Diese Forschung wurde von der deutschen Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) geförderten &quot;Virtual Liver Network&quot; unterstützt. Ich möchte Frank Schubert und Rene Gumpert aus dem Medienzentrum des Universitätsklinikum Jena für ihre Hilfe bei der Produktion des Videos und das Erstellen der Animation und Isabel Jank für die Aufzeichnung der Audio danken.

Gehäuse und alle durchgeführten Verfahren waren nach den deutschen Tierschutzvorschriften. 1. Sensors Calibration (Herstelleranleitung für Sensors Calibration) 1.1) Millar Katheter Kalibrierung. Einweichen die Spitze des Katheters in sterilem Wasser oder Kochsalzlösung für 30 Minuten vor dem Ausgleich (Nullstellen) und Kalibrierung. <ol><li> Verbinden Sie den Sensor mit dem Millar millar1 Kanal des Brückenverstärker und legen Sie die Sensorspitze Millar in der Wassersäule. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 0 cm H 2 O. In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Brücke verstärken und es Null. Die Baseline-Wert 0 cm H 2 O eingestellt werden. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 20 cm H 2 O. Führen Sie Datenanalyse-Software Fenster Fortschritt und zu stoppen. Wählen Sie &quot;Einheiten&quot; im Fenster der Brücke zu verstärken, setzen Sie den Ausgangswert von 0 und 20 cm H 2 O entsprechend. Stellen Sie die &quot;Einheit&quot; CMH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Kalibrieren Sie den millar2 zur Messung der GAP auf die gleiche Weise (Satz zwei Grundlinie 90 und 110 cm H 2 O). </li></ol> 1.2) Der Blutfluss Fühlerkalibrierung <ol><li> Setzen Sie die Sonde in VE-Wasser. Schließen Sie die Sonde mit transsonischen Strömungssonde System. </li><li> In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Eingang verstärken, um die Strömungssonde Null. Stellen Sie die Einheiten. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Testkanal&quot;, um das Signal zu sammeln: Wenn das Signal 3-4 bar, bedeutet es, das Signal ist gut. Falls ein gutes Signal erfasst wird, kann das Verfahren fortgesetzt werden. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Null-Kanal&quot; und Maßstab Kanal zu sehen, ob der Wert kalibriert wurden oder nicht. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Maß-Kanal&quot; für die spätere Messung. </li></ol> 2. Bereiten Sie die Maus für den chirurgischen Eingriff <ol><li> Platzieren Sie die Maus in einem Induktionskammer und betäuben die Maus mit 2% Isofluran und0,3 ml / min Sauerstoff. Die Operation kann durchgeführt werden, wenn der Fuß-Klemmziehreflex der Maus fehlt. </li><li> Rasieren das Fell von chirurgischen Regionen, die mit der linken Hals und Bauch sind. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Operationstisch und fixieren Sie sie mit Bändern. Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Betriebszeit zu verhindern. </li><li> Legen Sie ein Kissen unter Gaze den Hals für eine optimale Belichtung des Operationsfeldes von Hals. </li><li> Desinfektion des Operationsfeldes und setzen sterilisiert Gazen, die Maus zu decken nur Verlassen des OP-Feld geöffnet. </li></ol> 3. Vital Parameter Mess <ol><li> Legen Sie die EKG-Nadeln subkutan in die Pfoten von der Maus. </li><li> Legen Sie den Atemsensor unter dem Rücken der Maus. </li><li> Legen Sie die Temperatursonde in den Enddarm der Maus. </li><li> Rekordtemperatur, EKG und Atemfrequenz der Maus in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4. Hals Betrieb für SHerz-Kreislauf-Monitoring ystemic 4.1) Schiffs Dissektion <ol><li> Identifizieren Sie die Mittellinie des Halses, Mittelpunkt des Schlüsselbeins, den Winkel des Unterkiefers. </li><li> Machen Sie eine 2cm Längsschnitt aus dem Blickwinkel der Unterkiefer auf den Mittelpunkt des Schlüsselbeins, die 0,5 cm an der linken Seite der Mittellinie ist. </li><li> Präparieren Sie die Unterkieferspeicheldrüse, drehen Sie es um und decken Sie es mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die Halsschlagader, sezieren Sie es und legen drei 6-0 Seidenfäden unter die Vene für die spätere Ligation und Fixierung. </li><li> Identifizieren Sie die Kopfnicker, trennen sie von der überlegenen Bauch des M. omohyoideus und hinteren Bauch des M. digastricus, und ziehen Sie sie mit einem Aufroller für einfache Exposition der Halsschlagader. </li><li> Präparieren Sie die Halsschlagader und legen drei 6-0 Seidenfäden unter der Arterie für die spätere Ligation und Fixierung. </li></ol> 4.2) Karotis-Blutflussmessung <ol><li> Legen Sie den transsonischenSonde um die Halsschlagader, stabil zu halten und optimieren den Kontakt mit Ultraschall-Gel oder Kochsalzlösung. </li><li> Rekordblutflussgeschwindigkeit der Halsschlagader, wie auf dem kleinen Bildschirm des Gerätes angezeigt Transonic mit Datenanalyse-Software </li><li> Entfernen Sie die Sonde nach Abschluss der Messung </li></ol> 4.3) Karotis-Druckmessung (GAP) <ol><li> Ligieren des distalen Endes der Halsschlagader und klemmen seinem proximalen Ende. </li><li> Platz 2 Befestigungs Nähte rund um die Halsschlagader. Verwenden 10-0 Prolene für den Aufenthalt Naht. </li><li> Einen kleinen Einschnitt an der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die Millar-Katheter und fixieren Sie sie mit vorge platziert Nähten. </li><li> Notieren Sie sich die GAP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.4) Vena Vene Blutflussmessung <ol><li> Heben Sie die Halsschlagader und platzieren Sie den transsonischen Strömungssonde, um die Fließgeschwindigkeit zu messen. </li><li> Notieren Sie sich die Strömungsgeschwindigkeit in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.5) Zentralvenendruckmessung (CVP) <ol><li> Klemmen Sie die proximale Ende der Halsschlagader und ligieren das distale Ende. </li><li> Schnitt einen kleinen Einschnitt mit Mikroscheren auf der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die mit Flüssigkeit gefüllte Katheter und fixieren Sie sie mit den vor-gelegt Nahtlinien. </li><li> Notieren Sie sich die CVP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 5. Bauchoperation für den Erwerb von Leber Hämodynamik 5.1) Schiffskennzeichen <ol><li> Machen Sie eine Querschnitt auf dem Bauch. </li><li> Eventerate den Darm auf die linke Seite und decken mit nassen Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die untere Hohlvene, die Pfortader, die gemeinsame Leberarterie und die richtige Leberarterie. </li><li> Fallen einige warmer Kochsalzlösung in den Bauch und auf der Oberfläche des Darms alle 5 min während der gesamten Überwachungsverfahren. </li></ol> 5.2) Messung der Blutfluss-Portal <ol><li> Präparieren Sie die Pfortader. </li><li> Zeigen 6-0 Seide unter der Pfortader, um das Anheben des Schiffes, wenn Sie den Strömungssonde zu erleichtern. </li><li> Legen Sie den transsonischen Strömungssonde um die Pfortader und messen ihren Blutdurchfluss. </li><li> Notieren Sie sich die Blutströmungsgeschwindigkeit der Pfortader. </li></ol> 5.3) Messung der Leberarterie Gemeinsame Fluss <ol><li> Präparieren Sie die gemeinsame Leberarterie vorsichtig. </li><li> Legen Sie ein 6-0 Seidenfaden um den Behälter, um das Anheben des Schiffes zu erleichtern. </li><li> Legen Sie die Flusssonde um die Arterie. </li><li> Messen ihren Blutfluss und die Daten zu erwerben. </li></ol> 5.4) Messung der Pfortader Druck (PVP) <ol><li> Wählen Sie eine Filiale der mesenterica nur wenige Seitenzweige, die direkt in die Pfortader entwässert. </li><li> Ligieren das distale Ende des ausgewählten mesenterica. Stellen Sie sicher, dass die Ligation ist in der Nähe des Darmrohres. Ligieren seine kleine Äste </li><li> Platz 2 fixing Nähte mit 6-0 Prolene um die Vene. Der Schlüsselpunkt dieses Verfahrens ist, zu vermeiden, berühren Sie die Mesenterialarterie, wenn die Ligation der Vene. </li><li> Klemmen Sie das proximale Ende der Pfortader. </li><li> Platz 2 Haltefäden mit 10-0 Prolene. Einige Blutungen auftreten, da der Aufenthalt Naht sollte die Gefäßwand des feinen mesenterica eindringen. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vene mit einem microscissor schräg in einem Winkel von 45 Grad. </li><li> Legen Sie die Millar Katheter durch die mesenterica in die Pfortader und zu beheben </li><li> Notieren Sie sich die Pfortader Druck. Am Ende des Verfahrens zu opfern, die Mäuse unter Anästhesie durch Ausbluten. </li></ol>

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	<li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow,+oxygenation,+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock.">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li><li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant:+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development.">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. 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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Überwachung der Leber Hämodynamik ist ein wichtiges Forschungsinstrument in der Hepatologie und Leber-Gallen-Operation. Akquisition von Leber hämodynamischen Daten hilft, die Wirkung von hepatobiliären Verfahren auf das Kreislaufsystem zu charakterisieren. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten werden auch benötigt, um die Wirkung von Medikamenten beeinflussen Druck-Portal und Portal-Flow, zB zu untersuchen, wie in Studien, die vasoaktive Medikamente benötigt. Trotz der gerin...

Das Gesamtziel dieses Videos war es, ein Echtzeit-Monitoring-Verfahren für den Erwerb der systemischen und hepatischen hämodynamischen Parameter zu demonstrieren. Der Grund für die Entwicklung dieses Verfahrens ist seine großen Wert für experimentelle Eingriffe in Mäusen, die den Erhalt systemische und hepatische hämodynamischen Parameter erforderlich. Das Verfahren kann auf naive Tiere und während oder nach einer bestimmten Leber-und Gallen experimentellen chirurgischen Eingriff angewendet werden, wie partielle Hepatektomie, Pfortader Ligation und Lebertransplantation. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten in Nagetieren erfordert die vorgeschlagene invasives Verfahren. Leberdurchblutung kann nicht erhalten werden, nicht-invasiv. Jedoch gibt es Alternativen für die Erfassung des systemischen Blutdrucks. Überwachungstechniken wie die Schwanzmanschettenverfahren 8 sind für die Erfassung des Blutdrucks in Ratten und Mäusen eingesetzt. Die Schwanzmanschette Technik kann in consci angewendet werdenschiedenen Tiere. Bei der Messung des Blutdrucks, muss das Tier gelegt und in einer bestimmten Position fixiert werden kann unbequem. In dem Handbuch der Schwanz-Manschette Gerät, erklärt der Hersteller, dass Mäuse können nervös und gestresst, welche die Durchblutung in den Schwanz abnehmen kann. Unter diesen Umständen kann die periphere Blutdrucks in den Schwanz erworben viel niedriger als der mittlere Blutdruck. Der vollständige Überwachungsverfahren wurde mit einer integrierten Mehrkanal-Monitor mit einer Reihe von Sensoren zur Datenerfassung durchgeführt. Der Blutdruck wurde durch Einführen eines Katheters in die jeweilige Schiff nach sorgfältiger mikrochirurgische Präparation und Exposition unter dem Mikroskop erhalten. Die Fließgeschwindigkeit wurde durch Anordnen eines transsonischen Strömungssonde um jedes Gefäß gemessen. Wir haben bereits eine ähnliche intraoperative Monitoring-Verfahren für Ratten, was zu einer umfassenden Reihe von physiologischen hämodynamischen Daten vergleichbar SinGL berichtete Daten von anderen Gruppen 7 berichtet. Daher betrachteten wir dieses Verfahren, um eine gute Basis für sie zu der Maus, einer Art 10-fach kleiner als die Ratte Anpassung darstellen. Der wesentliche Unterschied zu der Ratte Verfahren ist die Verwendung von Millar-Katheter zur Erfassung der Blutdruck-Daten anstelle eines fluidbasierten Kathetersystem. Flussdaten wurden mit transsonischen Strömungssonden, nur viel kleiner als diejenigen der entsprechenden Ratte Schiffe erworben. Aufgrund der kleinen Größe des Tieres ist Instrumentierung von Mäusen technisch anspruchsvoll, aber machbar. Sobald Instrumentierung abgeschlossen ist, ist die Datenerfassung und Datenanalyse Primär Leben einfach, da eine vordefinierte Einstellungsdatei verwendet werden. Die Einstellung Datei muss einmal am Anfang einer Serie von Experimenten definiert und gespeichert und für alle nachfolgenden Experimente verwendet werden. Bis jetzt haben wir dieses Verfahren angewandt, um Leber hämodynamischen Effekte bei akuten Experimenten zu bewerten. Wir maßen CAP und PVP vor und unmittelbar nach der 70% partielle Hepatektomie (PH) und in Spann / de-Klemm Experimenten. Wir spannt die Leber-und Zwölffingerdarmband des rechten Leberlappens, die 20% der Lebermasse durch kurze (5min) Klemm des mittleren und linken Seitenlappen gefolgt, die insgesamt 90% der Lebermasse. De-Klemm begann mit dem Loslassen der Klemme vom rechten Lappen, gefolgt durch die Befreiung der Median und linken Seitenlappen. Maximale Spannzeit unter 10 min.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

Die Verwendung von Maus-Modellen der experimentellen Forschung ist von enormer Bedeutung für die Untersuchung von Leber Physiologie und pathophysiologischen Störungen. Aufgrund der geringen Größe der Maus, technischen Einzelheiten der intraoperativen Überwachungsverfahren für die Maus wurden selten beschrieben. Bisher haben wir ein Monitoring-Verfahren, um die hämodynamischen Parameter für Ratten erhalten wiesen. Jetzt passen wir den Vorgang, um systemische und hepatische hämodynamischen Parameter in Mäusen zu erwerben, eine Art zehnfach kleiner als Ratten. Dieser Film zeigt die Instrumentierung der Tiere sowie die Datenerfassungsprozess benötigt, um systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu bewerten. Vitalparametern, einschließlich Körpertemperatur, Atemfrequenz und Herzfrequenz wurden während des gesamten Verfahrens aufgezeichnet. Systemische hämodynamische Parameter bestehen aus der Halsschlagader Druck (GAP) und der zentrale Venendruck (CVP). Leberdurchblutung Parameter umfassen Portal vEin Druck (PVP), Portal-Durchflussrate sowie die Durchflussmenge der gemeinsamen Leberarterie (Tabelle 1). Mess-und Datenerfassungs aufzeichnen die Normalwerte wurde innerhalb von 1,5 h abgeschlossen. Systemische und hepatische hämodynamischen Parameter blieben im normalen Bereich bei diesem Vorgang. Dieses Verfahren ist anspruchsvoll, aber machbar. Wir haben dieses Verfahren angewendet, um hepatische Hämodynamik bei normalen Mäusen als auch bei 70% Teilhepatektomie und Leberlappen Klemm Experimente bewerten. Mittel PVP nach Resektion (n = 20) war 11,41 ± 2,94 cm H 2 O, die signifikant höher war (p &lt;0,05) als die Resektion (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Die Ergebnisse der Leberlappen Spann Experiment gezeigt, dass dieses Monitoring-Verfahren ist empfindlich und eignet sich für die Erkennung kleiner Veränderungen in der Druck-Portal und Portal-Durchflussmenge. Im Ergebnis ist dieses Verfahren zuverlässig in den Händen eines erfahrenen Mikro Chirurg sollte aber darauf beschränkt experiments wo Mäuse sind absolut notwendig.

Vitalparameter der Mäuse wie Atemfrequenz und Herzfrequenz sind natürlich viel höher als bei Ratten. Die mittlere systemische Blutdruck und die Jugularvene Druck ähneln RAT-Werte und auch ähnlich wie das menschliche Daten. Leber hämodynamischen Daten sind offensichtlich anders. Wir erhalten die Normalwerte von 8 Mäusen. Portale Durchblutung in normalen Mäusen lag zwischen 1,6 bis 2,3 ml / min. Fließen in die gemeinsame Leberarterie reichten von 0,10 bis 0,35 ml / min. Pfortaderdruck...

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Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Aufrufe.  Jena University Hospital.  Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen. 

Serie: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus SLE in C57BL/6 Mice

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

Das BM12 Inducible Modell des systemischen Lupus erythematodes (SLE) in C57BL / 6-Mäuse

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Forschung

Medizin

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Invasive hämodynamische Charakterisierung des Portal-hypertensiven Syndroms in zirrhotischen Ratten

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

Invasive Hemodynamic Monitoring of Aortic and Pulmonary Artery Hemodynamics in a Large Animal Model of ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to pulmonary hypertension. For a better understanding and treatment of this disease, precise hemodynamic monitoring of left and right ventricular parameters is important. For this reason, it is essential to establish experimental pig models of cardiac hemodynamics and measurements for research purpose. 
This article shows the induction of ARDS by using oleic acid (OA) and consequent right ventricular dysfunction, as well as the instrumentation of the pigs and the data acquisition process that is needed to assess hemodynamic parameters. To achieve right ventricular dysfunction, we used oleic acid (OA) to cause ARDS and accompanied this with pulmonary artery hypertension (PAH). With this model of PAH and consecutive right ventricular dysfunction, many hemodynamic parameters can be measured, and right ventricular volume load can be detected. 
All vital parameters, including respiratory rate (RR), heart rate (HR) and body temperature were recorded throughout the whole experiment. Hemodynamic parameters including femoral artery pressure (FAP), aortic pressure (AP), right ventricular pressure (peak systolic, end systolic and end diastolic right ventricular pressure), central venous pressure (CVP), pulmonary artery pressure (PAP) and left arterial pressure (LAP) were measured as well as perfusion parameters including ascending aortic flow (AAF) and pulmonary artery flow (PAF). Hemodynamic measurements were performed using transcardiopulmonary thermodilution to provide cardiac output (CO). Furthermore, the PiCCO2 system (Pulse Contour Cardiac Output System 2) was used to receive parameters such as stroke volume variance (SVV), pulse pressure variance (PPV), as well as extravascular lung water (EVLW) and global end-diastolic volume (GEDV). Our monitoring procedure is suitable for detecting right ventricular dysfunction and monitoring hemodynamic findings before and after volume administration.

We present a protocol of creating right ventricular dysfunction in a pig model by inducing ARDS. We demonstrate invasive monitoring of left and right ventricular cardiac output using flow probes around the aorta and the pulmonary artery, as well as blood pressure measurements in the aorta and pulmonary artery.

Invasiven hämodynamischen Monitoring der Aorten- und pulmonale Arterie Hämodynamik in einem großen Tier Modell des ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

Messung des Lebervenendruckgradienten und der transjugularen Leberbiopsie

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Standardisierte hämorrhagische Schockinduktion geführt durch Zerebrale Oximetrie und erweiterte hämodynamische Überwachung bei Schweinen

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Dosisabhängige Induktion von Endotoxämie bei Schweinen mittels LPS-Infusion

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autor im Rampenlicht: Induktion eines experimentellen endotoxämischen Schocks bei Schweinen zur Untersuchung von hämodynamischer und respiratorischer Insuffizienz

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Lipopolysaccharid-Infusion als endotoxämisches Schockmodell für Schweine

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

<meta charset="utf8"></head><body>Ölsäure-induzierte akute respiratorische Dekompensation bei Schweinen

A Porcine Model of Acute Respiratory Failure with a Continuous Infusion of Oleic Acid

This protocol outlines an acute respiratory distress model utilizing centrally administered oleic acid infusion in Yorkshire pigs. Prior to experimentation, each pig underwent general anesthesia, endotracheal intubation, and mechanical ventilation, and was equipped with bilateral&#160;jugular vein central vascular access catheters. Oleic acid was administered through a dedicated pulmonary artery catheter at a rate of 0.2 mL/kg/h. The infusion lasted for 60-120 min, inducing respiratory distress. Throughout the experiment, various parameters including heart rate, respiratory rate, arterial blood pressure, central venous pressure, pulmonary artery pressure, pulmonary capillary wedge pressure, end-tidal carbon dioxide, peak airway pressures, and plateau pressures were monitored. Around the 60 min mark, decreases in partial arterial oxygen pressure (PaO2) and fraction of oxygen-saturated hemoglobin (SpO2) were observed. Periodic hemodynamic instability, accompanied by acute increases in pulmonary artery pressures, occurred during the infusion. Post-infusion, histological analysis of the lung parenchyma revealed changes indicative of parenchymal damage and acute disease processes, confirming the effectiveness of the model in simulating acute respiratory decompensation.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Erforschung venöser Wellenformen für die nicht-invasive Atemüberwachung bei Schweinen

Infusing oleic acid continuously into the pulmonary artery of an anesthetized adult pig induces acute respiratory failure, enabling controlled experimentation during acute respiratory decompensation.