The Authors acknowledge the economic support by FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), &#8220;Neurogel-en-Marche&#8221; Foundation (France), Fondazione &#8220;La Colonna&#8221;.

HINWEIS: Alle Verfahren wurden vom Prüfungsausschuss der Universität Mailand genehmigt und erfüllt die italienischen Richtlinien für Versuchstiere in Übereinstimmung mit den Europäischen Gemeinschaften Richtlinie vom November 1986 (86/609 / EWG). 1. Vorbereitung der Zellen für die Transplantation HINWEIS: Verwenden Sie neuralen Stammzellen zwischen dem 5. und dem 9. Passage in Kultur für diese Experimente; bevor sie zur Transplantation bezeichnet die Kulturen für die Proliferation und Differenzierung Fähigkeit zu testen. Bestimmen das Ausmaß der Differenzierung durch Immunzytochemie 12. <ol><li> Die Zellen in einer Konzentration von 1 x 10 6 Zellen / 150 &amp; mgr; l (Transplantation 1 x 10 6 Zellen pro Maus). Vorbereiten mindestens 1,2 x 10 6 Zellen pro Maus, weil ein Überschuß von Zellen ist für Spritzenladezwecke erforderlich. </li><li> In einem 10 ml konischen Röhrchen waschen Zellen 3 mal mit neuralen Stammzellenmedium 13. In jedemWaschschritt Präzipitat Zellen durch Zentrifugation (500 × g für 5 min, RT). </li><li> Zählen Sie die Zellen vor der letzten Spin. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zellen (500 xg für 5 min) und dann den Überstand aspirieren, darauf achten, daß alle Zellen zu entfernen, aber verlassen nicht mehr als 25 &amp; mgr; l des Überstands. </li><li> Bereiten Sie eine 2x Zellsuspension durch Zugabe von 1 ml Diluent C zu dem Zellpellet resuspendieren mit sanften Pipettieren. </li><li> Unmittelbar vor dem Färben, bereiten eine 2x Farbstofflösung (4 x 10-6 M) in Diluent C durch Zugabe von 4 ul der PKH26 Ethanol Farbstofflösung zu 1 ml Diluent C in einem Rohr und gut mischen, um zu dispergieren. </li><li> Schnell die 1 ml 2x Zellsuspension zu 1 ml 2x Farbstofflösung hinzufügen und sofort mischen die Probe durch Pipettieren (Endzelldichte werden 1,2 × 10 7 Zellen / ml und 2 x 10 - 6 M PKH26). </li><li> Inkubieren der Zell / Farbstoffsuspension für 1-5 min. </li><li> Stoppen Sie die Färbung durch Zugabe eines gleichen Volumens (2ml) von 1% BSA-Lösung in HBSS und Inkubation für 1 min. </li><li> Centrifuge Zellen (500 g für 10 min) und entfernen Sie vorsichtig den Überstand. </li><li> Resuspendieren Zellpellet in 10 ml HBSS und Zentrifuge (500 × g für 5 min). </li><li> Wasche das Zellpellet 2 weitere Male mit 10 ml Komplettmedium zur Entfernung von ungebundenem Farbstoff zu gewährleisten. </li><li> Zellpellet in 10 ml Vollmedium für die Beurteilung der Erholung der Zellen, Zelllebensfähigkeit und der Fluoreszenzintensität. Wenn Zellen für eine Transplantation benötigt, waschen und resuspendieren sie in einer sterilen physiologischen Lösung mit einer Konzentration von 3,3 x 10 5 Zellen / 50 ul. </li></ol> 2. Vorbereitung für die Chirurgie <ol><li> Reinigen und desinfizieren Chirurgiegeräte. </li><li> Bereiten Sie den OP-Bereich durch Abwischen mit einem aseptischen Mittel. Richten Sie die IH Impactor Gerät. </li><li> Bereiten Sie die Anästhesiegeräte: Die Aktiv-Gas-Reiniger mit VetScav Filterwägen Gerät, kontinuierlichen Fluss Induktionskammer, Sauerstoff Genetor, Low Flow O 2 Meter für Mäuse. Reinigen Sie die Induktionskammer und die Maske während der Operation eingesetzt. </li><li> Anesthetize Tiere mit 2,5% (v / v) Isofluran in Sauerstoff (1 l / min), und warten Sie 5 Minuten, nachdem der Strominduktion für das Medikament wirksam werden. Überprüfen Sie, ob die Whisker Zucken oder wenn es langsam hinteren Gliedmaßen Rücktritt als Reaktion auf das Einklemmen des Fußballen. Während der Operation reduzieren Isoflurankonzentration bis 2,0% (v / v) Isofluran in Sauerstoff (1 l / min). </li></ol> 3. Herstellung der Mäuse für Chirurgie und Transplantation <ol><li> Halten Sie den männlichen Erwachsenen CD1-Mäusen (25-30 g) für mindestens 3 Tage vor den Experimenten in Standardbedingungen (22 ± 2 ° C, 65% Luftfeuchtigkeit und Kunstlicht zwischen 8.00 bis 08.00 Uhr). HINWEIS: Das gesamte Verfahren von der Vorbereitung bis zur chirurgischen Naht wird etwa 40 Minuten dauern. <ol><li> Um das Tier zu identifizieren, markieren Sie den Schwanz durch wasserfeste Farbtinte. </li></ol></li><li> Verwenden Sie einen elektric Klipper, den Rückenhaar der Maus aus dem Hals zu schneiden, etwa bei T2 Ebene, um den Lendenbereich. </li><li> Sterilisieren Sie die vorbereitete Fläche mit einer Jodid-Lösung und Ethanol (70% in sterilem Wasser). </li><li> Behandlung des Tieres mit einer subkutane (sc) Injektion von 200 &amp; mgr; l Gentamycin (1 mg / ml in steriler Kochsalzlösung). </li><li> Bewerben Augen Schmiermittel auf beide Tieraugen, um ein Austrocknen zu verhindern und zu injizieren Buprenorphin (subkutan 0,03 mg / kg), um Schmerzen zu lindern. </li></ol> 4. Laminektomie <ol><li> Platzieren Sie die Maus auf einer Folie wärmer, das Problem der Unterkühlung während der Operation zu vermeiden. Positionieren Sie das Tier mit der Rückenseite nach oben. </li><li> Machen Sie einen vertikalen Schnitt mit dem Skalpell in der Region von Interesse, von T7 bis T12. </li><li> Halten Sie die Haut und oberflächliche Fettpolster unter Verwendung von Standardzange (in der Regel in den Raum zwischen dem 5. und 6. Brustrücken Prozesse gefunden). </li><li> Zählen Sie die Verfahren unter dem Behälter als T6dann T7 bewegen. </li><li> Setzen Sie ein wenig Einfluss unter der ventralen Seite der Maus, um die Krümmung der Wirbelsäule zu erhöhen. Immobilisieren, das Rückenmark durch die Blockierung mit den Graefe Pinzette. </li><li> Schneiden Sie die paravertebralen Muskeln bilateral von T7 und T10 Wirbelebene erfolgen, indem das Skalpell, bis der dorsalen Oberfläche der Lamelle in Kontakt mit dem Skalpell Spitze. </li><li> Verwenden Sie das Skalpell abhaken die Kreuzung von T7 bis T10. Stoppen Sie in den Raum zwischen T8 und T9 stacheligen Vorsprünge. Schneiden Sie das Gewebe zwischen T8-T9 und T9-T10 mit den Mikro Schere. <ol><li> Verwenden Sie die Rongeur die T9-Prozess zu entfernen. Setzen Sie die Kreuzung durch vorsichtiges Abschaben des Muskelschicht mit den Mikro Schere. Fortfahren, bis Knochen freigelegt wird. </li></ol></li><li> Verwenden Sie die Pinzette, um Muskeln aus der Lamina zu entfernen, und öffnen Sie einen kleinen Raum zwischen den Wirbeln. Sanft legen Sie die Mikro Schere unter der Knochen, schneiden Sie die Lamelle auf beiden Seiten, und dieser Teil mit einer Pinzette entfernen. </li><li> Entfernen Sie die Lamellen mit dem forceps um das Kabel freizulegen. Achten Sie darauf, dass keine freien oder gezackte Knochensplitter hinter sich lassen; entfernen Sie sie mit dem Rongeur. </li><li> Verwenden Sie die kleine Spitze Pinzette, um die Knochenhaut sowie alle Knochenfragmente oder Muskeln, die in der Nähe der Schnittführung sein kann, zu entfernen. </li><li> Entfernen Sie die obere Hälfte des T9 dorsalen Verfahren und fahren Sie mit dem IH Impactor Geräteprotokoll. </li></ol> 5. IH Impactor Device Protocol (Prellung) <ol><li> Platzieren Sie die Maus in die Mitte des Stabilisierungsplattform des IH Impactor Gerät. </li><li> Blockieren Sie das Tier mit den beiden Zahnzange mit der Stabilisierungsplattform durch zwei gemeinsame Positionierung Armen (linker Arm für die Brustwirbel, den rechten Arm für Halswirbel). </li><li> Verwenden Sie die rostral Arm, um die Seitenkante des rostralen Wirbelkörper (T8) zu erfassen. </li><li> Bearbeiten Sie die Schwanz Arm in der gleichen Weise, um den Wirbelkörper T10 erfassen. </li><li> Legen Sie die Stabilisierungsplattform im Gerät und senken Sie die Spitze (Durchmesser 0,75mm) so nahe wie möglich am Kabel, ohne es zu berühren. </li><li> Heben Sie die Spitze drei Umdrehungen vor dem Start der Auswirkungen. </li><li> Führen Sie die Quetschung mit dem Impaktor gesetzt, um eine Kraft von 60 kdyn auf 100 mm / s zu liefern. </li></ol> 6. Nahtmaterial und Post-Pflege <ol><li> Nähen Sie den Schnitt mit einem 4/0 resorbierbaren Faden. Decken Sie die freiliegende Rückenmark an der Stelle entfernt Lamina; Naht der Gewebe an den Enden des Schnittes mittels einer kleinen Nadel. Legen Sie die beiden Stiche unmittelbar über und unter der Website des Rückenmarks Exposition. </li><li> Schließen Sie die Haut mit zwei oder drei Reflex Clips ohne Abklemmen der darunter liegenden Muskeln. </li><li> Hydrat der Maus nach der Operation mit 2 ml Kochsalzlösung subkutan in den unteren Rücken gespritzt. </li><li> Platzieren Sie die Maus wieder in einem vorgewärmten Käfig zu Unterkühlung während der chirurgischen Wiederherstellung zu vermeiden. Platz Käfigen auf Heizkissen. </li><li> Überwachen Sie die Mäuse während der akuten Phase nach der Verletzung, indem Sie dieGröße der Blase, das Nahtmaterial und das Tiergewicht zweimal täglich. Drücken Sie vorsichtig Blase (zweimal täglich über 7 Tage), um Harnwege-Infektionen ist (Urin könnten trübe, blutig oder keine Niederschläge enthalten ist) zu vermeiden. </li><li> Saures Mäusen einmal am Tag mit einer Kochsalzlösung-Injektion (2 ml für zwei Tage nach der Operation subkutane Injektion) und Antibiotika (Gentamycin 0,2 ml; sc Injektion) für fünf Tage nach der Verletzung. </li><li> Gönnen Mäuse für die postoperative Analgesie mit Buprenorphin (0,1 mg / kg; zweimal täglich) für 3 Tage nach der Verletzung. </li></ol> 7. Schwanzveneninjektion von Zellen HINWEIS: In der folgenden Stufe das Verfahren zum Injizieren der Zellen in die Schwanzvene demonstriert. Zellen könnten auch mit einer intraspinalen Transplantation unter Verwendung eines stereotaktischen Rahmen 15-16 verabreicht werden oder in die Cisterna magna 17. Es ist wichtig zu beachten, dass auch andere Zelltypen konnte mit dieser Methode transplantiert werden, wie beispielsweise mesenchymale Stromazellen(ZB Knochenmark mesenchymale Stammzellen aus Fettgewebe abgeleitete Stammzellen, Amnionzellen). Weiterhin können auch andere Behandlungsmöglichkeiten wie Nanopartikel über die Schwanzvene nach der Verletzung des Rückenmarks eingespritzt werden. <ol><li> Verwenden 70% Ethanol und PBS, um die Nadel vor Gebrauch zu reinigen. Behandeln Sie die Nadel und Spritze nur mit sterilen Handschuhen. </li><li> Die Zellen in dem Testrohr und der Last 75 ul Zellen in einer 0,3 ml Spritze (29 G Nadel und 0,33 cc Spritze). </li><li> Darauf achten, dass keine Luftblasen in der Zellsuspension vorhanden sind. Die Spritze in eine horizontale Position, um die Zell Sedimentation zu vermeiden. </li><li> Platzieren Sie die Maus unter der Wärmelampe, die Schwanzvenen erweitern. </li><li> Besorgen Sie sich die Maus und ziehen Sie es vorsichtig in die Maus Rainer, um die laterale Schwanzvene als schmale blaue Linie sichtbar zu machen. </li><li> Reinigen Sie den Schwanz mit einem Alkoholtupfer. Nachdem die Vene sichtbar, greifen die Schwanzvene zwischen dem Mittelfinger und Daumen der linken Hand. </li><li> Bringen die Nadel an der Oberfläche in einem Winkel von 15 ° vom Horizont und sicherzustellen, dass die Abschrägung auf. </li><li> Injizieren 50 ul Zellen bei einer Rate von 0,33 l / s an. Nach der Injektion verzögern das Zurückziehen der Nadel um 10 Sek. Kanüle zurückziehen langsam und achten Sie auf den möglichen Austritt von Zellsuspension. </li><li> Reinigen Sie die Spritze wie in Schritt 7.1 von Lasten. </li></ol> 8. Verhaltenstests und Hind Gliedmaßen Funktion <ol><li> Platzieren Sie die Maus auf dem freien Feld. </li><li> Bewerten Bewegungsfunktion und hinteren Gliedmaßen Erholung nach Prellung mit der offenen Feldtest nach dem Basso Maus Skala (BMS) 18. HINWEIS: Neurologische Funktion muss in regelmäßigen Abständen, ab dem 3. Tag nach der Verletzung von 4 Wochen 18 ausgewertet werden. </li></ol> 9. Perfusion <ol><li> Am Ende des Versuchszeitraums, zu betäuben Tieren durch intraperitoneale Injektion von Natriumpentobarbital (65 mg / kg). Verwenden Zeh drückt auf evaluate die Anästhesie-Ebene und erst dann anlaufen, Maus reagiert nicht auf die Schmerzreize. </li><li> Zurückhalten, das Tier in Rückenlage auf einer Chirurgie-Ebene. </li><li> Durch die Hülle und Bauchwand direkt unter dem Brustkorb zu schneiden. Trenne die Membran aus der Leber. </li><li> Verwenden Sie die Schere, um die Membran geschnitten, um die Brusthöhle aus. </li><li> Schneiden Sie die Seiten des Brustkorbs, bis die Schlüsselbeine. </li><li> Verwenden Sie die Hämostatika, die Schwertfortsatz Knorpel klemmen und legen Sie die Gefäßklemme über den Kopf. </li><li> Halten Sie das untere Drittel des Herzens auf einem transversalen Ebene mit der Zange. Führen Sie die Nadel in die linke Herzkammer. </li><li> Verwenden Sie eine Gefäßklemme, um das Herz zu klemmen. Dies sichert die Nadel und verhindert Leckagen. </li><li> Verwenden Sie die Schere, um den rechten Vorhof geschnitten. </li><li> Lassen Sie die PBS durch den Tierpumpe (18 ml / min). Pflegen Sie diesen Druck während der Pufferinfusionsdauer (3-4 min; entspricht ca. 70 ml PBS). Fortfahren, bis das Herz ist rein.</li><li> Schalten Sie den Wasserhahn, um die Fixierungsmittel (4% Paraformaldehyd in destilliertem Wasser, 4% PFA) durch die Pumpe zu ermöglichen. Den 4% PFA durch die Tier für ca. 8-10 min (300 ml) zu pumpen. Erhöhe graduell den Druck bis maximal 30 ml / min zu erreichen. Eine gehärtete Leber ist der beste Beweis für eine erfolgreiche Perfusion. </li></ol> 10. Gewebe Erhebung und Verarbeitung, Histologie und Iimmunohistochemistry <ol><li> Sezieren Rückenmark von T5 bis L1. Dann nach der Fixierung des Gewebes in 6 ml in 4% PFA (O / N bei 4 ° C). </li><li> Setzen des gleichen Gewebes in einer Lösung mit 30% Saccharose 72 Stunden bei 4 ° C, um cryo schützen und die Bildung von Kristallen während des Einfrierens zu verhindern. </li><li> Schnell frieren Sie das Kabel mit Trockeneis und bewahren Sie sie bei -80 ° C. </li><li> Abschnitt mittels eines Kryostaten mit 15 um Dicke und sammeln Schnitte auf Glasobjektträger und weiterhin für Immunzytochemie. </li><li> Mit 200 ul PBS für je s Spülen AbschnitteLide (3mal; jeweils 5 min, RT). </li><li> Permeabilisieren jede Folie mit 200 ul 10% NGS und 0,2% Triton X-100 in PBS für 1 h bei RT. </li><li> Spülen Abschnitte mit 200 ul PBS für jede Folie (3 mal, jeweils 5 min, RT). </li><li> Blockieren nichtspezifischer Stellen mit 200 ul Blockierungslösung für Schlitten (5% NGS, 0,1% Triton X-100 in PBS) für 30 min (RT). </li><li> Inkubieren Sie jede Folie mit 200 ul primären Antikörpern O / N bei 4 ° C (verdünnte Antikörper in 5% NGS; 0,1% Triton X-100 in PBS). </li><li> Auswaschbereiche mit 200 ul PBS für jede Folie (3mal; jeweils 5 min; RT). </li><li> Inkubieren mit einem geeigneten sekundären Antikörper für 2 Stunden bei RT. </li><li> Auswaschbereiche mit 200 ul PBS für jede Folie (3mal; jeweils 5 min; RT). </li><li> Stain Kerne mit 200 ul 4 &#39;, 6-diamidin-2-phenilindole (DAPI) (1 ug / ml Endkonzentration, 10 min bei RT). </li><li> Montieren Sie mit der FluorSave Reagenz und durch konfokale Mikroskopie analysiert. HINWEIS:Steuerbestimmungen, primären Antikörpern muss weggelassen und mit äquivalenten Konzentrationen von nicht verwandten IgG derselben Unterklasse ersetzt werden. Mikrotubuli-assoziierten Protein 2 primären Antikörper verwendet. </li></ol>

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Die Autoren erklären, keinen Wettbewerb finanzielles Interesse.

In diesem Papier haben wir eine Methode, um ein reproduzierbares Modell der traumatischen Rückenmarksverletzungen erhalten, mit einem unendlichen Horizont Impactor bei einer Kraft von 70 Kdyne (schwere). Mit einer größeren Kraft Paradigma (80 Kdyne), können wir eine schwere Verletzung, die leider mit höheren Mäuse Mortalität führen. Um dieses Problem zu vermeiden, wählen wir im Allgemeinen eine moderate Kraft Paradigma (70 Kdyne), die auf eine wiederholbare Läsion mit einer allmählichen Erholung der Funktion ...

Eine Rückenmarksverletzung (SCI) ist die häufigste Verletzung durch energie Trauma wie Kraftfahrzeugen Unfälle, Stürze, Sport und Gewalt ein. In schweren SCI, die Verletzung Kraft zerstört oder beschädigt Nervengewebe, was zu plötzlichen Verlust neurologischer Funktionen. Traumatische SCI tritt häufig bei jungen Erwachsenen zwischen 10 und 40 Jahre alt. Es wirkt sich stark des Patienten psychische und physische Zustand und verursacht enorme wirtschaftliche Auswirkungen für die Gesellschaft 2. Die Behandlungsmethode der akuten Phase wird häufig ein Hoch Kortikosteroiddosis, chirurgischen Stabilisierung und Dekompression begrenzt, um möglicherweise weitere Schäden 3-4 dämpfen, aber die Rollen dieser Methoden auf die lokomotorische Erholung nach SCI noch umstritten. Neben akuten Gewebeverlust, traumatischen Verletzungen und zur Aktivierung von Sekundärmechanismen der Degeneration Ursache Demyelinisierung und Tod von mehreren Zelltypen 5-6. Der Grad der Wiederherstellung der Funktion könnenzehn in dem Umfang der verschont weißen Substanz an der Verletzungsstelle 7 korreliert. Tiermodelle der SCI kann sowohl verwendet werden, um die biologischen Reaktionen des Gewebes, um Verletzungen zu untersuchen und mögliche Therapien zu testen. Darüber hinaus hat ein nützliches Tiermodell eines menschlichen Pathologie nicht nur auf einige Aspekte dieser Bedingung zu reproduzieren, sondern auch zu Vorteilen gegenüber direkten klinischen Beobachtungen und Experimente bieten. Die am häufigsten verwendeten Modelle von Rückenmarksverletzungen beinhalten Prellung oder Kompression Verletzung der chirurgisch freigelegt Rückenmark 8 geliefert. Die Entwicklung eines kontrollierten Gewichts Drop Prellung Verletzungen sind ein wichtiger Meilenstein in der Geschichte von SCI Forschung. The Ohio State University Rückenmark Forschungszentrum hat die technologische Herausforderung, ein Gerät, das verwendet werden kann, um eine bestimmte Kompression des Rückenmarks mit Parametern Auswirkungen von einem Computer 9 gesteuert induzieren verfolgt. Dies wurde ursprünglich für den Einsatz with Ratten; später wurde modifiziert, um in Richtung Mäusen 10 anzuwenden. Die Vorteile dieser Art von Ansatz sind, dass die Biomechanik der Verletzung kann eingehender untersucht werden, und die Parameter der Verletzung kann in einer vollständigeren Art und Weise, um eine reproduzierbare Versuchsmodell erhalten definiert werden und ermöglicht damit eine genauere Bewertung der Wirkung von getestet Behandlungen auf die Funktionswiederherstellungsprozess. Viele Studien haben die Transplantation Wirkungen einer Vielzahl von Stammzellen in SCI Modelle 11 ausgewertet. Wir haben vor kurzem nach dem Tod der Maus Spender 12-13 isoliert adulten neuralen Stammzellen aus dem Teil ventrikuläre Zone (SVZ) mehrere Stunden. Dieses Verfahren stellt eine Population von neuralen Stammzellen, die so genannte Post-mortem-neuralen Vorläuferzellen (PM-NPCs), die vorteilhaft in einem regenerativen Medizin Ansatz zur Heilung von SCI zu sein scheinen. Wir werden in diesem Papier zeigen: i) das Protokoll für die Markierung von Zellen mit dem lebenswichtigen Tracer PKH26, ii) die surgchemischen Verfahrens auf trauma SCI durchzuführen, und iii) die intravenöse (iv) Verabreichung der markierten Zellen. Darüber hinaus wird in dieser Arbeit zeigen wir, dass transplantierte Zellen migrieren, um Querschnittlähmung Websites und differenzieren meist in Mikrotubuli-assoziierten Protein (MAP) 2-positiven Zellen. Ferner ist der die Differenzierung durch die Förderung eines stabilen Rückgewinnung der Hinterextremität Funktion begleitet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:223px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">PKH26GL-1KT&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">091M0973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Infinite horizon (IH) Impactor device&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Precision Systems and Instrumentation, LLC</td>
			<td style="width:119px;">Model 0400 Serial 0171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Gentamycin 10mg/ml</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECM0011B</td>
			<td>1mg/ml in sterile saline solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Isoflurane-Vet 250ml</td>
			<td style="width:115px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;">B142J12A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Blefarolin POM OFT 10g</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Slide Warmer</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">HB101-sm-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Scalpel, size 10</td>
			<td style="width:115px;">Lance Paragon</td>
			<td style="width:119px;">26920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small Graefe Forceps</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">11023-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Rongeur</td>
			<td style="width:115px;">Medicon Instruments</td>
			<td style="width:119px;">07 60 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Micro scissors</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">15000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Absorbable sutures (4/0)</td>
			<td style="width:115px;">Safil Quick</td>
			<td style="width:119px;">C0046203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hemostat</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">13014-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Reflex 7 wound clip applicator</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">7mm Reflex wound clips</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12032-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">NGS</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td>ECS0200D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Triton X 100</td>
			<td style="width:115px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:119px;">1086431000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Anti Microtubule Assocoated Protein&#160; (MAP) 2</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">AB5622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluorSave Reagent&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:119px;">345789</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Neural stem cells medium</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>DMEM-F12 medium (Euroclone) containing 2 mm l-glutamine (Euroclone), 0.6% glucose (Sigma-Aldrich), 9.6 gm/ml putrescine (Sigma-Aldrich), 6.3 ng/ml progesterone (Sigma-Aldrich), 5.2 ng/ml sodium selenite (Sigma-Aldrich), 0.025 mg/ml insulin (Sigma-Aldrich), 0.1 mg/ml transferrin (Sigma-Aldrich), and 2 &#956;g/ml heparin (sodium salt, grade II; Sigma-Aldrich), bFGF (human recombinant, 10 ng/mL; Life Technologies) and EGF (human recombinant, 20 ng/mL; Life Technologies)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">DMEM-F12</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ASM5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECB3000D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">glucose</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">putrescine</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P5780-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">progesterone</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6149-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Sodium-selenite</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">S9133-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">transferrin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T 5391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Insulin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I1882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Heparin sodium-salt</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H0200000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">bFGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG0024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">h-EGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG6045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Syringe 0.33cc 29G</td>
			<td style="width:115px;">Terumo</td>
			<td style="width:119px;">MYJECTOR&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">buprenorphine</td>
			<td style="width:115px;">Schering Plough SpA</td>
			<td style="width:119px;">TEMGESIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">eye gel</td>
			<td style="width:115px;">Bausch &#38; Lomb</td>
			<td style="width:119px;">LIPOSIC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural stem cell transplantation in experimental contusive model of spinal cord injury

Rückenmarksverletzung ist eine verheerende klinischen Zustand, gekennzeichnet durch einen Komplex von neurologischen Störungen. Tiermodelle von Rückenmarksverletzungen können beide verwendet werden, um die biologischen Reaktionen auf Verletzungen zu untersuchen und mögliche Therapien zu testen. Prellung oder Kompression Verletzungen des Rückenmarks chirurgisch frei geliefert sind die am häufigsten verwendeten Modelle der Pathologie. In diesem Bericht werden die experimentellen Prellung wird mit dem unendlichen Horizont (IH) Impactor Gerät, das die Schaffung eines reproduzierbaren Verletzungen Tiermodell durch Definition von spezifischen Verletzungen Parameter ermöglicht geführt. Stammzell-Transplantation wird häufig als eine potenziell nützliche Strategie für die Heilung dieser schwächenden Krankheit. Zahlreiche Studien haben die Wirkung von Transplantation einer Vielzahl von Stammzellen bewertet. Hier zeigen wir eine angepasste Methode zur Verletzung des Rückenmarks, gefolgt von Schwanzveneninjektion von Zellen in CD1-Mäusen. Kurz gesagt, bieten wir Verfahren für: i) Zellmarkierung with einer lebendigen Tracer, ii) pre-operative Betreuung von Mäusen, iii) Durchführung einer kontusive Verletzung des Rückenmarks, und iv) die intravenöse Verabreichung von post mortem neuralen Vorläuferzellen. Diese Prellung Modell kann genutzt werden, um die Wirksamkeit und Sicherheit der Stammzelltransplantation in der regenerativen Medizin Ansatz bewerten.

Die Gesamtzahl der transplantierten Zellen ist 1 x 10 6 Zellen wurde in drei aufeinanderfolgende Injektionen in die Schwanzvene unterteilt. Wir verabreichten 3,3 x 10 5 Zellen in 50 &amp; mgr; l Phosphatpufferlösung (PBS). Die erste Injektion wurde innerhalb von 30 Minuten nach der Verletzung der zweite 6 Stunden später wurde die letzten 18 Stunden nach der Verletzung durchgeführt werden, und. Die Wahl einer Frist von 18 Stunden nach der SCI für das Verabreichen PM-NPC wurde durch die optimale ...

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Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Verletzungen des Rückenmarks ist eine traumatische Erkrankung, die schwere Morbidität und hoher Sterblichkeit führt. In dieser Arbeit beschreiben wir im Detail eine Quetschung Modell der Verletzung des Rückenmarks in Mäusen, gefolgt von einer Transplantation von neuralen Stammzellen.

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Gequetscht Modell von Rückenmarksverletzungen

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.8K Aufrufe.  University of Milan.  Verletzungen des Rückenmarks ist eine traumatische Erkrankung, die schwere Morbidität und hoher Sterblichkeit führt. In dieser Arbeit beschreiben wir im Detail eine Quetschung Modell der Verletzung des Rückenmarks in Mäusen, gefolgt von einer Transplantation von neuralen Stammzellen. 

Serie: Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

Intraspinale Cell Transplantation für Targeting Cervical Vorderhorn in Amyotrophe Lateralsklerose und traumatische Rückenmarksverletzungen

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

Forschung

Medizin

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Akute und chronische taktile Sensorische Testung nach Verletzungen des Rückenmarks bei der Ratte

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Ein Modell von gequetscht Einseitige Cervical Spinal Cord Injury Mit dem Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and finding new sources for implantable cells are the focus of recent research4,5. Investigating the effectiveness of cell therapies is not an easy task and new tools are needed to investigate the mechanisms involved in the treatment process6. We designed an experimental protocol of ischemia/reperfusion in order to allow the observation of cellular connections and even subcellular mechanisms during ischemia/reperfusion injury and after stem cell transplantation and to evaluate the efficacy of cell therapy. H9c2 cardiomyoblast cells were placed onto cell culture plates7,8. Ischemia was simulated with 150 minutes in a glucose free medium with oxygen level below 0.5%. Then, normal media and oxygen levels were reintroduced to simulate reperfusion. After oxygen glucose deprivation, the damaged cells were treated with transplantation of labeled human bone marrow derived mesenchymal stem cells by adding them to the culture. Mesenchymal stem cells are preferred in clinical trials because they are easily accessible with minimal invasive surgery, easily expandable and autologous. After 24 hours of co-cultivation, cells were stained with calcein and ethidium-homodimer to differentiate between live and dead cells. This setup allowed us to investigate the intercellular connections using confocal fluorescent microscopy and to quantify the survival rate of postischemic cells by flow cytometry. Confocal microscopy showed the interactions of the two cell populations such as cell fusion and formation of intercellular nanotubes. Flow cytometry analysis revealed 3 clusters of damaged cells which can be plotted on a graph and analyzed statistically. These populations can be investigated separately and conclusions can be drawn on these data on the effectiveness of the simulated therapeutical approach.

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

We demonstrate how to set up an in vitro ischemia/reperfusion model and how to evaluate the effect of stem cell therapy on postischemic cardiac cells.

Stem Cell Transplantation in einem In-vitro- Simulierte Ischämie / Reperfusion-Modell

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Eine Prellung Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

A Novel Wirbelstabilisierungsverfahren zur Herstellung Gequetscht Rückenmarksverletzungen

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlled Cortical Impact-Modell für traumatische Hirnverletzung

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Ein Radio-Telemetrie-System zur Herz-Kreislauf-Funktion bei Ratten mit Rückenmarksdurchtrennung und embryonalen Neural Stem Cell Grafts überwachen

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

Synergetische Nutzung von neuralen Vorläuferzellen und Self-Montage Peptide in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrated Zange Modell Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...