这项工作由中国国家自然科学基金青年计划项目（第82304670号）资助。

1. 实验准备
<ol><li>确保在植物生长过程中，温室相对湿度为75%，昼夜温度为20°C/10°C，光周期为白天12 h和夜间12 h，光照强度为100 μmol·m-2·s-1。通过发光二极管 （LED） 灯提供辐照度，在 LED 灯和植物树冠之间保持 30 厘米的距离。 注：光周期和光照强度是根据云南生长期的日照时数计算的。辐照度通常由量子传感器测量（参见 材料表）。根据药用植物的特性对环境参数进行必要的改变。一旦根据植物的特性和区域阳光分布仔细校准了这些环境条件，就必须在整个实验过程中保持这些设置的一致性。在环境参数初次建立后任意更改环境参数可能会损害实验的完整性和结果的可靠性。</li>
	<li>使用水培方法18 来确保我们实验的准确性和特异性。确保将洗净的2年生PPY幼苗（收获于云南省文山市（东经104°11′，北纬23°04′）浸入 1/4 标准浓度的Hoagland营养液中3天以适应。<ol><li>按照说明准备Hoagland的营养物质（见 材料表）溶液;将 1.26 g Hoagland 粉和 0.945 g 硝酸钙粉加入 4 L 纯净水中。按照标准手册中的描述制备 13°C6-葡萄糖（见 物料表）溶液;将 0.2 g 13C6-葡萄糖粉加入 100 mL 纯化水或 Hoagland 营养液中。</li>
		<li>准备水培罐和氧气泵（图2;见 材料表）。 注意：在水培设置中，使用 13C6-葡萄糖溶液进行标记可以规避土壤微生物的影响，从而确保溶液直接有助于药用植物中次生代谢物的快速合成。为了优化植物吸收 13C6-葡萄糖的条件，必须在 4 到 8 L/min 之间调节氧气泵的流速。这种受控的流速对于防止幼苗漂浮在水面上至关重要，这可能会严重阻碍它们有效吸收 13C6-葡萄糖的能力。将幼苗浸没在正确的深度可以有效地吸收标记化合物，从而确保水培系统中代谢物合成过程的成功。</li>
	</ol></li>
</ol>2. 碳标签实验操作
<ol><li>设置4个处理，追踪PPY中PS VII和PS II的合成器官和途径，证明叶片是合成PS的主要器官。<ol><li>在处理1中，PPY幼苗不投食;在处理 2 中，用 0.2% 13C6-葡萄糖喷洒 PPY 幼苗叶片;在处理3中，用0.2%13C6-葡萄糖喂养PPY幼苗根茎;在处理3中，用0.2%13C6-葡萄糖在茎切口处喂养PPY幼苗（图2A）。 注意：治疗 1 设置为对照组。设置处理 2 以证明叶子可以合成 PS。 设置处理 3 和 4 以证明根茎可以吸收 13C6-葡萄糖。</li>
		<li>在处理 1 和 2 中，在正常的 Hoagland 营养液中培养 PPY 幼苗。在处理 2 的叶子上喷洒 5 mL 0.2% 13C6-葡萄糖溶液，在早上、下午和晚上一次。</li>
		<li>在处理 3 和 4 中，将 PPY 幼苗培养在含有 0.2% 13C6-葡萄糖的 Hoagland 营养液中。在处理 4 中，使用手术刀（见 材料表）从中间切下 PPY 幼苗的茎，但保持维管束附着。</li>
		<li>让每次处理标记 3 天，每 1.5 天更换一次营养液。使用随机区组设计进行实验，并重复每次治疗 3 次。 注意： 喷洒叶子时，重要的是在喷洒的叶子后面放一张吸水纸。这样可以防止水滴落入下面的营养液中，否则可能会影响实验结果。茎上的切口并没有全部移除，而是连接了肉眼可见的导管。</li>
	</ol></li>
</ol>三、取样及制备方法
<ol><li>在为期 3 天的 13C6-葡萄糖实验结束时，分别收集来自每种处理的叶子、茎、根茎和根。彻底清洗收集的植物器官，以去除表面杂质。 注：通过对洗涤液进行LC-MS分析，可以发现 13C丰度的缺失，证明洗涤液是干净的19。</li>
	<li>用电动恒温速冻干燥箱（见 材料表）对洗过的植物器官进行干燥。从105°C开始30分钟，然后设置在60°C直至恒重。使用全自动样品快速研磨机将干燥的植物器官粉碎成粉末（参见 材料表）。 注：该粉末用于不同植物器官中PS VII，II和 13C / 12C比率的定量分析。</li>
	<li>使用电子分析天平（参见 材料表）准确称量每个样品的 30 mg 粉末，并将其置于 2 mL 75% v/v 乙醇-水中。使用CNC超声波清洗机（见 材料表）并在25°C下进行超声波提取20分钟（60kHz），重复2x;合并萃取溶液并制备三个平行样品20. 注意：应尽量减少样品重量的误差。</li>
	<li>用氮气吹干提取溶液，然后溶于色谱甲醇中，体积为 1 mL。进样前，使用0.22μm有机相过滤器（参见 材料表）进行过滤（图2B）。 注意：用氮气吹干时，请勿吹出提取物;提取物必须通过微孔膜，以确保杂质的干扰最小。</li>
</ol>4. LC-MS设置和操作
<ol><li>MS 设置<ol><li>通过将真空泵的开关拨到打开位置来激活真空泵。打开氩气钢瓶上的主阀，然后调节分压阀，达到0.3MPa左右的目标压力。在此之后，确保氮气阀也已打开。</li>
		<li>启动 MS 控制软件（参见 材料表）。在软件面板中点击加热电喷雾电离源（HESI Source），输入参数，包括 毛细管电压 （负模式为3.0 kV）、 毛细管温度 （350°C）、 鞘管气体 （N2） 流量 （35个任意单位）、 辅助气体 （N2） 流量 （15个任意单位）），通过基于PS分子量的全扫描（操作范围为m/z 100-1,500）。单击 “应用 ”按钮以激活离子源。 注意：等待至少 8 小时，以确保实验条件有足够的真空度。分析前检查氩气和氮气的气体压力是否足够高。</li>
	</ol></li>
	<li>LC 预运行<ol><li>将0.1%甲酸与水混合制备流动相A，流动相B使用乙腈（见 物料表）。在超声浴超声仪中对两相进行脱气 15 分钟，以消除溶解的气体。然后，将流动相A连接到其各自的流体通道，并对流动相B进行相同的操作。最后，将 1：9 v/v 甲醇-水溶液混合用于清洁液，并手动填充泵和注射器瓶。 注意： 超声浴超声仪 的频率为 40 kHz。</li>
	</ol></li>
	<li>液相色谱方法的建立<ol><li>选择“仪器设置”按钮以访问方法编辑窗口。</li>
		<li>按下“新建”按钮，开始创建新的LC-MS仪器方法。</li>
		<li>设置 LC 方法的总运行时间。然后，在 方法编辑窗口中输入压力限制、总流速、流量梯度、样品温度、柱温和就绪温度增量的必要值。 注意：LC-MS仪器方法设置是根据目标分析物和所用液相色谱柱的类型定制的。为获得最佳结果，使用 0.3 mL/min 的流速，将BEH C18色谱柱保持在 40 °C （参见 材料表）。梯度洗脱配置如下：从 10%B开始， 在8 min内线性增加至30% B，然后在 8至16 min期间达到45% B， 在16至24 min期间达到50% B， 在24至30 min期间达到70% B。紧接着，在 0.1 分钟内将梯度恢复到初始的 10% B 条件，再保持 2.9 分钟。每次分析进样体积为 5 μL。LC-MS仪器方法的设置取决于要分析的特定物质和所用液相色谱柱的类型21。</li>
	</ol></li>
	<li>MS 采集<ol><li>在 “设置 ”选项卡中，为 MS 方法配置选择“常规 MS ”或“ MSn 实验类型 ”。输入必要的值以设置采集时间、极性（正或负）、质量范围分流阀数量和分流阀持续时间。输入这些详细信息后，单击“保存”按钮以完成这些设置并将其保存为仪器方法。 注意：没有色谱柱的默认设置如下：采集时间，2 分钟;极性，正极或负极;质量范围，100 至 1,500。</li>
	</ol></li>
	<li>根据常规方法进行多阶段质谱分析。<ol><li>在多阶段质谱分析中，始终采用数据依赖性采集 （DDA） 模式进行数据采集。在 DDA 模式下，质谱仪在串联质谱的第一阶段的每次扫描中识别出五个最强的离子，随后在串联质谱的第二阶段中对其进行碎裂和检查。 注：收集的 MS 和 MS/MS 数据可用于后续分析和数据库搜索。</li>
	</ol></li>
</ol>5. 手动数据采集、分析和计算
<ol><li>数据采集和分析<ol><li>双击原始文件以打开MS中的所有质谱图。 手动计算离子和相应碎片离子之间的m/z差值。</li>
		<li>将对照和样品处理以及空白的原始数据文件导入质谱分析软件，通过准确计算 PS 的质量和片段来识别 PS。 注：PS VII和PS II是通过与原品标准溶液的保留时间和洗脱结果进行比较来鉴定的。LC-MS在分子离子峰的位置检测一系列小峰。每个系列的同位素离子峰的比率是恒定的。当给出外源13C同位素时，植物中总的13C丰度增加，植物次生代谢产物的同位素离子峰系列比值发生变化。质量误差的最大容差设置为 5 ppm。</li>
		<li>扫描质量范围 m/z 500-1,500 以识别基本峰。根据目标分子的精确分子量和保留时间，确定精确到小数点后 4 位的准确分子量。搜索序列同位素离子流的峰面积，并得出 M−、（M+1） −、（M+2） −、（M+3） − 和 （M+4） − 的值。当流动相中含有甲酸时，负离子还包括（M+COOH） −、（M+COOH+1） −、（M+COOH+2） −、（M+COOH+3） − 和（M+COOH+4） −。 注：选择质量范围 m/z 500-1,500 内的峰可提高识别 PS VII 和 PS II 分子离子峰的准确性。例如，PS VII （C51H82O21， 1030.5349） 的负离子质谱主要与甲酸-水混合物中的 COOH− 离子电离。观察到的系列同位素离子包括1029.53-、1030.54-、1031.54-、1032.55-、1033.55-，并延伸到1079.56-。</li>
	</ol></li>
	<li>数据计算<ol><li>为了减少 13C 自然丰度的影响，计算不同处理下每个器官的标记离子电流与未标记离子电流的比率，特别关注比率 （M+1）−/ M−、（M+2）−/M−、（M+3）−/ M− 和 （M+4）−/ M−。为了区分标记同位素和天然存在的同位素以准确评估 13C 掺入，请使用公式 （1） 计算 n = 1、2、3、4 时的这些比率。 比率 = A （M+2） −/ AM− （1） PS：（M+2） − 包括 （M+2+COOH） − 和 （M+2） −;M− 包括 （M+COOH） - 和 M−。 注：此处，M− 是指（M+COOH） 和 M -的离子电流的组合峰面积，主要在甲酸-水中与COOH- 电离。 A 代表 峰面积。例如，计算 PS VII 比率的公式如下图所示： 比率+1= （A1030.54+A1076.55）/（A1029.53+A1075.55） 比率+2= （A1031.54+A1077.55）/（A1029.53+A1075.55） 比率：+3= （A1032.55+A1078.56）/（A1029.53+A1075.55） 比率+4= （A1033.55+A1079.56）/（A1029.53+A1075.55）</li>
	</ol></li>
</ol>

使用 13C6-葡萄糖标记鉴定药用植物中的初级器官

<ol>
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作者声明没有相互竞争的经济利益。

该协议的成功实施取决于对植物生理特性、组织、器官和次生代谢产物的全面研究。方案中概述的实验设计方法为研究植物次生代谢物的生物合成途径奠定了坚实的基础。该实验的关键因素是（1）确定多年生幼苗的年龄和（2）选择正确的同位素标记-检测时间。药用植物分为多年生植物和一年生植物，每种植物都有不同的次生代谢产物合成和积累模式。本实验旨在通过分析药用植物次生代谢产物?...

植物次生代谢产物的生物合成途径错综复杂且多样化，涉及高度特异性和多样化的积累器官1。目前，许多药用植物中次生代谢产物的具体合成位点和负责器官尚不明确。这种模糊性对旨在优化药材产量和质量的栽培方法的战略推进和实施构成了重大障碍。
分子生物学、生化和同位素标记技术被广泛用于揭示药用植物中次生代谢物的合成途径和位点 2,3,4,5，这些方法中的每一种都表现出独特的优势和局限性，例如效率和准确性的差异。例如，分子生物学方法在精确定位生物合成途径中的位点方面提供了高精度，但非常耗时。对于缺乏公开基因组序列的物种来说，它们的实用性进一步受到限制，使得这些技术在此类情况下的可行性降低6.相比之下，采用同位素比（如 3C/12C、2H/1H 和 18O/16O）的同位素标记技术为研究次级代谢物的合成、运输和储存机制提供了一种快速且易于获取的方法 7,8。它们可以揭示叶片中有机化合物和稳定同位素的空间分布，从而可以重建叶片在其整个生命周期中所经历的环境条件9。此外，应用外部同位素标记，如 13C6-葡萄糖10 和 13C6-苯丙氨酸11，可以产生碳标记的次级代谢物，增强我们对它们产生和功能的理解。
由于传统的碳同位素标记技术的生物合成途径和转运机制具有高度的物种特异性，因此在确定负责合成次级代谢物的特定器官方面遇到了挑战。液相色谱-质谱 （LC-MS） 作为该领域的关键分析仪器已日益受到重视，它为追踪药物化学合成中的外源同位素和研究吸收、分布、代谢和排泄等体内过程提供了一种可靠的方法12。LC-MS 具有卓越的灵敏度、简单性和可靠性，是监测植物中次级代谢物产生的理想选择13.近年来，LC-MS因其在外部同位素标记技术中的应用而越来越受到青睐，该技术可以评估不同样品的标记效率。该方法为参与药用植物中次级代谢物合成的主要器官提供了重要的见解，可作为鉴定这些化合物合成器官的生物学方法的宝贵补充14,15。因此，这种方法不仅有助于比较各种标本之间的标记效率，而且揭示了参与植物次生代谢产物产生的关键器官，从而增强了我们对其生物合成的理解。
我们引入了一种新方法，将碳同位素标记与LC-MS检测相结合，以识别负责合成药用植物中次生代谢物的主要器官。巴黎皂苷 （PS） 具有多种药理活性，如抗癌、免疫调节和抗炎16，PPY 的需求量越来越大17。因此，我们以PPY幼苗为研究对象，并使用与LC-MS方法相关的13C6-葡萄糖标记，破译了叶子是合成巴黎皂苷VII（PS VII）（图1B）的主要器官。我们的方法包括四种不同的处理，涉及 13C6-葡萄糖对叶、根茎和茎维管束的喂养，以及非喂养对照。选择 13C6-葡萄糖具有战略意义，因为它通过呼吸迅速代谢成乙酰辅酶 A，然后促进 PS 合成。利用 13C 的自然丰度，我们利用气相色谱稳定同位素比质谱仪 （GC-IRMS） 系统评估了各种植物器官的 13C/12C 比值，并分析了 PS VII 和巴黎皂苷 II （PS II） （图 1B） 分子中的同位素离子峰比。我们的方法利用了 13种 C 标记的植物次级代谢物前体和尖端的质谱技术，为传统的碳同位素标记方法提供了一种更简单、更准确的替代方案。这种新方法不仅加深了我们对药用植物次生代谢产物合成器官的理解，而且为未来探索这些化合物的生物合成途径奠定了坚实的基础。

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	<tbody>
		<tr>
			<td>0.1 % Formic acid water</td>
			<td>Chengdu Kelong Chemical Reagent Factory</td>
			<td>44890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>13C6-Glucose powder</td>
			<td>MERCK</td>
			<td>110187-42-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>Chengdu Kelong Chemical Reagent Factory</td>
			<td>44890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AUTOSAMPLER VIALS</td>
			<td>Biosharp Biotechnology Company</td>
			<td>44866</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BEH C18 column</td>
			<td>Waters,Milfor,MA</td>
			<td>1.7&#956;m,2.1*100 mm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CNC ultrasonic cleaner</td>
			<td>Kunshan Ultrasound Instrument Co., Ltd</td>
			<td>KQ-600DE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound DiscovererTM&#160; software</td>
			<td>Thermo Scientific, Fremont,CA</td>
			<td>3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound DiscovererTM&#160; software&#160;</td>
			<td>Thermo Scientific,Fremont,CA</td>
			<td>3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric constant temperature blast drying oven</td>
			<td></td>
			<td>DHG-9146A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic analytical balance</td>
			<td>Sedolis Scientific Instruments Beijing Co., Ltd</td>
			<td>SOP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol&#160;</td>
			<td>Chengdu Kelong Chemical Reagent Factory</td>
			<td>44955</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fully automatic sample rapid grinder</td>
			<td>Shanghai Jingxin Technology</td>
			<td>Tissuelyser-48</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas Chromatography-Stable Isotope Ratio Mass Spectrometer</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>Delta V Advantage</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoagland solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H2295-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydroponic tank</td>
			<td>JRD</td>
			<td>1020421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isodat software</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid chromatography high-resolution mass spectrometry</td>
			<td>Agilent Technology&#160;</td>
			<td>Agilent 1260 -6120&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen manufacturing instrument</td>
			<td>PEAK SCIENTIFIC</td>
			<td>Genius SQ 24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Organic phase filter</td>
			<td>Tianjin Jinteng Experimental Equipment Co., Ltd</td>
			<td>44890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen pump</td>
			<td>Magic Dragon</td>
			<td>MFL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quantum sensor</td>
			<td>Highpoint</td>
			<td>UPRtek</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Handskit</td>
			<td>11-23</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sprinkling can</td>
			<td>CHUSHI</td>
			<td>WJ-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcalibur&#160; software</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>4.2</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

13c6&#45;glucose labeling associated with lc&#45;ms&#58; identification of plant primary organs in secondary metabolite synthesis

本文提出了一种新颖有效的方法，用于认证参与次级代谢产物合成的初级器官。作为巴黎最重要的次生代谢产物Polyphylla var. yunnanensis （Franch.）手。-Mzt.（PPY），巴黎皂苷（PS）具有多种药理活性，PPY的需求量越来越大。本研究建立了叶、根茎和茎-维束 13C6-葡萄糖摄食和非摄食 4 个处理，以精确证明参与巴黎皂苷 VII （PS VII） 合成的主要器官。采用液相色谱-质谱联用（LC-MS）相结合，快速准确地计算了不同处理下叶片、根茎、根的13C/12C比值，得到（M+1） −/M−、（M+2） −/M−、（M+3） −/M−和（M+4） −/M−4 −/M−4种比值。结果表明：茎-维束-根茎取食处理和根茎取食处理中13C/12C的比值显著高于非取食处理。与非摄食处理相比，叶片和茎-维管束摄食处理下叶片中PS VII分子比值（M+2） −/M−显著增加。同时，与非摄食处理相比，根茎处理下叶片中PS VII分子比值（M+2）−/M−差异无统计学意义。此外，4个处理间茎、根和根茎中PS VII分子的比例（M+2）−/M−无差异。与非饲喂处理相比，叶饲处理下叶片中Paris saponin II（PS II）分子比值（M+2） −/M−差异无统计学意义，叶饲处理下叶片中PS II分子比值（M+3） −/M−较低。数据证实，合成PS VII的主要器官是叶子。为今后鉴定药用植物中参与合成次生代谢物的主要器官和途径奠定了基础。

The biosynthetic pathways of secondary metabolites in plants are intricate and diverse, involving highly specific and diverse accumulation organs1. At present, the specific synthesis sites and responsible organs for secondary metabolites in many medicinal plants are not well-defined. This ambiguity poses a significant obstacle to the strategic advancement and implementation of cultivation methods designed to optimize both the yield and quality of medicinal materials.
Molecular biology, biochemical, and isotope labeling techniques are extensively employed to unravel the synthesis pathways and sites of secondary metabolites in medicinal plants2,3,4,5, and each of these methodologies exhibits unique strengths and limitations, such as differences in efficiency and accuracy. Molecular biology approaches, for instance, offer high precision in pinpointing the sites within biosynthetic pathways but are notably time-intensive. Their utility is further constrained for species lacking publicly available genomic sequences, rendering these techniques less viable for such cases6. In contrast, isotope labeling techniques, employing isotopic ratios like 3C/12C, 2H/1H, and 18O/16O, provide a rapid and accessible means to investigate the synthesis, transport, and storage mechanisms of secondary metabolites7,8. They can reveal the spatial distribution of organic compounds and stable isotopes in leaves, thereby allowing the reconstruction of environmental conditions experienced by the leaves throughout their life cycle9. Furthermore, the application of external isotopic labels, such as 13C6-Glucose10 and 13C6-Phenylalanine11, enables the generation of carbon-labeled secondary metabolites, enhancing our understanding of their production and function.
Traditional carbon isotope labeling techniques encounter challenges in pinpointing the specific organs responsible for the synthesis of secondary metabolites due to the highly species-specific nature of their biosynthetic pathways and transport mechanisms. Liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS) has risen to prominence as a pivotal analytical instrument in this arena, offering a robust method for tracking exogenous isotopes in the chemical synthesis of drugs and investigating in vivo processes such as absorption, distribution, metabolism, and excretion12. The superior sensitivity, straightforwardness, and reliability of LC-MS make it an ideal choice for monitoring the production of secondary metabolites in plants13. In recent times, LC-MS has become increasingly favored for its application in external isotope labeling techniques, which enables the evaluation of labeling efficiency across different samples. This methodology provides critical insights into the primary organs engaged in the synthesis of secondary metabolites in medicinal plants, serving as an invaluable complement to biological methods for identifying the synthesis organs of these compounds14,15. Consequently, this approach not only facilitates the comparison of labeling efficiencies among various specimens but also sheds light on the key organs implicated in the generation of plant secondary metabolites, thereby enhancing our understanding of their biosynthesis.
We introduced a novel method that combines carbon isotope labeling with LC-MS detection to identify the primary organs responsible for synthesizing secondary metabolites in medicinal plants. Paris saponin (PS) has a variety of pharmacological activities such as anticancer, immunomodulation, and anti-inflammation16, and PPY is in increasing demand17. Therefore, we used PPY seedlings as research subjects and deciphered that leaves are the primary organ to synthesize the Paris saponin VII (PS VII) (Figure 1B) by using the 13C6-Glucose labeling associated with the LC-MS method. Our approach included four different treatments involving 13C6-Glucose feeding to leaf, rhizome, and stem-vascular bundles, as well as a non-feeding control. The choice of 13C6-Glucose is strategic, as it is swiftly metabolized into acetyl coenzyme A via respiration, which then facilitates PS synthesis. Employing the natural abundance of 13C, we utilized a Gas Chromatography-Stable Isotope Ratio Mass Spectrometer (GC-IRMS) system to assess the 13C/12C ratios across various plant organs and to analyze the isotopic ion peak ratios in PS VII and Paris saponins II (PS II) (Figure 1B) molecules. Our methodology, which leverages 13C-labeled plant secondary metabolite precursors and cutting-edge mass spectrometry techniques, offers a simpler and more accurate alternative to conventional carbon isotope labeling methods. This novel approach not only deepens our comprehension of the organs involved in secondary metabolite synthesis in medicinal plants but also lays a solid groundwork for future explorations into the biosynthetic pathways of these compounds.

作者聚焦：使用 13C6-葡萄糖标记和 LC-MS 进行植物初级器官分析

13与LC-MS相关的C6-葡萄糖标记：次生代谢物合成中植物初级器官的鉴定

We aimed to devise a universal and descriptive method for identifying the organs responsible for producing cyclical metabolics in medicinal plants. This method integrates certain carbon six glucose labeling with LC-MS indices, offering a process and accessible way to determine where these important compounds are synthesized. Most recent developments focus on the metabolite dynamics, protein quantification, and their exploration of complex biological matrices.Multi spectrometry analysis methods, nuclear magnetic lances, spectral copy, bioinformatics, and the data analysis tools can promote the development of chemical isotope labeling methods. The main challenge of this experiment is metric effects. The presence of other elements or compounds in the sample can interfere with the curate measurement of carbon isotopes, leading to metric effects that can skew results.Our results open avenues for several new scientific inquirers, including mechanisms of metabolic synthesis, genetic regulation, impact of environment factors, cross organ transport, and lecture practices.

为了确认根茎中 13C6-葡萄糖的供应是成功的，我们进一步分析了根茎中 13C/12C同位素比率。处理3和处理4的 13C / 12C同位素比值远高于处理2（图1A）。结果表明，处理3和处理4的 13C6-葡萄糖通过摄入进入根茎。
13个C同位素峰的比率，如（M+1） −/M−、（M+2） −</s...

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所建立的 13C6-葡萄糖标记结合液相色谱-高分辨质谱联用方法具有通用性，为今后药用植物合成次生代谢产物的主要器官和途径以及这些次生代谢产物的综合利用奠定了基础。

This paper presents a novel and efficient method for certifying primary organs involved in secondary metabolite synthesis. As the most important secondary ...

我们旨在设计一种通用的描述性方法，用于识别负责在药用植物中产生周期性代谢的器官。该方法将某些碳六葡萄糖标记与LC-MS指数相结合，提供了一种确定这些重要化合物合成位置的过程和可访问的方法。最近的研究进展主要集中在代谢物动力学、蛋白质定量及其对复杂生物基质的探索上。多光谱分析方法、核磁枪、光谱复制、生物信息学和数据分析工具可以促进化学同位素标记方法的发展。这个实验的主要挑战是度量效应。样品中其他元素或化合物的存在会干扰碳同位素的测量，从而导致度量效应，从而使结果出现偏差。我们的研究结果为几种新的科学探究者开辟了途径，包括代谢合成机制、遗传调控、环境因素的影响、跨器官运输和讲座实践。

13c6-glucose-labeling-associated-with-lc-ms-identification-plant

Research

JoVE Journal

Chemistry

13C6&#45;Glucose Labeling Associated with LC&#45;MS&#58; Identification of Plant Primary Organs in Secondary Metabolite Synthesis

373 次观看.  Chengdu University of Traditional Chinese Medicine. 我们旨在设计一种通用的描述性方法，用于识别负责在药用植物中产生周期性代谢的器官。该方法将某些碳六葡萄糖标记与LC-MS指数相结合，提供了一种确定这些重要化合物合成位置的过程和可访问的方法。最近的研究进展主要集中在代谢物动力学、蛋白质定量及其对复杂生物基质的探索上。多光谱分析方法、核磁枪、光谱复制、生物信息学和数据分析工具可以促进化?...