This research is funded by an operating grant from the Canadian Institutes of Health Research (CIHR) to C.A. and D.A.J. The authors acknowledge the Canadian Foundation for Innovation and Princess Margaret Cancer Foundation for funding the STTARR research facility that enables the imaging and therapy research components of this work.

1. Liposomen-Herstellung <ol><li> Löse den Lipiden 1,2-Dipalmitoyl- sn-glycero-3-phosphocholin (DPPC), 1-Stearoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-Phosphatidylcholin (MSPC oder S-Lyso-PC) und N - (Carbonyl- Methoxypolyethylenglykol 2000) -1,2-Distearoyl- sn -glycero-3-phosphoethanolamin (mPEG 2000 -DSPE) in Chloroform. Beispielsweise für die Herstellung von 10 ml HTLC abzuwiegen 314,4 mg DPPC, 39,4 mg MSPC und 83,9 mg mPEG 2000 -DSPE in eine Braunglasampulle. Dann lösen sich die Lipide in 2 ml Chloroform und erwärmen das Fläschchen für 30 s in einer 60 ° C warmen Wasserbad. </li><li> Entfernen des Chloroforms am Rotationsverdampfer. Legen Sie die resultierende Lipidfilm unter Hochdruck-Vakuum-O / N. </li><li> 10 ml HTLC, Hydrat der Lipidfilm mit 5 ml 0,1 N Tris-Puffer (pH 7,4) für 1 Std. Zur gleichen Zeit, wiegen 162,4 mg 1,2-Dipalmitoyl--sn-glycero-3-Phosphoglycerin (DPPG) Lipid und 100 mg CDDP Pulver und Hydrat with 5 ml 0,1 N Tris-Puffer, enthaltend 30% Ethanol (pH 7,4) für 1 Stunde. </li><li> Für die Gd-HTLC Formulierung abzuwiegen die gleiche Menge an DPPG Lipid und 10 mg CDDP Pulver, dann Hydrat mit 2,5 ml Gd-HP-DO3A Lösung (279,3 mg / ml) plus 2,5 ml 0,1 N Tris-Puffer, enthaltend 30% Ethanol ( pH 7,4) für 1 Stunde. Während der Hydration sind die Mischungen in Braunglasfläschchen aufbewahrt und auf einer Heizplatte bei 70 ° C unter konstantem Rühren und Vortexen alle 10 Minuten gesetzt werden. </li><li> Kombinieren Sie die Lipidmischung und die Lipid-Wirkstoff-Mischung, wieder Hydrat für 1 Stunde. Vortex alle 15-20 min. </li><li> Montieren Sie die 10-ml-Extruder mit zwei Stapel von 200 nm Polycarbonatfilter. Verbinden den thermobarrel des Extruders zu einem zirkulierenden Wasserbad bei 70 ° C und eine Verbindung dem Extruder in einer komprimierten Stickstofftank. </li><li> Unmittelbar nach der Hydration, übertragen Sie die Mischung in den Extruder Kammer. Öffnen Sie den Stickstoffstrom (set Druck auf 200 psi), um die Liposomen durch die Membranen zu extrudieren. Sammeln Sie die Liposomes in ein 50 ml Röhrchen. Halten des Rohres in ein heißes Wasserbad (70 ° C) zu jeder Zeit während des Extrusionsprozesses. Wiederholen Sie diesen Vorgang 5 mal. </li><li> Demontieren Sie den Extruder und wechseln Sie in zwei Stapel von 100 nm Polycarbonatfilter. Montieren Sie den Extruder und setzen Sie den Druck auf 400 psi. Wiederholen Sie Schritt 5, mit der Ausnahme, extrudieren die Liposomen 10 mal. Die Probe wird aus dem endgültigen Extrusion in einen 15-ml-Tube. </li><li> Cool down der Liposomen auf RT und Zentrifuge bei 1.000 × g für 3 min, um unlösliche CDDP auszufällen. </li><li> Dialysieren der Liposomen O / N gegen 0,9% Salzlösung in Dialyseschläuchen mit einer 15.000 Molekulargewichtsgrenze (MWCO) unter sterilen Bedingungen. </li><li> Verdünnen Sie 10 ul der Liposomen in 990 &amp; mgr; l destilliertem Wasser. Verwenden Sie dynamische Lichtstreuung, um die Größenverteilung der HTLC und Gd-HTLC messen. Führen Sie 3 Messungen mit je 10 Läufe. </li><li> Verdünnen von 40 ul der Liposomen in 3.960 &amp; mgr; l destilliertes Wasser. Machen 5-6 Standardlösungen von Platin und Gadoliniumim Konzentrationsbereich von 0,1 bis 20 &amp; mgr; g / ml. Messung der Platin und Gadoliniumkonzentrationen mit induktiv gekoppelten Plasma-Atomemissionsspektrometer (ICP-AES) bei 3 verschiedenen Wellenlängen. Führen Sie 3 Messungen bei jeder Wellenlänge für durchschnittliches Ergebnis. </li><li> Bestimmen das Gel flüssigkristallinen Phasenübergangstemperatur (T m) der HTLC Liposomenformulierung unter Verwendung eines Differential-Scanning-Kalorimeter (DSC). Last 5-10 mg HTLC in eine DSC-Wanne und eine leere Pfanne als Referenz. Verwenden einer Scanrate von 5 ° C / min von 0 ° C Rampe bis die Temperatur auf 60 ° C. </li><li> Wickeln Sie die Liposomen in Alufolie, um Belichtung und bei 4 ° C zu vermeiden. </li></ol> 2. in vitro-Freisetzung von Liposomen <ol><li> Bereiten Spinsäulen. <ol><li> Inkubieren Sie 50 g Gelfiltration Perlen in 400 ml 0,9% Kochsalzlösung bei Raumtemperatur für 3-4 Stunden. Roll up ein Stück Glaswolle, nass mit 0,9% Salzlösung und legen Sie sie in die Spitze einer 1 ml Spritze. Drücken Sie die Glaswolle auf etwa 0,05 bis 0,1 ml der Spritze zu füllen. Verwenden Sie eine Glaspipette auf etwa 1 ml Gelfiltrationsmedien in die Spritze nach und nach hinzufügen. </li><li> Legen Sie die Spritze in einen 15-ml-Tube und zentrifugieren bei 1.000 × g für 3 min. Entfernen Sie die Spin-Säule und legen Sie sie in einen 15-ml-Tube. </li></ol></li><li> Probe 400 ul HTLC oder Gd-HTLC in 8 1-Dram-Glasfläschchen und Inkubieren in einem temperaturkontrollierten Wasserbad bei entweder 37 ° C oder 42 ° C. Nehmen Sie ein Fläschchen zu jedem Zeitpunkt (dh, 5, 15, 30 und 60 min) und sofort legen Sie es auf Eis. </li><li> 100 l 0,9% Kochsalzlösung in den vorbereiteten Spin-Säule, dann wurden 100 ul HTLC oder Gd-HTLC hinzuzufügen vor der Inkubation (Kontrolle) oder nach Inkubation im Wasserbad in die Spin-Säule. Zentrifuge bei 1000 × g für 3 min. Entfernen der Spritze aus der Röhre und verdünnt die Lösung in dem Rohr für ICP-AES-Analyse. </li></ol> 3. Die Implantation von subkutanen Xenotransplantat von GebärmutterhalskrebsTumor <ol><li> Alle tierexperimentellen Studien wurden nach Tiernutzung Protokolle von der Animal Care Committee der University Health Network (UHN) genehmigt durchgeführt. </li><li> Führen Sie alle tierexperimentellen Studien in einer Sicherheitswerkbank (BSC). Autoklaven alle chirurgische Instrumente vor jeder Operation. Nach jeder Operation, wischen Sie die chirurgische Werkzeuge mit 70% Ethanol und sterilisieren wieder unter Verwendung eines heißen Perle Sterilisator. </li><li> Um Sterbehilfe, legen Sie das Tier in einem isolierten CO 2 Kammer, führen Genickbruch. </li><li> Für eine Vollnarkose mit 100% Sauerstoff, verwenden Sie 5% Isofluran für die Induktion und 2% für die Wartung. Um die Tiefe der Anästhesie zu gewährleisten, wenden Sie Druck mit einer Pinzette nach Palmar Oberfläche der Fußsohle zu Tier Reaktion zu beobachten. Bewerben Augen Schmierstoff bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. </li><li> Für ein Tier, das Operation unterzogen hat, legen Sie das Tier in einem sauberen Käfig ohne die Gesellschaft von anderen Tieren. Überwachen, bis genügend Bewusstsein wiedererlangt. </li><li> KulturDie ME-180-Zellen in Alpha-Minimalmedium (α-MEM) mit 10% fötalem Rinderserum (FBS) und Antibiotika ergänzt. </li><li> Ernten Sie die Zellen und die Zellen in komplettem Medium zu halten vor der Impfung. Zählen Sie die Zellen mit einer Zählkammer. </li><li> Zu impfen jedes Spender Maus, um eine intramuskuläre (im) ME-180 (humanes Zervixkarzinom-Zellen) Tumor zu tragen. Hinweis: Das Wachstum in der im Ort ist, um die Entwicklung von Tumoren gut vaskularisiert sicherzustellen ausgewählt. Kauf weiblichen SCID-Mäusen (im Alter von 6-8 Wochen, ca. 20 g) von einer Inhouse-Zuchtanlage. <ol><li> Anesthetize einen weiblichen SCID-Maus und spritzen 1 x 10 6 ME-180-Zellen in den Gastrocnemius-Muskel der Hintergliedmaße mit einer 27 G-Nadel. </li><li> Messen der Tumorgröße mit einem Bremssattel, bis die Tumoren 9-12 mm in ihrer längsten Dimension erreicht. Beenden Sie die Studie, wenn der Tumor 12 mm überschritten hat, oder wenn die Tumormasse beeinträchtigt normales Verhalten, Gehfähigkeit, Futter- und Wasseraufnahme. </li></ol></li><li> Implant Tumorstücke aus Spendermäusen in Empfängermäuse. <ol><li> Anesthetize eine Spendermaus mit 5% Isofluran. Euthanize die Maus mit Genickbruch unter Narkose. Entfernen Sie das Geber Tumor aus der Spendermaus. Schneiden Sie den Tumor in Kubik Fragmente von 2-3 mm 3. </li><li> Anesthetize eine Empfängermaus mit 5% Isofluran. Injizieren 100 ul 0,5 mg / ml Meloxicam subkutan vor der Operation. Bewerben Jod chirurgischen Scheuerlösung, dann 70% Ethanol und schließlich Jodlösung auf die rasierte Haut. Rasieren Sie die linke Hinterbein des Empfängers Maus. Einen Einschnitt auf der Ebene der Haut. Stecken Sie ein Spendertumorstück subkutan durch den Einschnitt. Schließen Sie den Schnitt mit 1-2 Wundklammer (n). </li><li> Entfernen Sie die Clips von 3-5 Tagen nach der Implantation. Subkutanen Tumor ist für die Verwendung der laserbasierten Heizungs Einrichtung erforderlich. </li><li> Erlauben Tumoren, für 2-3 Wochen Wärmebehandlung wachsen. </li></ol></li></ol> 4. Entwurf, AssemBly und Kalibrierung eines Conformal Laser Liefer Illuminator für In-vivo-Heizung <ol><li> Gewebeerwärmung zu erreichen unter Verwendung eines 763 nm-Diodenlaser, um eine konforme Illuminator Verwendung einer optischen Faser gekoppelt ist. <ol><li> Der Illuminator bietet einheitliche oberflächliche Laserbeleuchtung des Tumors Xenograft. Es besteht aus einem 30 x 20 x 17 mm-Block aus hoch reflektierendem Material, das drei beige- fügtem Lichtintegrationskammer Kugeln mit einer Kammer in der Mitte (16 mm Durchmesser) und 2 kleine Kammern auf beiden Seiten (16 mm Länge und 5 mm besteht im Durchmesser) (Abbildung 1). </li><li> Damit Licht, um von einer Kammer in die andere übergeben wurden zwei kleine Löcher mit einem Durchmesser von 5 mm zwischen den kleinen äußeren Kammern und dem größeren mittleren Kammer geschnitten. Licht von dem Laser in die äußeren Kammern mit einem 400 &amp; mgr; m Schnittende Faser zu dem Laser, der in die Kammer durch ein 600 &amp; mgr; m Durchmesser Loch geführt angeschlossen geliefert. </li><li> Aufgrund der Natur des Lichtes interaction mit den Kammerwänden ist das Licht in einer der kleinen Kammern geliefert räumlich homogenisiert dann durch die Innenöffnungen in der größeren Kammer, wo es weiter räumlich homogenisiert. Licht tritt dann aus dem Durchmesser von 10 mm-Anschluss an der mittleren Kammer. </li></ol></li><li> Kalibrieren Sie das Hilfslicht Lieferung in Bezug auf die Laserleistungseinstellung mit einem NIST kalibriert 50 mm Ulbrichtkugel, um die abgegebene Leistung zu messen. <ol><li> Berechnen Sie die Lichtverteilung im Tumor mit Hilfe von Monte-Carlo-Simulationen auf Basis einer vereinfachten Geometrie des Tumors. Generieren Sie die Monte-Carlo-Code in einem benutzerdefinierten Algorithmus mit einem kommerziellen Computersoftwarepaket und Basis auf dem Standard-Code des Monte-Carlo-Modellierung von Lichttransport in mehrschichtigen Geweben von Jacques et al. 14 geschrieben. </li><li> Modell der Tumor als eine Halbkugel, die auf einem flachen Hautlinie mit einem Durchmesser entsprechend der durchschnittlichen Tumor Dimension 7 mm an der Hautoberfläche und eine eright von 5 mm. Modell homogenen Beleuchtung der Oberfläche durch zufälliges Starten Photonen ganzen exponierten Hemisphäre und direkt im Zentrum der Kugel. </li><li> Verwenden optischer Eigenschaften, einschließlich Absorption, &amp; mgr; a = 0,025 mm -1, Streuen, = μ s 10 mm -1, Anisotropiefaktor g = 0,9 und der Brechungsindex n = 1,4. Verwenden einer Million Photonen in der Berechnung. </li><li> Führen Sie diese Messungen vor allen in vivo Experimenten Heizung ohne weitere Änderungen, die nach anfänglichen Kalibrierung. </li></ol></li></ol> 5. Conformal Heizung der Tumor mit Maßgeschneiderte Laserkammer-Setup <ol><li> Verbinden eines Endes eines Laserfaser an den Laser-Gerät und dem anderen Ende an dem Illuminator. </li><li> Betäuben das Tier unter Verwendung von 5% Isofluran. Legen Sie eine 27 G Injektionskatheter in die laterale Schwanzvene der Maus. Legen Sie eine 22 G-Katheter in das Zentrum des Tumors. Legen Sie einen faseroptischen Temperatur probe in den hohlen Katheter auf eine Temperaturänderung zu überwachen. </li><li> Decken die gesamte Tumor mit der Beleuchtungseinrichtung (Abbildung 2). Stellen Sie zuerst die Macht, 0,8-1 W. Schalten Sie den Laser und warten Sie, die Temperatur zu steigen. Pflegen Sie die Temperatur des Tumors bei 42 ° C von der manuellen Einstellung der Laserleistung zwischen 0,1 bis 0,8 W. </li></ol> 6. Temperaturverteilung ausgewertet Durch MR-Temperaturmessung (MRT) <ol><li> Messen der Temperaturverteilung der beheizten Tumor mit der lasergestützten Erwärmung Konfiguration durch Protonenresonanz-Frequenzverschiebung (PRF-Verschiebung) MRT auf einem 7-Tesla-MR-Bildgebungssystem präklinischen 15 in Verbindung mit der faseroptischen Temperaturfühler Messungen. </li><li> Erwerben Thermometrie Bilder in 10 Sekunden-Intervallen mit Hilfe eines 2D-FLASH-Impulsfolge (Echozeit 4,5 ms, Wiederholungszeit 156,25 ms) mit 312 x 312 &amp; mgr; m in-plane-Auflösung und 2 mm Schichtdicke in einer einzigen Scheibe auf der Ebene der Faseroptik TemperaturprofilSein. </li></ol> 7. MR Überwachung der Wirkstofffreisetzung <ol><li> Führen T 1 -gewichteten Bildgebung vor und 20 Minuten nach der Verabreichung von Gd-HTLC. </li><li> Implantat zwei Tumoren, eine auf jeder der Hinterbeine eines weiblichen SCID-Maus unter Verwendung der oben in Abschnitt 3 zur Implantation beschriebenen Verfahrens. Vorwärmen der Tumor am linken hinteren Gliedmaßen für 5 min bei 42 ° C vor der Injektion von Gd-HTLC mit einer Dosis von 66,3 mg / kg Gd-HP-DO3A und 1,4 mg / kg CDDP, dann Hitze des Tumors für weitere 20 min nach der Injektion. Führen Einspritzung während Wärmebehandlung. Verwenden Sie den Tumor am rechten Hinterbein nach einem unbeheizten Kontrolle. </li><li> Erwerben dynamischen MR-Bilder (36 x 20 mm Feld-of-view, 200 x 200 um Auflösung in der Ebene, 2 mm Schichtdicke; MR-Sequenz-Protokoll), um Gd-HP-DO3A Release bei 12 Sekunden-Intervallen für den gesamten 20 Minuten überwachen nach der Verabreichung von Gd-HTLC, beginnend 30 Sekunden vor der Injektion. </li><li> Kontur des Tumors (beheizt und unbeheizt) und Muskelvolumen.Berechnen Sie die mittlere MR-Signal aller Voxel in jedem konturierte Volumen. </li></ol>

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There are no disclosures.

Liposomen wurden in den 1960er Jahren als Arzneimittelabgabevehikel, die hydrophilen Arzneimitteln in ihrem inneren wässrigen Volumen und hydrophobe Arzneimittel in ihrer Lipiddoppelschicht 2 tragen entwickelt. Zusätzlich zu in therapeutischen Anwendungen zu verwenden, wurden Liposomen zur diagnostischen Anwendungen untersucht worden, wenn sie mit Radionukliden markiert oder mit Bildgebungskontrastmittel 17 geladen. In den letzten Jahren theranostics und therapeutischen Diagnosepaaren verfolgt wo...

Die Pathophysiologie von soliden Tumoren ergibt die erhöhte Permeabilität und Retention (EPR) von nanoskaligen Systemen. Dies hat zu der Entwicklung von vielen Arzneistoffabgabesysteme, die die Vorteile dieses Effektes, das Tumorgewebe gezielt unter Minimierung systemischen Nebenwirkungen 1 geführt. Liposomalen Verabreichungstechnologien wurden weitgehend für Arzneimittel oder bildgebende Sonden 2 untersucht. Obwohl Liposomen deutlich gegenüber einer herkömmlichen Chemotherapie reduziert die systemische Toxizität, gab es einige Verbesserungen der klinischen Wirksamkeit 3,4. Studien haben gezeigt, dass die begrenzte Wirksamkeit aufgrund des Fehlens der Arzneimittelfreisetzung aus dem Träger 4,5 ist. Als Ergebnis wurde die Entwicklung von Liposomen, die aktiviert werden, um das eingekapselte Arzneimittel in Reaktion auf äußere Reize frei beträchtliche Aufmerksamkeit erregt. Hyperthermie ist seit Jahrzehnten als eine relativ sichere Behandlungsmethode für Krebspatienten, 6 eingesetzt. Deshalb ist die Entwicklunglung von wärmeempfindlichem Liposomen mit Wärme als ein externes Trigger hat eine logische Kombination mit beträchtlicher Bedeutung für die klinische Übersetzung. Tatsächlich hat die Lysolipid enthaltenden thermo Liposomformulierung Doxorubicin, wie LTSL-DOX war, nun erreichte klinische Bewertung 7. Neuere klinische Daten mit LTSL-DOX hat gezeigt, dass das Protokoll für die Wärmeabgabe ist ein kritischer Faktor, die Behandlungsergebnisse 8 stark beeinflussen können. Beim Menschen sind Radiofrequenz, Mikrowelle, Laser- und Ultraschallwandler verwendet, um Hyperthermie lokal an Tumorstellen 9 anzuwenden. In präklinischen Studien Erwärmung der subkutanen Tumoren erforderlich sind Heizung Kathetern 10,11 und Wasserbäder 12,13 am häufigsten eingesetzt wird. In diesem Manuskript, führen wir eine neue Methode zum Erwärmen subkutane Tumoren unter Verwendung eines kundenspezifischen Laser-basierten Setup-Heizung, die mehr konforme Erwärmung des Tumorvolumens ermöglicht. Verwenden von MR-kompatible mastoffe, ist die Einrichtung klein genug, um innerhalb der Bohrung eines kleinen Tieres MR Imager passt, um sich in Echtzeit-Überwachung von Veränderungen in der Gewebetemperatur während der Lasererhitzung. Das MR-Kontrastmittels, Gadoteridol (Gd-HP-DO3A), wurde mit CDDP zusammen verkapselt sind, in einer wärmeempfindlichen Liposomformulierung CDDP (HTLC) wie Gd-HTLC bekannt, Echtzeit-MR bildgeführte Überwachung und Bewertung der Wärme -aktivierten Wirkstofffreisetzung und Validierung der Heizungs Protokoll. Unsere Ergebnisse zeigen, dass das laserbasierte Heizvorrichtung effizient aktiviert die Freisetzung von eingekapselten Mitteln aus dem Gd-HTLC Formulierung, während sie durch MR-Bildgebung überwacht.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Rotary evaporator</td>
			<td>Heidolph Instruments GmbH &#38; Co.KG</td>
			<td>Laborota 4000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High pressure extruder</td>
			<td>Northern Lipids Inc.</td>
			<td>T.001</td>
			<td>10 mL thermobarrel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating circulator</td>
			<td>VWR International LLC.</td>
			<td>11305</td>
			<td>Connected to extruder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate membrane filter</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>110605;110606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Differential scanning calorimeter (DSC)</td>
			<td>TA Instruments</td>
			<td>Q100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inductively coupled plasma-atomic emission spectrometer (ICP-AES)</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td>Optima 7300DV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zetasizer</td>
			<td>Malvern Instruments Ltd.</td>
			<td>Nano-ZS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell incubator</td>
			<td>NuAire Inc.</td>
			<td>NU-5800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclip wound clip applier</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclip wound clip remover</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>427637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clips</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>427631</td>
			<td>9 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>763 nm Laser device</td>
			<td>Biolitec</td>
			<td>Ceralas CD 403 laser</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser probe</td>
			<td>Thorlabs Inc.</td>
			<td>FT400EMT</td>
			<td>With SMA and flat cleave connectors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectralon (illuminator)</td>
			<td>Labsphere Inc.</td>
			<td>FAST-SL-5CMX5CM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>CSTM-SL-5CMX5CM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7 Tesla prelinical magnetic resonance (MR) imaging system</td>
			<td>Bruker Corporation</td>
			<td>Biospec 70/30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber optic temperature sensor</td>
			<td>LumaSense Technologies Inc.</td>
			<td>Luxtron FOT Lab Kit</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integrating sphere</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>819C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical power meter</td>
			<td>Newport Corporation</td>
			<td>1830-R</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

custom-designed laser-based heating apparatus for triggered release of cisplatin from thermosensitive liposomes with magnetic resonance image guidance

Liposomen als Arzneimittelabgabesysteme eingesetzt worden, um feste Tumore durch Ausbeutung der erhöhte Permeabilität und Retention (EPR) Wirkung was zu erheblichen Verringerungen der systemische Toxizität zu zielen. Dennoch hat unzureichende Freisetzung von verkapselten Arzneimittels aus Liposomen ihre klinische Wirksamkeit begrenzt. Temperaturempfindliche Liposome wurden entwickelt, um ortsspezifische Freisetzung des Arzneimittels, um das Problem der begrenzten Tumor-Medikament Bioverfügbarkeit zu überwinden. Unser Labor hat entworfen und entwickelt eine wärmeaktivierte wärmeempfindliche Liposomenformulierung von Cisplatin (CDDP), wie HTLC bekannt, um ausgelöste Freisetzung von CDDP bei soliden Tumoren bereitzustellen. Wärmeaktivierte Lieferung in vivo wurde in Mausmodellen mit einem speziell angefertigten laserbasierten Heizvorrichtung, die eine konforme Heizmuster bietet am Ort des Tumors, wie durch MR-Thermometrie (MRT) bestätigt erzielt. Eine faseroptische Temperaturüberwachungseinrichtung verwendet, um die Temperatur in Echtzeit zu messen,während der gesamten Heizperiode mit Online-Anpassung der Wärmeabgabe durch den Wechsel der Laserleistung. Arzneimittelabgabe wurde unter Magnetresonanz (MR) Bildführung durch Co-Einkapselung eines MR-Kontrastmittels (dh Gadoteridol) zusammen mit CDDP in die wärmeempfindlichen Liposomen als Mittel, um die Hitzeprotokoll zu validieren und Tumorakkumulation beurteilen optimiert. Das Erhitzen Protokoll bestand aus einer Vorwärmzeit von 5 min vor der Verabreichung des HTLC und 20 Minuten Erhitzen nach der Injektion. Diese Erwärmung Protokoll ergab eine wirksame Freisetzung der eingekapselten Wirkstoffe mit dem höchsten im Vergleich zum unbeheizten Tumor und Muskel im beheizten Tumors beobachtet MR Signaländerung. Diese Studie zeigte die erfolgreiche Anwendung des laserbasierten Heizvorrichtung für die präklinische Entwicklung wärmeempfindliches Liposom und die Bedeutung der MR-gesteuerte Validierung des Heizprotokoll zur Optimierung der Arzneimittelabgabe.

Die HTLC Liposomen werden unter Verwendung üblicher Verfahren, einschließlich Lipidfilmbildung, Hydratation, Extrusion und Dialyse hergestellt. Während der Schritte mit CDDP ist Vorsicht geboten, nicht eingenommen werden, um CDDP zu jedem Aluminium-Material freizulegen, wie CDDP wird durch die Bildung eines schwarzen Niederschlag deaktiviert werden. Eine Abbildung der HTLC ist in Abbildung 3 dargestellt. Die physikalisch-chemischen Eigenschaften der HTLC wurden in einer Handschrift vor kurzem ver...

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Custom-designed Laser-based Heating Apparatus for Triggered Release of Cisplatin from Thermosensitive Liposomes with Magnetic Resonance Image Guidance

Ein MRI-kompatiblen maßgeschneiderten Laserbasis Heizvorrichtung wurde entwickelt, um eine lokale Erwärmung der subkutanen Tumoren um die Freisetzung von Wirkstoffen aus wärmeempfindlichen Liposomen gezielt an der Tumorregion aktivieren bereitzustellen.

Kundenspezifische Laser-basierte Heizvorrichtung zum ausgelöste Freisetzung von Cisplatin von wärmeempfindlichen Liposomen mit Magnet-Resonanz-Bild Anleitung

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect ...

custom-designed-laser-based-heating-apparatus-for-triggered-release

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.0K Aufrufe.  University of Toronto.  Ein MRI-kompatiblen maßgeschneiderten Laserbasis Heizvorrichtung wurde entwickelt, um eine lokale Erwärmung der subkutanen Tumoren um die Freisetzung von Wirkstoffen aus wärmeempfindlichen Liposomen gezielt an der Tumorregion aktivieren bereitzustellen. 

Serie: Custom-designed Laser-based Heating Apparatus for Triggered Release of Cisplatin from Thermosensitive Liposomes with Magnetic Resonance Image Guidance

Magnetic Resonance Elastography Methodology for the Evaluation of Tissue Engineered Construct Growth

Traditional mechanical testing often results in the destruction of the sample, and in the case of long term tissue engineered construct studies, the use of destructive assessment is not acceptable. A proposed alternative is the use of an imaging process called magnetic resonance elastography. Elastography is a nondestructive method for determining the engineered outcome by measuring local mechanical property values (i.e., complex shear modulus), which are essential markers for identifying the structure and functionality of a tissue. As a noninvasive means for evaluation, the monitoring of engineered constructs with imaging modalities such as magnetic resonance imaging (MRI) has seen increasing interest in the past decade1. For example, the magnetic resonance (MR) techniques of diffusion and relaxometry have been able to characterize the changes in chemical and physical properties during engineered tissue development2. The method proposed in the following protocol uses microscopic magnetic resonance elastography (&mu;MRE) as a noninvasive MR based technique for measuring the mechanical properties of small soft tissues3. MRE is achieved by coupling a sonic mechanical actuator with the tissue of interest and recording the shear wave propagation with an MR scanner4. Recently, &mu;MRE has been applied in tissue engineering to acquire essential growth information that is traditionally measured using destructive mechanical macroscopic techniques5. In the following procedure, elastography is achieved through the imaging of engineered constructs with a modified Hahn spin-echo sequence coupled with a mechanical actuator. As shown in Figure 1, the modified sequence synchronizes image acquisition with the transmission of external shear waves; subsequently, the motion is sensitized through the use of oscillating bipolar pairs. Following collection of images with positive and negative motion sensitization, complex division of the data produce a shear wave image. Then, the image is assessed using an inversion algorithm to generate a shear stiffness map6. The resulting measurements at each voxel have been shown to strongly correlate (R2&gt;0.9914) with data collected using dynamic mechanical analysis7. In this study, elastography is integrated into the tissue development process for monitoring human mesenchymal stem cell (hMSC) differentiation into adipogenic and osteogenic constructs as shown in Figure 2.

The procedure demonstrates the methodology of magnetic resonance elastography for monitoring the engineered outcome of adipose and osteogenic tissue engineered constructs through noninvasive local assessment of the mechanical properties using microscopic magnetic resonance elastography (&mu;MRE).

Magnet-Resonanz-Elastographie Methodik für die Beurteilung von Tissue Engineering gewonnenen Konstrukts Wachstum

Traditional mechanical testing often results in the destruction of the sample, and in the case of long term tissue engineered construct studies, the use ...

Forschung

Biotechnik

Magnetically-Assisted Remote Controlled Microcatheter Tip Deflection under Magnetic Resonance Imaging

X-ray fluoroscopy-guided endovascular procedures have several significant limitations, including difficult catheter navigation and use of ionizing radiation, which can potentially be overcome using a magnetically steerable catheter under MR guidance.
	The main goal of this work is to develop a microcatheter whose tip can be remotely controlled using the magnetic field of the MR scanner. This protocol aims to describe the procedures for applying current to the microcoil-tipped microcatheter to produce consistent and controllable deflections.
	A microcoil was fabricated using laser lathe lithography onto a polyimide-tipped endovascular catheter. In vitro testing was performed in a waterbath and vessel phantom under the guidance of a 1.5-T MR system using steady-state free precession (SSFP) sequencing. Various amounts of current were applied to the coils of the microcatheter to produce measureable tip deflections and navigate in vascular phantoms.
	The development of this device provides a platform for future testing and opportunity to revolutionize the endovascular interventional MRI environment.

Current applied to an endovascular microcatheter with microcoil tip made by laser lathe lithography can achieve controllable deflections under magnetic resonance (MR) guidance, which may improve speed and efficacy of navigation of vasculature during various endovascular procedures.

Magnetisch-Assisted Remote Controlled Microcatheter Tip Durchbiegung unter Magnetic Resonance Imaging

X-ray fluoroscopy-guided  endovascular procedures have several significant limitations, including  difficult catheter navigation and use of ionizing ...

Alternating Magnetic Field-Responsive Hybrid Gelatin Microgels for Controlled Drug Release

Magnetically-responsive nano/micro-engineered biomaterials that enable a tightly controlled, on-demand drug delivery have been developed as new types of smart soft devices for biomedical applications. Although a number of magnetically-responsive drug delivery systems have demonstrated efficacies through either in vitro proof of concept studies or in vivo preclinical applications, their use in clinical settings is still limited by their insufficient biocompatibility or biodegradability. Additionally, many of the existing platforms rely on sophisticated techniques for their fabrications. We recently demonstrated the fabrication of biodegradable, gelatin-based thermo-responsive microgel by physically entrapping poly(N-isopropylacrylamide-co-acrylamide) chains as a minor component within a three-dimensional gelatin network. In this study, we present a facile method to fabricate a biodegradable drug release platform that enables a magneto-thermally triggered drug release. This was achieved by incorporating superparamagnetic iron oxide nanoparticles and thermo-responsive polymers within gelatin-based colloidal microgels, in conjunction with an alternating magnetic field application system.

We present a facile method to fabricate a biodegradable gelatin-based drug release platform that is magneto-thermally responsive. This was achieved by incorporating superparamagnetic iron oxide nanoparticles and poly(N-isopropylacrylamide-co-acrylamide) within a spherical gelatin micro-network crosslinked by genipin, in conjunction with an alternating magnetic field application system.

Magnetisches Wechselfeld-Responsive Hybrid Gelatine Mikrogele der gezielten Medikamentenapplikation

Magnetically-responsive nano/micro-engineered biomaterials that enable a tightly controlled, on-demand drug delivery have been developed as new types of ...

Rapid Scan Electron Paramagnetic Resonance Opens New Avenues for Imaging Physiologically Important Parameters In Vivo

We demonstrate a superior method of 2D spectral-spatial imaging of stable radical reporter molecules at 250 MHz using rapid-scan electron-paramagnetic-resonance (RS-EPR), which can provide quantitative information under in vivo conditions on oxygen concentration, pH, redox status and concentration of signaling molecules (i.e., OH&#8226;, NO&#8226;). The RS-EPR technique has a higher sensitivity, improved spatial resolution (1 mm), and shorter acquisition time in comparison to the standard continuous wave (CW) technique. A variety of phantom configurations have been tested, with spatial resolution varying from 1 to 6 mm, and spectral width of the reporter molecules ranging from 16 &#181;T (160 mG) to 5 mT (50 G). A cross-loop bimodal resonator decouples excitation and detection, reducing the noise, while the rapid scan effect allows more power to be input to the spin system before saturation, increasing the EPR signal. This leads to a substantially higher signal-to-noise ratio than in conventional CW EPR experiments.

Rapid Scan Electron Paramagnetic Resonance Opens New Avenues for Imaging Physiologically Important Parameters In Vivo

A new electron paramagnetic resonance (EPR) method, rapid scan EPR (RS-EPR), is demonstrated for 2D spectral spatial imaging which is superior to the traditional continuous wave (CW) technique and opens new venues for in vivo imaging. Results are demonstrated at 250 MHz, but the technique is applicable at any frequency.

Rapid-Scan-Elektronenspinresonanz eröffnet neue Wege für Imaging Physiologisch Wichtige Parameter<em&gt; In Vivo</em

We demonstrate a superior method of 2D spectral-spatial imaging of stable radical reporter molecules at 250 MHz using rapid-scan ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Magnetic and Thermal-sensitive Poly(N-isopropylacrylamide)-based Microgels for Magnetically Triggered Controlled Release

Magnetically and thermally sensitive poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAAm)/Fe3O4-NH2 microgels with the encapsulated anti-cancer drug curcumin (Cur) were designed and fabricated for magnetically triggered release. PNIPAAm-based magnetic microgels with a spherical structure were produced via a temperature-induced emulsion followed with physical-crosslinking by mixing PNIPAAm, polyethylenimine (PEI), and Fe3O4-NH2 magnetic nanoparticles. Because of their dispersity, the Fe3O4-NH2 nanoparticles were embedded inside the polymer matrix. The amine groups exposed on the Fe3O4-NH2 and PEI surface supported the spherical structure by physically crosslinking with the amide groups of the PNIPAAm. The hydrophobic anti-cancer drug curcumin can be dispersed in water after encapsulation into the microgels. The microgels were characterized by transmission electron microscopy (TEM), Fourier transform infrared spectroscopy (FT-IR), and UV-Vis spectral analysis. Furthermore, magnetically triggered release was studied under an external high frequency magnetic field (HFMF). A significant &#34;burst release&#34; of curcumin was observed after applying the HFMF to the microgels due to the magnetic inductive heating (hyperthermia) effect. This manuscript describes the magnetically triggered controlled release of Cur-PNIPAAm/Fe3O4-NH2 encapsulated curcumin, which can be potentially applied for tumor therapy.

Magnetic and Thermal-sensitive PolyN-isopropylacrylamide-based Microgels for Magnetically Triggered Controlled Release

This manuscript describes the preparation of magnetic and thermal-sensitive microgels via a temperature-induced emulsion without chemical reaction. These sensitive microgels were synthesized by mixing poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAAm), polyethylenimine (PEI) and Fe3O4-NH2 nanoparticles for the potential use in magnetically and thermally triggered drug-release.

Magnetisches und thermisch empfindliches Poly (<em&gt; N.</em&gt; -isopropylacrylamid) -basierte Mikrogele für die magnetisch getriggerte kontrollierte Freisetzung

Magnetically and thermally sensitive poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAAm)/Fe3O4-NH2 microgels with the encapsulated anti-cancer drug curcumin (Cur) were ...

Metabolic Support of Excised, Living Brain Tissues During Magnetic Resonance Microscopy Acquisition

This protocol describes the procedures necessary to support normal metabolic functions of acute brain slice preparations during the collection of magnetic resonance (MR) microscopy data. While it is possible to perform MR collections on living, excised mammalian tissue, such experiments have traditionally been constrained by resolution limits and are thus incapable of visualizing tissue microstructure. Conversely, MR protocols that did achieve microscopic image resolution required the use of fixed samples to accommodate the need for static, unchanging conditions over lengthy scan times. The current protocol describes the first available MR technique that enables imaging of living, mammalian tissue samples at microscopic resolutions. Such data is of great importance to the understanding of how pathology-based contrast changes occurring at the microscopic level influence the content of macroscopic MR scans such as those used in the clinic. Once such an understanding is realized, diagnostic methods with greater sensitivity and accuracy can be developed, which will translate directly to earlier disease treatment, more accurate therapy monitoring and improved patient outcomes.
While the described methodology focuses on brain slice preparations, the protocol is adaptable to any excised tissue slice given that changes are made to the gas and perfusate preparations to accommodate the tissue&#39;s specific metabolic needs. Successful execution of the protocol should result in living, acute slice preparations that exhibit MR diffusion signal stability for periods up to 15.5 h. The primary advantages of the current system over other MR compatible perfusion apparatuses are its compatibility with the MR microscopy hardware required to attain higher resolution images and ability to provide constant, uninterrupted flow with carefully regulated perfusate conditions. Reduced sample throughput is a consideration with this design as only one tissue slice may be imaged at a time.

The current protocol describes a method by which users can maintain viability of acute hippocampal and cortical slice preparations during the collection of magnetic resonance microscopy data.

Metabolische Unterstützung der herausgeschnitten, lebendes Gehirn Gewebe während der Magnet-Resonanz-Mikroskopie-Akquisition

This protocol describes the procedures necessary to support normal metabolic functions of acute brain slice preparations during the collection of magnetic ...

Preparation, Purification, and Use of Fatty Acid-containing Liposomes

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of these amphiphiles. In particular, fatty acid liposomes enhance dynamic character, due to the relatively high solubility of single-chain amphiphiles. Similarly, liposomes containing free fatty acids are more sensitive to salt and divalent cations, due to the strong interactions between the carboxylic acid head groups and metal ions. Here we illustrate techniques for preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of single chain amphiphiles (e.g., oleic acids).

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due to the unique chemical properties of single chain amphiphiles. Here we describe techniques for the preparation, purification, and use of liposomes comprised in part or whole of these amphiphiles.

Vorbereitung, Reinigung und Anwendung von Fettsäure-haltigen Liposomen

Liposomes containing single-chain amphiphiles, particularly fatty acids, exhibit distinct properties compared to those containing diacylphospholipids due ...

Apparatus for Harvesting Tissue Microcolumns

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns of full-thickness skin tissue. The small size of the microcolumns allows donor sites to heal quickly without causing donor site scarring, while harvesting full-thickness tissue enables the incorporation of all cellular and extracellular components of skin tissue, including those associated with deeper dermal regions and the adnexal skin structures, which have yet to be successfully reproduced using conventional tissue engineering techniques. The microcolumns can be applied directly into skin wounds to augment healing, or they can be used as the autologous cell/tissue source for other tissue engineering approaches. The harvesting needles are made by modifying standard hypodermic needles, and they can be used alone for harvesting small amounts of tissue or coupled with a simple suction-based collection system (also made from commonly available laboratory supplies) for high-volume harvesting to facilitate studies in large animal models.

Here we describe a protocol for producing harvesting needles that can be used to collect full-thickness skin tissue without causing donor site scarring. The needles can be combined with a simple collection system to achieve high-volume harvesting.

Vorrichtung zur Ernte Gewebe Microcolumns

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns ...

Microfluidic Production of Lysolipid-Containing Temperature-Sensitive Liposomes

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading chemotherapeutic drugs, such as doxorubicin (DOX). To achieve this, an ethanolic lipid mixture and ammonium sulfate solution are injected into a staggered herringbone micromixer (SHM) microfluidic device. The solutions are rapidly mixed by the SHM, providing a homogeneous solvent environment for liposomes self-assembly. Collected liposomes are first annealed, then dialyzed to remove residual ethanol. An ammonium sulfate pH-gradient is established through buffer exchange of the external solution by using size exclusion chromatography. DOX is then remotely loaded into the liposomes with high encapsulation efficiency (&#62; 80%). The liposomes obtained are homogenous in size with Z-average diameter of 100 nm. They are capable of temperature-triggered burst release of encapsulated DOX in the presence of mild hyperthermia (42 &#176;C). Indocyanine green (ICG) can also be co-loaded into the liposomes for near-infrared laser-triggered DOX release. The microfluidic approach ensures high-throughput, reproducible and scalable preparation of LTSLs.

The protocol presents the optimized parameters for preparing thermosensitive liposomes using the staggered herringbone micromixer microfluidics device. This also allows co-encapsulation of doxorubicin and indocyanine green into the liposomes and the photothermal-triggered release of doxorubicin for controlled/triggered drug release.

Mikrofluidische Produktion von Lysolipid-haltigen temperaturempfindlichen Liposomen

The presented protocol enables a high-throughput continuous preparation of low temperature-sensitive liposomes (LTSLs), which are capable of loading ...