site of most peripheral nerve lesions.

Presented is a protocol to produce different types of median nerve (MN) lesions and repair in the rat. Additionally, the protocol shows how to evaluate the functional recovery of the nerve using several noninvasive behavioral tests and physiological measurements.

الطرق الوظيفية والفسيولوجية لتقييم متوسط تجديد الأعصاب في الفئران

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat

Traumatic nerve injuries result in substantial functional loss and segmental nerve defects often necessitate the use of autologous interposition nerve grafts. Due to their limited availability and associated donor side morbidity, many studies in the field of nerve regeneration focus on alternative techniques to bridge a segmental nerve gap. In order to investigate the outcomes of surgical or pharmacological experimental treatment options, the rat sciatic nerve model is often used as a bioassay. There are a variety of outcome measurements used in rat models to determine the extent of nerve regeneration. The maximum output force of the target muscle remains the most relevant outcome for clinical translation of experimental therapies. Isometric force measurement of tetanic muscle contraction has previously been described as a reproducible and valid technique for evaluating motor recovery after nerve injury or repair in both rat and rabbit models. In this video, we will provide a step-by-step instruction of this invaluable procedure for assessment of functional recovery of the tibialis anterior muscle in a rat sciatic nerve defect model using optimized parameters. We will describe the necessary pre-surgical preparations in addition to the surgical approach and dissection of the common peroneal nerve and tibialis anterior muscle tendon. The isometric tetanic force measurement technique will be detailed. Determining the optimal muscle length and stimulus pulse frequency is explained and measuring the maximum tetanic muscle contraction is demonstrated.

Evaluation of motor recovery remains the benchmark outcome measure in experimental peripheral nerve studies. The isometric tetanic force measurement of the tibialis anterior muscle in the rat is an invaluable tool to assess functional outcomes after reconstruction of sciatic nerve defects. The methods and nuances are detailed in this article.

الحد الأقصى لقياس القوة التاثنية متساوي القياس من العضلة الأمامية تيبيليس في الجرذ

Traumatic nerve injuries result in substantial functional loss and segmental nerve defects often necessitate the use of autologous interposition nerve ...

Implantation and Control of Wireless, Battery-free Systems for Peripheral Nerve Interfacing

Peripheral nerve interfaces are frequently used in experimental neuroscience and regenerative medicine for a wide variety of applications. Such interfaces can be sensors, actuators, or both. Traditional methods of peripheral nerve interfacing must either tether to an external system or rely on battery power that limits the time frame for operation. With recent developments of wireless, battery-free, and fully implantable peripheral nerve interfaces, a new class of devices can offer capabilities that match or exceed those of their wired or battery-powered precursors. This paper describes methods to (i) surgically implant and (ii) wirelessly power and control this system in adult rats. The sciatic and phrenic nerve models were selected as examples to highlight the versatility of this approach. The paper shows how the peripheral nerve interface can evoke compound muscle action potentials (CMAPs), deliver a therapeutic electrical stimulation protocol, and incorporate a conduit for the repair of peripheral nerve injury. Such devices offer expanded treatment options for single-dose or repeated dose therapeutic stimulation and can be adapted to a variety of nerve locations.

This is a protocol for the surgical implantation and operation of a wirelessly powered interface for peripheral nerves. We demonstrate the utility of this approach with examples from nerve stimulators placed on either the rat sciatic or phrenic nerve.

زرع والتحكم في الأنظمة اللاسلكية الخالية من البطاريات لربط الأعصاب الطرفية

Peripheral nerve interfaces are frequently used in experimental neuroscience and regenerative medicine for a wide variety of applications. Such interfaces ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>نموذج جراحة إصابة الأعصاب المعدلة لألم الأعصاب في الفئران

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

العصب الشظية الإصابات الطريقة: مقايسة موثوقة لتحديد واختبار العوامل التي إصلاح العضلية المفارق

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video