Die Arbeit dieses Manuskripts wurde durch die Finanzierung an Dr. Neal durch das Gefäßmedizinische Institut Pilotprojekt-Programm in Hämostase und Gefäßbiologie (P3HVB) und das AAST Research Fellowship unterstützt. Diese Arbeit wird von US National Institutes of Health Stipendien 1 R35 GM119526-01 und UM1HL120877-01 unterstützt.

Mäuse wurden in Übereinstimmung mit der University of Pittsburgh (Pittsburgh, PA, USA) und National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD, USA) Tierpflege Richtlinien in bestimmten pathogenfreien Bedingungen mit 12 h Licht-Dunkel-Zyklen und freien Zugang zu Standardfutter und Wasser. Alle Tierversuche wurden gemäß den Richtlinien des Tierforschungs- und Pflegeausschusses an der University of Pittsburgh genehmigt und durchgeführt. 1. Chirurgisches Feld und Instrumenten-Setup <ol><li> Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente, Naht-, Gaze-, Baumwollspitzen-Applikatoren, Schlauch- und Schlauchverbinder vor dem Eingriff. <ol><li> Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente, Naht-, Gaze- und Baumwollspitzenapplikatoren in einem Autoklaven. Sterilisier- und Schlauchverbinder mit Ethylenoxid. </li></ol></li><li> Chirurgisches Feld <ol><li> Schalten Sie ein wasserzirkulierendes Heizkissen ein und stellen Sie es auf 37 ° C. Lege eine ChirurgieCal Blue Pad oben und dann eine sterile drapieren auf der chirurgischen blauen Pad. </li><li> Öffnen Sie alle sterilisierten Instrumente auf die sterile Abdeckung. Verwenden Sie sterile Handschuhe, um die Sterilität während dieses Schrittes zu vermeiden. </li><li> Füllen Sie eine Edelstahlschale mit 70% Ethanol und beiseite legen. Dies wird verwendet, um Instrumente zwischen Tieren zu reinigen. </li><li> Drehen Sie den Mikroperle Sterilisator ein und lassen Sie ihn auf 150 ° C erhitzen. Dies wird auch verwendet, um Instrumente zwischen den Tieren zu reinigen. Bei chirurgischen Eingriffen auf mehr als 5 Mäusen, achten Sie darauf, Instrumente zu einem neuen sterilen Satz zu wechseln. </li></ol></li><li> Aufnehmer <ol><li> Verbinden Sie einen sterilen Wandler, PE-50-Schlauch, zwei 23G-Nadeln und männlich-männlichen Luer und einen Dreiwege-Hahn. 6 </li><li> Kalibrieren und null den Messumformer pro Herstelleranleitung. </li></ol></li></ol> 2. Leber-Laceration Chirurgische Vorgehensweise <ol><li> Anästhesie Induktion und Positionierung </stRong&gt; <ol><li> Natriumpentobarbital intraperitoneal in einer Dosis von 70 mg / kg injizieren. Anästhesie sollte zwischen 5-10 min wirksam werden; Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme. Wenn die Maus auf die Zehen-Prise reagiert, wird zusätzliche Zeit oder Anästhesie benötigt. Wenn eine zusätzliche Anästhesie während des Eingriffs erforderlich ist, ergänzen Sie Natriumpentobarbital. Geben Sie keine Ergänzungen in größeren Mengen als 0,05 ml, um eine Überdosierung zu vermeiden. </li><li> Nachdem die Maus vollständig unter Anästhesie ist, positioniere die Maus auf einem chirurgischen Brett. Sichern Sie alle vier Glieder der Maus an die Tafel mit Klebeband. </li><li> Rasieren Sie den Bauch und die bilateralen Leisten mit einem Rasiermesser. </li><li> Sofort sterile Gaze mit Betadin und auf den Bauch und die bilateralen Leisten für die Chirurgie anwenden. Für Überlebensexperimente, Vorbereitung der Bauch und Leisten mit Betadin gefolgt von Ethanol für insgesamt drei Vorbereitungszyklen. </li><li> Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Kerntemperatur während des gesamten Verfahrens zu überwachen. Halten Sie die cErze-Temperatur zwischen 35-37 ° C. </li></ol></li><li> Femoralarterie und venöse Kanüle <ol><li> Für den venösen Katheteraufbau: PE-10-Schlauch, eine 30-G-Nadel und einen Dreiwege-Hahn mit Lactated Ringer-Lösung aus einer IV-Tasche füllen. </li><li> Für den Arterienkatheteraufbau: PE-10-Schlauch und 30G-Nadel mit heparinierter Kochsalzlösung (1:10 Verdünnung von 1.000 U Heparin) füllen. Heparin-Kochsalzlösung ist erforderlich, um Gerinnung zu verhindern. </li><li> Lege die Maus unter ein Sektionsmikroskop. </li><li> Machen Sie einen 4-5 mm Längsschnitt über die Leisten Muskeln mit chirurgischen Iris Schere. Mit Dumont Pinzette greifen die Fettgewebe mit dem Adduktor Muskel verbunden und ziehen seitlich für eine saubere Exposition der Femoral Bündel. Nicht durch das Fettgewebe zerlegen, da dies zu Gefäßverletzungen führen wird. </li><li> Den Nerv vorsichtig von der Arterie und Vene mit der Dumont-Pinzette zerlegen. Es ist ein fetter Pad neben dem Nerv. Ergreifen Sie das mit einem Dumont forcep anD seitlich ziehen; Das zieht den Nerv weg von der Arterie und schafft ein Flugzeug für die Sektion. Mit anderen Dumont-Zupfen zerlegt das Bindegewebe zwischen dem Nerv und der Arterie. <ol><li> Ergreife den Nerv nicht während dieses Teils der Sektion. </li></ol></li><li> Loop drei 6-0 Seidennähte um die Arterie und Vene proximal zum profunda femoris abheben. <ol><li> Legen Sie die Naht 1 am proximalen und lassen Sie locker. </li><li> Legen Sie Naht 2 am distal und binden Sie sofort. </li><li> Lege Naht 3 zwischen Naht 1 und 2 und lose los. </li></ol></li><li> Machen Sie eine Arteriotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes. Die Verwendung von mikrovaskulären Scheren wird empfohlen, um die Arteriotomie zu vermeiden Transektion des Schiffes. </li><li> Setzen Sie den Dreiwege-Katheter in die Arterie ein. Sofort die Naht 1 und 2 abklemmen, um den Katheter zu befestigen. </li><li> Verbinden Sie den Dreiwege-Katheter mit dem Transducer und sammeln Sie die Blutdruckdaten des Grundlinders. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.4 - 2.2.6 auf der gegenüberliegenden Leiste. Cannulieren Sie die Femoralvene in ähnlicher Weise wie die Arterie. Führen Sie eine Venotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes, gefolgt von Katheter-Insertion. Dieser Katheter kann für die Fluid- oder Arzneimittelverabreichung verwendet werden. </li></ol></li><li> Lebervernichtung <ol><li> Vorwägen einer Röhre mit 0,5 ml PBS, drei Absorptionsdreiecken und einem wiegen Boot pro Maus. </li><li> Machen Sie eine ventrale Mittellinie Laparotomie Inzision beginnend bei der Xiphoid-Prozess und erweitern kaudal, um die Exposition der Leber vollständig zu ermöglichen. </li><li> Setzen Sie ein Absorptionsdreieck in den Bauch gegen die rechte Bauchwand ein. Wiederholen auf der linken Seite. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass das Absorptionsdreieck von der Leber entfernt ist, um eine hämostatische Packung zu vermeiden, nachdem die Leber zerrissen ist. </li></ol></li><li> Vorsichtig den linken Mittellappen der Leber packen und 75% des Lappens mit chirurgischer Irisschere zerreißen. Legen Sie die lacerateD-Segment in einem PBS enthaltenden Rohr. </li><li> Schließen Sie die Bauchwand mit Heftklammern über einen Heftklammerapplikator. Fassen Sie die Haut und den Muskel zusammen und feuern Sie die Heftklammer. Tun Sie dies so schnell wie möglich nach der Leberverzerrung, um Blutverlust außerhalb des Bauches zu vermeiden. Bei Überlebensexperimenten ist der Abdomen in zwei Schichten geschlossen. Eine laufende resorbierbare Naht für den Muskel, gefolgt von einer Laufschicht aus nicht resorbierbarer Naht für die Haut, sorgt für einen ausreichenden Verschluss. </li><li> Für Mäuse, die für Überlebenszeiträume länger als 30 min sind, sollten die Oberschenkelkatheter entfernt werden, die Arterie und die Vene, die mit der Naht 3 aus Schritt 2.2.6 verbunden sind. Bilaterale Leisten werden dann in zwei Schichten geschlossen, wie im vorherigen Schritt beschrieben. </li><li> Nach einer bestimmten Zeit für die Blutung (30 min bis 72 h), entfernen Sie die Heftklammern. Entfernen Sie die Absorptionsdreiecke und setzen Sie sie in entsprechende vorgewichtete Wägeboote ein. Verwenden Sie zusätzliche Absorptionsdreiecke, um jedes nicht absorbierte Blut aufzusaugen. </li><li&gt; Wiegen Sie Absorptionsfilter, um den Gesamtblutverlust zu berechnen. </li></ol></li><li> Postoperative Pflege <ol><li> Lassen Sie Mäuse, die bei 30 Minuten auf dem chirurgischen Brett geopfert werden sollen, und unter ständiger Überwachung und unter Vollnarkose bis zum Zeitpunkt des Opfers. Mäuse werden mit einer Kombination von Herzpunktion und einer Überdosis von inhaliertem Isofluran euthanasiert. </li><li> Legen Sie Mäuse, die für längere Überlebenszeit Punkte in einem Wiederherstellungskorb auf einem wasserzirkulierenden Heizkissen sind. Ständig die Mäuse während der Genesung überwachen und nicht unbeaufsichtigt lassen, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt haben, um die Sternal Recumbency zu erhalten. Bringe die Maus mit anderen Mäusen in den Käfig zurück, sobald sie sich von der Anästhesie erholt hat. </li><li> Die postoperative Analgesie mit 0,1 mg / kg Buprenex über die subkutane Injektion nach der Anästhesie und alle 12 Stunden nach der Zeit des Opfers verabreichen. </li><li> Erlaube Mäusen freien Zugang zu Nahrung und Wasser, nachdem sie zu ihr zurückgebracht werdenNormale Käfige postoperativ. </li><li> Zum Zeitpunkt des Opfers für Überlebensmäuse wird die Anästhesie mit inhaliertem Isofluran erreicht. Einmal unter Anästhesie Blut wird über eine rechte Herz Herzpunktion gesammelt, Blutverlust wird wie oben beschrieben aufgezeichnet und schließlich Euthanasie ist mit einer Überdosierung von Isofluran versichert. </li></ol></li></ol>

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	<li>Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+understanding+of+trauma-induced+coagulopathy.">Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy.</a> Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).</li><li>Kutcher, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+paradigm+shift+in+trauma+resuscitation:+evaluation+of+evolving+massive+transfusion+practices.">A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices.</a> JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).</li><li>Tsukamoto, T., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Trauma+Research.">Animal Models for Trauma Research.</a> Shock. 31 (1), 3-10 (2009).</li><li>Darwiche, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pseudofracture:+an+acute+peripheral+tissue+trauma+model.">Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model.</a> J Vis Exp. (50), (2011).</li><li>Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock+and+Hemorrhage:+an+Overview+of+Animal+Models.">Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models.</a> Shock. 24, 33-39 (2005).</li><li>Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixed+volume+or+fixed+pressure:+a+murine+model+of+hemorrhagic+shock.">Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock.</a> J Vis Exp. (52), (2011).</li><li>Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+injury+as+a+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock:+resuscitation+with+different+hypertonic+regimens.">Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens.</a> J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).</li><li>Komachi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesive+and+Robust+Multilayered+Poly(lactic+acid)+Nanosheets+for+Hemostatic+Dressing+in+Liver+Injury+Model.">Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model.</a> J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).</li><li>Orfanos, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+antioxidants+on+a+porcine+model+of+liver+hemorrhage.">The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage.</a> J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).</li><li>Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+4+different+rat+models+of+uncontrolled+hemorrhage.">Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage.</a> JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).</li><li>Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+topical+bovine-derived+thrombin+solution+as+a+hemostatic+agent+in+a+rodent+model+of+hepatic+injury.">Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury.</a> Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).</li><li>Sheppard, F. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Nonhuman+Primate+(Rhesus+Macaque)+Model+of+Uncontrolled+Traumatic+Liver+Hemorrhage.">Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage.</a> Shock. 44, 114-122 (2015).</li><li>Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+murine+model+of+blunt+hepatic+trauma.">Development of a murine model of blunt hepatic trauma.</a> Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).</li><li>Vogel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-derived+HMGB1+is+a+critical+mediator+of+thrombosis.">Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis.</a> J Clin Invest. 125 (12), (2015).</li><li>Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+hemostatic+capabilities+of+a+functionally+integrated+platelet-mimetic+liposomal+nanoconstruct.">In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct.</a> Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben keine finanziellen Interessen zu erklären.

Das hier beschriebene murine Lebervernichtungsmodell stellt ein zuverlässiges, konsistentes Modell der unkontrollierten Blutung dar. Dieses Modell ist einfach zu erledigen, aber es gibt wichtige Schritte, die akribische Betrachtung erfordern. Der technisch anspruchsvollste Teil des Modells ist die Kanülierung der Oberschenkelgefäße für die hämodynamische Überwachung und die Flüssigkeits- / Arzneimittelverabreichung. Bei der Sezierung des Nervs und der Arteriotomie / Venotomie ist Vorsicht geboten. Es ist wichtig...

Trauma ist die führende Todesursache und Behinderung bei Jugendlichen weltweit. 1 Unkontrollierte Blutung bleibt eine führende Ursache der Mortalität bei schwer verletzten Trauma-Patienten. 2 Management des hämorrhagierenden Trauma-Patienten ist zweifach: Kontrolle der chirurgischen Blutungen und Reanimation und Ersatz von Blut verloren. Tiermodelle des hämorrhagischen Schocks sind der Grundstein für die Traumaforschung und können bei der Bewertung der Pathophysiologie und Behandlung des traumatischen / hämorrhagischen Schocks eingesetzt werden. 3 , 4 Schock in Tiermodellen kann breit durch zwei Methoden erreicht werden: kontrollierte Blutung und unkontrollierte Blutung. 5 , 6 Kontrollierte Hämorrhagie wird durch Entfernung eines festen Blutvolumens oder durch Blutentfernung durchgeführt, um einen bestimmten Blutdruck zu erreichen (Festdruck). WährendSe-Modelle sind nützlich bei der Bewertung in den Mechanismen und Immun-Veränderungen bei hämorrhagischen Schock, sie sind nicht anwendbar auf die Prüfung von hämostatischen Mitteln und nicht imitieren das klinische Szenario der Blutung nach Trauma. In diesem Ausmaß haben wir versucht, ein Modell der unkontrollierten Blutung zu entwickeln, das es uns erlauben würde, hämostatische Veränderungen und Prokoagulierungsmittel in einem Mausmodell zu testen. Die Leber ist eine attraktive Option für unkontrollierte Blutung, zum Teil wegen der doppelten Blutversorgung der Leber und es ist eine der am häufigsten verletzten intrabdominalen Organe sowohl bei stumpfem und durchdringendem Trauma. Angesichts der hohen klinischen Relevanz wurde die Leber als Modell der unkontrollierten Blutung verwendet, am häufigsten bei Ratten- und Schweinemodellen, aber vor kurzem auch bei Primaten. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </suP&gt; Murine Modelle haben auch Leberverletzungen, wie ein Crush-Modell oder stumpfes Trauma; Allerdings führen diese Modelle nicht zu hämorrhagischen Schock sekundär zur Leberverletzung. 13 , 14 Die Ratten- und Schweinemodelle der unkontrollierten Leberblutung, während sie bei der Betrachtung der Wiederbelebungspraktiken und der hämodynamischen Überwachung wertvoll sind, sind weniger vorteilhaft als ein Mausmodell aus verschiedenen Gründen wie Kosten, Anzahl der verwendeten Tiere und vor allem die relativen Mangel an transgenen Linien, die für die Analyse zur Verfügung stehen Spezifische zelluläre und molekulare Signalisierung. Das vorliegende murine Modell teilt wichtige Ähnlichkeiten mit bestehenden Leberblutungsmodellen, einschließlich standardisierter Leberverzerrung, Blutverlustquantifizierung, hämodynamisches Monitoring und die Fähigkeit, die Überlebensanalyse durchzuführen. Viele vorhandene Modelle enthalten nur einige dieser Aspekte, während unser Modell entwickelt wurde, um viele der physiologischen Varia zu messenBles gleichzeitig und bei mehreren Mäusen. Ebenso öffnet die Entwicklung eines murinen Modells die Tür zu Untersuchungen über die Wiederbelebung hinaus und in größere pathophysiologische Mechanismen bei unkontrollierter Blutung mit dem Potenzial eines kostengünstigen Hochdurchsatzmodells mit fortgeschrittenen molekularen Techniken.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>SS/45 dumonts</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11203-25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14068-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostats</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13009-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.8mm curved forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11009-13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture reel 6-0</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18020-60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture 4-0 silk w/ needle</td>
			<td>Owens Minor</td>
			<td>K188H</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze 4x4</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cotton-tip applicator</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G needle</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23G needle</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10cc syringe</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50cc conical tube</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1cc syringe w/ 25G needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-826-88</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-170-12P</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-170-12B</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-way stopcock</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9779127</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical blue pad</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-7105</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Field dressings</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9517505</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tape rolls 1&#34;</td>
			<td>Corporate Express</td>
			<td>MMM26001</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight side wide mouth jars</td>
			<td>VWR</td>
			<td>159000-058</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stainless steel tray 8&#34; x 11&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62687-049</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>male-male leur lock 3-way</td>
			<td>VWR</td>
			<td>20068-909</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterilization pouch 3&#34;x8&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24008</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterilization pouch 5&#34;x10&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>absorption triangles</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18105-03</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clip applier</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E0522687</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 7mm wound clips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E0522687</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>betadine (4oz)</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile gloves</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eppendorfs&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/2cc Lo-Dose insulin syringe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-826-79</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small weigh boat</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lactated ringers</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hepranized saline solution (.1&#181; hep + 9.9&#181;NaCl)</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffered saline&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pentobarbital&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digi-Med BPA-400 analyzer &#38; systems integrator</td>
			<td>Micro-Med</td>
			<td>SYS-400</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&#160;</td>
			<td>Micro-Med</td>
			<td>TXD-300</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microbead instrument sterilizer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>11156-002</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10749-020</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>circulating heating pad 18x26</td>
			<td>Harvard</td>
			<td>py872-5272</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rectal thermometer</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>RET-3</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

Unkontrollierte Blutung ist eine wichtige Ursache für vermeidbare Todesfälle bei Trauma-Patienten. Wir haben ein murines Modell der unkontrollierten Blutung durch eine Leberverzerrung entwickelt, die zu gleichbleibendem Blutverlust, hämodynamischen Veränderungen und Überleben führt. Mäuse unterziehen sich einer standardisierten Resektion des linken Mittellappens der Leber. Sie dürfen ohne mechanische Eingriffe bluten. Hämostatische Mittel können als Vorbehandlung oder Rettungstherapie je nach Interesse des Ermittlers verabreicht werden. Während der Zeit der Blutung wird eine Echtzeit-hämodynamische Überwachung über eine linke Oberschenkel-Arterienlinie durchgeführt. Mäuse werden dann geopfert, Blutverlust wird quantifiziert, Blut wird zur weiteren Analyse gesammelt und Organe werden zur Analyse der Verletzung geerntet. Experimentelles Design wird beschrieben, um das gleichzeitige Testen mehrerer Tiere zu ermöglichen. Leberblutung als Modell der unkontrollierten Hämorrhagie existiert iN der Literatur, vor allem in Ratten- und Schweinemodellen. Einige dieser Modelle nutzen hämodynamische Überwachung oder quantifizieren Blutverlust, aber es fehlt an Konsistenz. Das vorliegende Modell beinhaltet die Quantifizierung des Blutverlusts, die Echtzeit-hämodynamische Überwachung in einem murinen Modell, das den Vorteil bietet, transgene Linien und einen Hochdurchsatzmechanismus zu verwenden, um die pathophysiologischen Mechanismen bei unkontrollierter Blutung weiter zu untersuchen.

Das Leber-Lacerationsmodell führt zu einem reproduzierbaren und konsistenten Blutverlust bei Mäusen. Abbildung 1A zeigt das gleichbleibende Gewicht der zerrissenen Leber, die mit einer Standardabweichung von nur 0,02 g erhalten werden kann. Diese Konsistenz im zerrissenen Lebergewicht ermöglicht die Fähigkeit, das Modell zwischen Mäusen und in verschiedenen experimentellen Aufbauten wie verschiedenen resuscitativen Protokollen zu reproduzieren. Ebenso liefert das re...

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Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Unkontrollierte Blutung, eine wichtige Ursache der Mortalität bei Trauma-Patienten, kann mit einer Standard-Leber-Laceration in einem Maus-Modell modelliert werden. Dieses Modell führt zu gleichbleibendem Blutverlust, Überleben und ermöglicht die Prüfung von hämostatischen Mitteln. Dieser Artikel bietet den Schritt-für-Schritt-Prozess, um dieses wertvolle Modell durchzuführen.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

uncontrolled-hemorrhagic-shock-modeled-via-liver-laceration-mice-with

Research

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Medicine

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Serie: Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

Fixed Volume oder Feste Druck: einem Mausmodell des hämorrhagischen Schocks

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

Forschung

Medizin

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlled Cervical Laceration Verletzungen in Mäuse

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Real-time Cytotoxicity Assays in Human Whole Blood

A live cell-based whole blood cytotoxicity assay (WCA) that allows access to temporal information of the overall cell cytotoxicity is developed with high-throughput cell positioning technology. The targeted tumor cell populations are first preprogrammed to immobilization into an array format, and labeled with green fluorescent cytosolic dyes. Following the cell array formation, antibody drugs are added in combination with human whole blood. Propidium iodide (PI) is then added to assess cell death. The cell array is analyzed with an automatic imaging system. While cytosolic dye labels the targeted tumor cell populations, PI labels the dead tumor cell populations. Thus, the percentage of target cancer cell killing can be quantified by calculating the number of surviving targeted cells to the number of dead targeted cells. With this method, researchers are able to access time-dependent and dose-dependent cell cytotoxicity information. Remarkably, no hazardous radiochemicals are used. The WCA presented here has been tested with lymphoma, leukemia, and solid tumor cell lines. Therefore, WCA allows researchers to assess drug efficacy in a highly relevant ex&#160;vivo condition.

The whole blood cytotoxicity assay (WCA) is a cytotoxicity assay developed by incorporating high-throughput cell positioning technology with fluorescence microscopy and automated image processing. Here, we describe how lymphoma cells treated with an anti-CD20 antibody can be analyzed real-time in human whole blood to provide quantitative cellular cytotoxicity analysis.

Echtzeit-Zytotoxizitätsassays in menschlichem Vollblut

A live cell-based whole blood cytotoxicity assay (WCA) that allows access to temporal information of the overall cell cytotoxicity is developed with ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Echtzeit-Druck-Volumen-Analyse eines akuten Myokardinfarkts bei Mäusen

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Komplette und partielle Aorten Okklusion für die Behandlung von hämorrhagischen Schock bei Schweinen

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

Messung des Lebervenendruckgradienten und der transjugularen Leberbiopsie

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Standardisierte hämorrhagische Schockinduktion geführt durch Zerebrale Oximetrie und erweiterte hämodynamische Überwachung bei Schweinen

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Real-Time Monitoring of Neurocritical Patients with Diffuse Optical Spectroscopies

Neurophysiological monitoring is an important goal in the treatment of neurocritical patients, as it may prevent secondary damage and directly impact morbidity and mortality rates. However, there is currently a lack of suitable non-invasive, real-time technologies for continuous monitoring of cerebral physiology at the bedside. Diffuse optical techniques have been proposed as a potential tool for bedside measurements of cerebral blood flow and cerebral oxygenation in case of neurocritical patients. Diffuse optical spectroscopies have been previously explored to monitor patients in several clinical scenarios ranging from neonatal monitoring to cerebrovascular interventions in adults. However, the feasibility of the technique to aid clinicians by providing real-time information at the bedside remains largely unaddressed. Here, we report the translation of a diffuse optical system for continuous real-time monitoring of cerebral blood flow, cerebral oxygenation, and cerebral oxygen metabolism during intensive care. The real-time feature of the instrument could enable treatment strategies based on patient-specific cerebral physiology rather than relying on surrogate metrics, such as arterial blood pressure. By providing real-time information on the cerebral circulation at different time scales with relatively cheap and portable instrumentation, this approach may be especially useful in low-budget hospitals, in remote areas and for&#160;monitoring in open fields (e.g., defense and sports).

Presented here is a protocol for non-invasively monitoring cerebral hemodynamics of neurocritical patients in real-time and at the bedside using diffuse optics. Specifically, the proposed protocol uses a hybrid diffuse optical systems to detect and display real-time information on cerebral oxygenation, cerebral blood flow and cerebral metabolism.

Echtzeit-Monitoring neurokritischer Patienten mit diffuser optischer Spektroskopie

Neurophysiological monitoring is an important goal in the treatment of neurocritical patients, as it may prevent secondary damage and directly impact ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...