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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Wir beschreiben eine modifizierte Agar-basierte Methode zur Quantifizierung der antimykotischen Wirkung pflanzlicher Produkte. Sowohl flüchtige als auch nichtflüchtige Beiträge zur Antimykotika-Aktivität können durch dieses Protokoll bewertet werden. Darüber hinaus kann die Wirksamkeit gegen Pilze in wichtigen Entwicklungsstadien in einem einzigen Versuchsaufbau gemessen werden.

Zusammenfassung

Das beschriebene Protokoll basiert auf einer Plug-Transfer-Technik, die eine genaue Bestimmung der Mikroorganismenmengen und deren Entwicklungsstadien ermöglicht. Eine bestimmte Anzahl von Sporen wird auf einer Agarplatte verteilt. Diese Agarplatte wird für einen definierten Zeitraum inkubiert, damit die Pilze das erwartete Entwicklungsstadium erreichen können, mit Ausnahme von Sporen, bei denen keine Inkubation erforderlich ist. Agar-Stecker, die von Sporen, Hyphen oder Myzel bedeckt sind, werden als nächstes zurückgezogen und auf Agar-Medien übertragen, die die antimykotische Verbindung enthalten, die entweder in einem Abstand von den Pilzen oder in Kontakt gebracht werden soll. Dieses Verfahren ist sowohl für die Prüfung von flüssigen Extrakten als auch für feste Proben (Pulver) anwendbar. Es eignet sich besonders gut zur Quantifizierung der relativen Beiträge flüchtiger und nichtflüchtiger Wirkstoffe in bioaktiven Mischungen und zur Bestimmung ihrer Auswirkungen, insbesondere auf Sporen, frühe Hyphen und Myzel.

Das Verfahren ist für die Charakterisierung der antimykotischen Aktivität von Biokontrollprodukten, insbesondere pflanzlichen Produkten, von großer Bedeutung. Für die Pflanzenbehandlung können die Ergebnisse tatsächlich verwendet werden, um die Wahl der Art der Anwendung zu steuern und die Auslöseschwellen festzulegen.

Einleitung

Globale Verluste von Obst und Gemüse können bis zu 50% der Produktion1 erreichen und resultieren vor allem durch Lebensmittelzerfall durch Pilzverderb auf dem Feld oder während der Lagerung nach der Ernte2,3, trotz der umfangreichen Beschäftigung von synthetischen Fungiziden seit der Mitte des zwanzigsten Jahrhunderts4. Die Verwendung dieser Stoffe wird überdacht, da sie ernste Umwelt- und Gesundheitsgefahren darstellt. Da die schädlichen Folgen ihrer Verwendung in allen Ökosystemen auftauchen und sich Hinweise auf mögliche gesundheitliche Auswirkungen angesammelt haben5,6, werden neue Alternativen zu alten prophylaktischen Strategien für Behandlungen vor und nach der Ernte entwickelt7,8,9. Daher ist die Herausforderung, vor der wir stehen, zweifach. Neuartige fungizide Strategien müssen erstens das Niveau der Wirksamkeit des Lebensmittelschutzes gegen Phytopathogene aufrechterhalten und gleichzeitig dazu beitragen, den ökologischen Fußabdruck landwirtschaftlicher Praktiken drastisch zu verringern. Um dieses ehrgeizige Ziel zu erreichen, werden Strategien vorgeschlagen, die von den natürlichen Abwehrmaßnahmen inspiriert sind, die in Pflanzen entwickelt wurden, da mehr als 1000 Pflanzenarten für ihre antimikrobiellen Eigenschaften hervorgehoben wurden8. Zum Beispiel sind Pflanzen, die natürliche Fungizide zur Bekämpfung von Phytopathogenen entwickelt haben, eine neue Ressource bei der Erforschung der Entwicklung neuer Biokontrollprodukte2. Ätherische Öle sind Flaggschiff-Moleküle dieser Art. Zum Beispiel schützt Ätherisches Origanum Tomatenpflanzen vor grauer Schimmelin in den Gewächshäusern 10 und Solidago canadensis L. und Cassia ätherische Öle haben gezeigt, dass sie nachgeernteten Erdbeeren vor grauer Schimmelbildung bewahren11,12. Diese Beispiele veranschaulichen, dass Biokontrolle und insbesondere pflanzliche Produkte eine Lösung darstellen, die biologische Wirksamkeit und ökologische Nachhaltigkeit verbindet.

Pflanzen sind daher eine wichtige Ressource von Molekülen, die für die Pflanzenschutzindustrie von potenziellem Interesse sind. Es wurde jedoch nur eine Handvoll pflanzlicher Produkte vorgeschlagen, die als Biokontrollprodukte verwendet werden sollen, obwohl sie allgemein als sicher, nicht phytotoxisch und umweltfreundlich anerkannt sind2. Es wurden einige Schwierigkeiten bei der Umsetzung vom Labor auf das Feld beobachtet, wie z. B. die Wirksamkeit, die nach anwendung in vivo2,9abnimmt. Daher wird es wichtig, die Fähigkeit von Labortests zu verbessern, um die Feldwirksamkeit besser vorherzusagen. In diesem Zusammenhang sind antimykotische Prüfmethoden für pflanzliche Produkte sowohl zur Bewertung ihrer antimykotischen Wirksamkeit als auch zur Definition ihrer optimalen Einsatzbedingungen erforderlich. Insbesondere sind Biokontrollprodukte im Allgemeinen weniger effizient als chemische Fungizide, daher ist ein besseres Verständnis ihrer Wirkungsweise wichtig, um geeignete Formulierungen vorzuschlagen, die Art der Anwendung in Bereichen zu ermitteln und zu definieren, welches Entwicklungsstadium des Erregers anfällig für das Gegenprodukt ist.

Zu den aktuellen Ansätzen, die sich mit antibakteriellen und antimykotischen Aktivitäten befassen, gehören Diffusionsmethoden wie Agar-Disk-Diffusion, Verdünnung, Bioautographie und Durchflusszytometrie.13. Die meisten dieser Techniken, genauer gesagt, die Standard-Antimykotika-Anfälligkeitstests - Agar-Disk-Diffusion und Verdünnungstests - sind gut für die Bewertung der antimikrobiellen Aktivität von löslichen Verbindungen auf bakteriellen und Pilzsporen in flüssigen Suspensionen geeignet.14. Diese Methoden eignen sich jedoch im Allgemeinen nicht zur Prüfung fester Verbindungen wie getrocknetes Pflanzenpulver oder zur Quantifizierung der antimykotischen Aktivität während des Myzelwachstums, da sie eine Sporenverdünnung oder Sporenausbreitung auf Agarplatten und/oder Verdünnung von Antimykotika erfordern.13. Bei der lebensmittelvergifteten Methode werden Agarplatten, die das Antimykotika enthalten, mit einer Scheibe mit einem Durchmesser von 5-7 mm aus einer 7-Tage alten Pilzkultur geimpft, ohne die genaue Menge des beginnenden Myzels zu berücksichtigen. Nach der Inkubation wird die antimykotische Aktivität als Prozent der radialen Wachstumshemmung bestimmt17,18,19. Mit diesem Ansatz können wir die antimykotische Aktivität auf mycelial Wachstum bewerten. Im Gegensatz dazu wird das Agar-Verdünnungsverfahren durchgeführt, um die antimykotische Aktivität auf Sporen zu bestimmen, die direkt auf der Oberfläche der Agarplatte geimpft werden, die die antimykotischen Verbindungen enthält.13,20,21. Diese beiden Ansätze liefern ergänzende Ergebnisse zur antimykotischen Aktivität. Dies sind jedoch zwei unabhängige Techniken, die parallel verwendet werden und keinen genauen Vergleich der relativen Wirksamkeit von Antimykotika auf Sporen und Myzel ermöglichen.17,20,22 da sich die Menge des Beginnenden Pilzmaterials in den beiden Ansätzen unterscheidet. Darüber hinaus resultiert die antimykotische Aktivität eines pflanzlichen Produkts oft aus der Kombination von antimykotischen Molekülen, die von Pflanzen synthetisiert werden, um Krankheitserregern zu begegnen. Diese Moleküle umfassen Proteine, Peptide23,24, und Metaboliten mit großer chemischer Vielfalt und Zugehörigkeit zu verschiedenen Klassen von Molekülen wie Polyphenole, Terpene, Alcalo-ds25, Glucosinolate8, und Organosulfur Verbindungen26. Einige dieser Moleküle sind flüchtig oder werden während des Erregerangriffs flüchtig27. Bei diesen Wirkstoffen handelt es sich meist um schlecht wasserlösliche und hochdampfbelastete Verbindungen, die durch Wasserdestillation als ätherische Öle zurückgewonnen werden müssen.28. Vapor-Phase vermittelte Anfälligkeits-Assays wurden entwickelt, um die antimikrobielle Aktivität flüchtiger Verbindungen nach Verdampfung und Migration über die Dampfphase zu messen29. Diese Methoden basieren auf der Einführung antimykotischer Verbindungen in einer Entfernung von der mikrobiellen29,30,31,32,33. Im häufig verwendeten Dampfphasen-Agar-Assay werden ätherische Öle auf einer Papierscheibe abgelagert und in der Mitte der Abdeckung der Petrischale in der Entfernung von der bakteriellen oder Pilzsporensuspension platziert, die auf Agarmedium verteilt wird. Der Durchmesser der Wachstumshemmungszone wird dann auf die gleiche Weise gemessen wie bei der Agar-Disk-Diffusionsmethode20,24. Es wurden weitere Ansätze entwickelt, um die quantitative Messung der Antimykotika-Empfindlichkeit von ätherischen Ölen in der Dampfphase zu ermöglichen, die aus der Brüroth-Verdünnungsmethode abgeleitet wurde, aus der eine hemmende, dampfphasenvermittelte antimikrobielle Aktivität berechnet wurde.32, oder abgeleitet von Agar-Disk Diffusions-Assays31. Diese Methoden sind im Allgemeinen spezifisch für Dampfphasenaktivitätsstudien und nicht geeignet für Kontaktinhibitionstests. Dies schließt die Bestimmung des relativen Beitrags flüchtiger und nichtflüchtiger Wirkstoffe zur antimykotischen Aktivität eines komplexen bioaktiven Gemischs aus.

Die von uns entwickelte quantitative Methode zielt darauf ab, die antimykotische Wirkung von getrocknetem Pflanzenpulver auf kontrollierte Sporenmengen und angebautes Myzel, das auf der Oberfläche eines Agarmediums abgelagert wird, zu messen, um das Luftwachstum von Phytopathogenen während der Infektion der Pflanzen15 sowie eines miteinander verbundenen Myzelnetzes16zu reproduzieren. Der Ansatz ist ein modifiziertes Versuchsgebild, das auf den Agar-Verdünnungs- und Lebensmittel-vergifteten Methoden basiert, die auch im gleichen Versuchsaufbau eine nebeneinander-bezogene Quantifizierung des Beitrags sowohl flüchtiger als auch nichtflüchtiger antimykogaler Metaboliten ermöglicht. In dieser Studie wurde die Methode mit der Aktivität von drei gut charakterisierten Antimykotika gemessen.

Protokoll

1. Inocula-Vorbereitung

  1. Vor dem Experiment lagen 5 L Trichoderma spp. SBT10-2018 Sporen bei 4 °C auf Kartoffeldextrose Agar Medium (PDA) gelagert und inkubieren für 4 Tage bei 30°C mit regelmäßiger Lichtexposition zur Förderung der Konidienbildung42 (Abbildung 1, Panel A).
    HINWEIS: Trichoderma spp. SBT10-2018 wurde aus Holz isoliert und wird als Modell in dieser Studie für sein schnelles Wachstum und die einfache Erholung der Sporen verwendet. Diese Sorte wird von unserem Labor konserviert.
  2. Conidia wiederherstellen (Abbildung 1, Panel A)
    1. Legen Sie 3 ml von 0.05% Tween-20 auf das Trichoderma Myzel.
    2. Verwenden Sie einen Rechen, um Conidia von Conidiophoren zu lösen; vermeiden Sie es, auf das Myzel zu drücken, um zu verhindern, dass Hyphen weggerissen werden.
    3. Stellen Sie die Lösung schnell mit einer Mikropipette wieder her, um zu vermeiden, dass sie vom Agarmedium absorbiert wird, und übertragen Sie sie in ein 15 ml-Rohr.
    4. Zählen Sie die Gesamtzahl der Sporen mit einem Hämozytometer und bereiten Sie eine Lösung mit 3 x 106 Sporen/ml vor.
      HINWEIS: Dieser Schritt muss sorgfältig ausgeführt werden, um zu verhindern, dass Hyphen extrahiert werden. Die Sporenpräparation wird dann unter dem Mikroskop überprüft. Schließlich kann bei Stämmen, die hochantennes und flauschiges Myzel darstellen, ein Schritt der Filtration mit einem 40-M-Siebfilter hinzugefügt werden, um das Restmyzelfragment zu beseitigen.

2. PilzplattenVorbereitung (Abbildung 1, Tafel B)

  1. Legen Sie 100 l von 3 x 106 Sporen/ml mit einer Mikropipette auf einer Petrischale mit PDA-Medium mit 9 cm Durchmesser ab, um 4.800 Sporen/cm2 zu erhalten, was 925 Sporen/5 mm Durchmesser-Agar-Stecker entspricht.
  2. Fügen Sie 10 g Glasperlen mit 2 mm Durchmesser mit einem sterilen Spachtel hinzu und führen Sie Vorwärts- und Rückwärtsbewegungen parallel und senkrecht zum Arm des Bedieners aus, um die Sporen auf der Oberfläche des Agars gleichmäßig zu verteilen.
  3. Drehen Sie die Platte um 90° und wiederholen Sie die rotierenden Bewegungen (wie in Abschnitt 2.2); wiederholen Sie diese Schritte, bis die Platte vollständig gedreht wurde.
  4. Verwenden Sie die Platte sofort, um Experimente zu beginnen, die Sporen erfordern, oder bebrüten Sie die Platten bei 30 °C für 17 h bzw. 24 h, wenn frühe Shyphen bzw. Myzel benötigt werden.
    ANMERKUNG: Um die antimykotische Aktivität zu vergleichen, die nach mycelium plug-transfer und Mycelium Disk-Transfer gemessen wird, verwenden Sie sterile Pinzette und legen Sterile 5 mm Cellulosescheiben nach dem Sporenstreunen zufällig auf die Oberfläche der Agarplatte.

3. Antimykotika-Herstellung

  1. Pflanzliche Produktzubereitung: Knoblauch-Pulver-Zubereitung
    1. Die Nelken von frischem Knoblauch schälen und die Nelken mit einer Skalpellklinge in 2-3 mm breite Scheiben schneiden.
    2. Die Scheiben 2 Tage bei 40 °C lufttrocknen.
    3. Schleifen Sie die Scheiben für 3 x 15 Sekunden mit einer Messermühle, um ein feines Pulver zu erhalten.
    4. Das Knoblauchpulver vor Gebrauch bei 4 °C in 50 ml-Röhrchen lagern.
      HINWEIS: Da Knoblauch nicht autoklaviert ist (um den Abbau temperaturempfindlicher Antimykotika zu verhindern), reinigen Sie den Schleifer, das Skalpell und den Lufttrockner vor Gebrauch mit 70 % Ethanol.
  2. Ätherische Ölzubereitung
    1. Bereiten Sie 0,5%, 1%, 2,5%, 5% und 20% Thymus vulgaris ätherische Öllösungen in 0,5% Tween-80 vor.
    2. Gut mischen, um eine Emulsion zu bilden, bevor sie in das PDA-Medium einfügt (siehe Abschnitt 4.2).
  3. Carbendazim Vorbereitung
    1. Wiegen Sie Carbendazim, um eine 200 mg/L Ethanollösung vorzubereiten (Carbendazim ist schlecht in Wasser löslich).
    2. Bewahren Sie die Lösung bei Raumtemperatur auf, bevor Sie sie in das PDA-Medium einfügt (siehe Abschnitt 4.2).
      VORSICHT: Carbendazim stellt eine Gesundheits- und Umweltgefährdung dar. Tragen Sie Handschuhe und Maske, wenn Sie mit diesem Produkt umgehen. Bewahren Sie es in einem belüfteten Raum auf.

4. Kontaktinhibitionstest

  1. Zubereitung von Agarplatten mit Knoblauchpulver
    1. Vorbereiten und Autoklav PDA Medium.
    2. Wiegen Sie die gewünschte Knoblauchpulvermenge mit einem sterilen Spachtel in ein 50 ml-Rohr, um Konzentrationen von 0,25 mg/ml bis 16 mg/ml zu erhalten.
    3. Fügen Sie 10 ml PDA hinzu, nachdem Sie die Temperatur des Mediums auf der Innenseite des Handgelenks überprüft haben. Die Temperatur muss so niedrig wie möglich sein, um den Abbau empfindlicher Moleküle zu verhindern. Idealerweise sollte diese Temperatur 45 °C betragen.
    4. Homogenisieren Sie sorgfältig, indem Sie das Rohr auf den Kopf stellen, um das Pulver gleichmäßig in das PDA-Medium zu verteilen. Gießen Sie schnell 10 ml in eine Petrischale mit einem Durchmesser von 5 cm(Abbildung 1, Tafel C).
    5. Mit der Petrischale bei Raumtemperatur platziert, warten, bis der Agar erstarrt.
  2. Herstellung von Agarplatten mit ätherischem Öl oder Carbendazim
    1. 10 ml PDA in ein 50 ml Rohr einführen. Überprüfen Sie die Temperatur wie für Abschnitt 4.1.3.
    2. Fügen Sie 100 l der verschiedenen Lösungen von Thymus vulgaris ätherischem Öl in PDA hinzu, um 0,005%, 0,01%, 0,025%, 0,05% und 0,2% Lösungen zu erhalten (siehe Abschnitt 3.2.1).
    3. Fügen Sie das erforderliche Volumen von Carbendazim aus der 200 mg/L-Lösung hinzu, um Lösungen von 0,0625-2 mg/L zu erhalten (siehe Abschnitt 3.3.1).
    4. Homogenisieren Sie sorgfältig, indem Sie das Rohr auf den Kopf stellen, gießen Sie schnell 10 ml in eine Petrischale mit einem Durchmesser von 5 cm(Abbildung 1, Tafel C).
    5. Mit der Petrischale bei Raumtemperatur platziert, warten, bis der Agar erstarrt.
  3. Kontakthemmungstest (Abbildung 1)
    1. Mit einem sterilen Edelstahlrohr mit einem Durchmesser von 5 mm zeichnen Sie einen Kreis in der Mitte von Petrischalen, die entweder PDA oder PDA einschließlich antimykotischer Verbindungen enthalten. Entsorgen Sie den Agarzylinder mit einem sterilen Zahnstocher (Panel C).
    2. Mit einem sterilen Edelstahlrohr mit einem Durchmesser von 5 mm kreist das Plot zufällig in die Pilzplatten aus Abschnitt 2. Plotten Sie zwischen 15-20 Kreisen pro Platte (Panel B).
    3. Ziehen Sie die von Sporen, frühen Hyphen oder Myzel bedeckten Agar-Zylinder vorsichtig mit einem sterilen Zahnstocher ab und legen Sie die Stecker in den leeren Raum von Petri-Gerichten, die entweder PDA oder PDA mit antimykotischen Verbindungen (Panel C) enthalten.
    4. Inkubieren Sie die Platten mit Sporen für 48 h bei 30 °C, 31 h für die Platten mit frühem Hyphen und 24 h für die mit Myzel bedeckten Platten (Tafel C).
    5. Messen Sie den Durchmesser des radialen Wachstums und berechnen Sie den Prozentsatz der Pilzwachstumshemmung über die Kontrolle mit der Formel (Panel D)
      % Pilzwachstumshemmung = (C - A/C)* 100
      wobei C der Durchmesser des radialen Wachstums in PDA medium und A der Durchmesser des radialen Wachstums in PDA-Medium ist, das die antimykotischen Verbindungen enthält.
      ANMERKUNG: Um die antimykotische Aktivität zu vergleichen, die nach myzelischem Plug-Transfer und Myzelscheibentransfer gemessen wurde, mit steriler Pinzette, eine Scheibe mit einem Durchmesser von 5 mm, die zuvor auf die Oberfläche der Pilzplatten (Abschnitt 2 Hinweis) in der Mitte von Petrischalen mit PDA oder PDA mit Antimykotika abgelagert wurde, und genau wie bei der Agar-Plug-Übertragung vorzugehen

5. Vapor-Phase Inhibitionstest

  1. Zubereitung von Agarplatten mit Knoblauchpulver
    1. Fahren Sie wie in Abschnitt 3.1 fort.
  2. Herstellung von Agarplatten mit ätherischem Öl oder Carbendazim
    1. Fahren Sie wie in Abschnitt 3.2 und 3.3 fort.
  3. Herstellung von Pilzplatten
    1. Fahren Sie wie in Abschnitt 2 fort.
  4. Dampfphasen-Antimykotika-Hemmungstest (Abbildung 1)
    1. Gießen Sie 10 ml PDA-Medium in den Deckel der Petrischalen mit einem Durchmesser von 5 cm, die entweder 10 ml PDA-Medium oder 10 ml PDA-Medium enthalten, das antimykotische Verbindungen enthält, in den Boden der Gerichte. Warten Sie, bis die vollständige Erstarrung des Agars bei Raumtemperatur (Panel C) abgeschlossen ist.
    2. Verwenden Sie ein 50 ml Zentrifugalrohr als Kalibrierwerkzeug, um einen Kreis von PDA in der Mitte des Deckels zu erhalten; den PDA um den Kreis herum mit einem sterilen Spachtel (Panel C) zu entfernen.
    3. Zeichnen Sie einen Kreis in der Mitte des PDA-Mediums in den Deckel mit einem 5 mm Durchmesser sterilen Edelstahlrohr platziert. Entsorgen Sie den Agar-Zylinder mit einem sterilen Zahnstocher (Panel C).
    4. Formstecker mit einem sterilen Edelstahlrohr mit einem Durchmesser von 5 mm nach dem Zufallsprinzip in die Pilzplatten wie in Abschnitt 4.3.2 (Tafel B).
    5. Übertragen Sie die stecker, die entweder mit Sporen, frühem Hyphen oder Myzel von Pilzplatten bedeckt sind, vorsichtig in die Deckel der Assayplatten (Panel C).
    6. Bei 30 °C wie in Abschnitt 4.3.4 (Panel C) inkubieren.
    7. Messen Sie den Durchmesser des radialen Wachstums und berechnen Sie den Prozentsatz der Pilzwachstumshemmung mit der Formel in Abschnitt 4.3.5 (Panel D).

Ergebnisse

Um die Fähigkeit der quantitativen Methode zu bewerten, die Wirkungsweise verschiedener Arten von Antimykotika zu unterscheiden, haben wir die Wirksamkeit von drei bekannten Antimykotika verglichen. Carbendazim ist ein nichtflüchtiges synthetisches Fungizid, das weit verbreitet ist, um eine breite Palette von Pilzerkrankungen in Pflanzen zu kontrollieren39,40. Thymus vulgaris ätherisches Öl wurde weitgehend für seine antibakterielle und antimykotisc...

Diskussion

Der hier vorgestellte Ansatz ermöglicht die Bewertung der antimykotischen Eigenschaften von minimal verarbeiteten pflanzlichen Produkten. In diesem Protokoll wird eine homogene Verteilung der Sporen auf der Agaroberfläche mit 2 mm Glasperlen erreicht. Dieser Schritt erfordert Handhabung fähigkeiten, um richtig die Perlen zu verteilen und reproduzierbare Ergebnisse zu erhalten, letztlich ermöglicht den Vergleich von antimykotischen Wirkungen in verschiedenen Stadien des Pilzwachstums. Wir fanden heraus, dass 5 mm Glas...

Offenlegungen

nichts

Danksagungen

Wir sind Frank Yates sehr dankbar für seinen wertvollen Rat. Diese Arbeit wurde von Sup'Biotech unterstützt.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Autoclave-vacuclav 24B+Melag
CarbendazimSigma 378674-100G
Distilled water
Eppendorf tubesSarstedt72.7061.5 mL
Falcons tubesSarstedt54725450 mL
Five millimeters diameter stainless steel tuberetail store/
Food dehydratorSancustosix trays
Garlic powderOrganic shop
Glass beadsCLOUP65020figure-materials-690 2 mm
Hemocytometer counting cellJeulin713442/
IncubatorMemmert UM40030 °C
Knife millBoschTSM6A013B
Manual cell counterLabboxHCNT-001-001/
Measuring rulerretail store
Microbiological safety cabinetsFASTERFASTER BHA36, TYPE II, Cat 2
MicropipetteMettler-Toledo17014407100 - 1000 µL
MicropipetteMettler-Toledo1701441120 - 200 µL
MicropipetteMettler-Toledo170144122 - 20 µL
Petri dishSarstedt82-1194500figure-materials-1622 55 mm
Petri dishSarstedt82-1473 figure-materials-1770 90 mm
Pipette Controllers-EASY 60LabboxEASY-P60-001/
Potato Dextrose AgarSigma 70139-500G
Precision scale-RADWAGGrosseronB126698AS220.R2-ML 220g/0.1mg 
RakeSarstedt86-1569001/
Reverse microscope AE31E trinocularGrosseronM097917/
Sterile graduated pipetteSarstedt125400110 mL
Thymus essential oilDrugstoreEssential oil 100%
Tips 1000 µL Sarstedt70.762010
Tips 20 µL Sarstedt70.760012
Tips 200 µLSarstedt70.760002
Tooth pickretail store
Trichoderma spp strainStrain of LRPIA laboratory
Tween-20 Sigma P1379-250ML
Tween-80Sigma P1754-1L
TweezersLabboxFORS-001-002/

Referenzen

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