Diese Arbeit wurde teilweise durch die Scripps Microarray-Core Facility, und einen Vertrag von den Centers for Disease Control (JCP) unterstützt. RPdV ist ein Empfänger eines Rubicon und VENI Zuschuss von der niederländischen Organisation für wissenschaftliche Forschung (NWO). Das Konsortium für Funktionelle Glycomics (http://www.functionalglycomics.org/) finanziert von NIGMS Zuschuss GM62116 (JCP), die mehrere Glykane in dieser Studie verwendet. Dies ist die Veröffentlichung 29113 von The Scripps Research Institute.

HINWEIS: Alle Schritte werden bei Raumtemperatur durchgeführt, sofern nichts anderes angegeben ist. 1. Array Construction <ol><li> Glycan Vorbereitung und Teller-Setup <ol><li> Bereiten Sie einen Vorrat an Druckpuffer. machen Zuerst wurden 500 ml einer 150 mM Stammlösung von Natriummonohydrogenphosphat. Stellen Sie außerdem 50 ml einer 150 mM Stammlösung von Natriumdihydrogenphosphat Lösung. In einem Kolben mit einem Magnetrührstab und einem pH-Meter, langsam die dibasische Natriumphosphatlösung mit der einbasigen Lösung titriert, bis ein pH von 8,5 erreicht ist. Hinzufügen, Tween-20 0,005%. </li><li> Bereiten Sie die Glykan Proben. Verdünnte PAA konjugierten Glykane (diLacNAc (Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4GlcNAcβ-PAA), 3SLNLN (Neu5Acα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4GlcNAcβ-PAA) und 6SLNLN (Neu5Acα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4GlcNAcβ-PAA (1A )) aus step1.1.1 in Druckpuffer verdünnt auf 100 ug / ml werden. Monovalent Glykane,diLacNAc (Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4GlcNAcβ- (CH 2) 3 NH 2, 3SLNLN (Neu5Acα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4GlcNAcβ - (CH 2) 3 NH 2) und 6SLNLN (Neu5Acα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1- 4GlcNAcβ - (CH 2) 3 NH 2)) bis 100 um in Druckpuffer aus Schritt 1.1.1. Schließlich bereiten die Amin-funktionalisierte Farbstoffe, als Gittermarkierungen / Landelichter zu verwenden. Dye Marker Spots werden bei 1 uM gedruckt. HINWEIS: Atto488-NHS Farbstoff wird in unserer Drucke verwendet. Jedoch kann jedes Amin-funktionalisierten Farbstoff, lesbar durch den Objektträger-Scanner ist für diesen Zweck geeignet ist. </li><li> Transfer 10 ul jeder Probe Glycan auf 384-well Mikrotiterplatten für die Druckroboter verwendet. Nicht verwendete Glykane in Druckpufferlösung bei -20 ° C in verschlossenen Röhren. Tansfer 10 ul der Farbstoffmarker auf der Druckplatte. </li></ol></li><li> Drucken HINWEIS: Alle steps, die Sorge zu berühren oder die Folien bewegen müssen mit Handschuhen erfolgen. <ol><li> Legen Sie Arrayers Stifte in den Druckkopf nach der korrekten Konfiguration des Layouts. Für dieses Layout einen Stift verwenden, um alle Proben und Arrays zu drucken. Drucken Sie die Glykane in Blöcken von sechs, das Überspringen einer Funktion (eine Funktion als einzelner Punkt einer bestimmten Verbindung definiert ist), auf jeder Seite, so dass Flecken von derselben Probe nicht genau nebeneinander gedruckt werden. HINWEIS: Der Endbenutzer die Konfiguration entscheiden muss. </li><li> Die Objektträger aus Taschen, offene Felder, und entfernen Sie alle Staubpartikel oder kleine Stücke aus Kunststoff, die durch Einblasen von ultrahochreinem Stickstoffgas auf jeder Folie auf ihren Oberflächen sein könnten. Legen Sie die gewünschte Anzahl der Folien, beschichtete Seite nach oben, auf der Arrayers Bühne. </li><li> Programm die Arrayer, verwenden, um die Parameter von 27 Flecken pro Besuch der Quellenplatte, 3 unter Verwendung von &quot;pre-spots&quot; auf Poly-L-Lysin beschichteten Objektträger, um überschüssige Flüssigkeit an der Spitze der Drucknadeln zu entfernen <ol><li> Schalten Sie MPU (Hauptstromeinheit) und Climate Control Unit. Offene Tiling Analyse-Software auf dem Computer. </li><li> Wählen Sie das Layout auf den Druck. 1 Einzel Stift - für den Druck des Array 1 x 1 Druckwerkzeug Wählen Sie Optionen → Pin-Werkzeug verwendet werden soll. Wählen Sie die Registerkarte Ziel → Werkzeug Array Definition → Druck-Muster und fügen Sie die Tonhöhe (Spot-zu-Spot-Abstand), die Anzahl der Zeilen und Spalten, die Proben aufzunehmen gedruckt werden, und das Druckmuster der Proben (für dieses Array ein 8 x 8 Druckmuster wird auf 340 um Platz für insgesamt 7 Proben). </li><li> Wählen Sie Ziel → Folienlayout und programmieren Sie den Block-zu-Block-Abstand zu ermöglichen, Drucken jedes Replikat Arrays in die 48-Well (4 x 12) Dia-Vorlage. Quelle auswählen und fügen Sie die Anzahl von Source-Pickups (1 für jede Probe bei der Verwendung von 1-polig) (für diesen Druck 7 Quelle Pickups verwendet werden, um Platz für 6 Probenvertiefungen und 1 Farbstoff Marker gut). HINWEIS: Der Dialog Quelle sollte GRÜN zu zeigen, dass die Zahlvon Quelle Besuche entspricht die Proben in dem Druckmuster gedruckt werden. </li><li> Ziel → Adapterplatte auswählen und Layout schieben und die Foliennummer einstellen (5 Dias werden mit 1 Vorbehandlungs Folie gleichzeitig für diesen Druck gedruckt). </li><li> Lassen Sie das Fach durch Klicken auf die T1-Taste, um das Fach zu aktivieren und fügen Sie die gewünschte Anzahl von Dias auf dem Tablett, aufmerksam auf die Standorte der Vordetachierung Schieber (BLAU) und &quot;echten&quot; Dias. </li><li> Legen Sie Normalglasträger bei den restlichen Vakuumanschlüsse um das Vakuum zu blockieren und klicken Sie auf OK, um das Vakuum zu aktivieren. Überprüfen Sie, ob alle Objektträger in Position gehalten werden, und klicken Sie auf OK, um das Tablett in die Ausgangsposition zurückzukehren. </li><li> Legen Sie die Druckplatte in den Plattenhalter und sicherzustellen, dass das Gestell richtig an Ort und Stelle festgelegt ist. Klicken Sie auf GO und lassen Sie den Druckvorgang fortzufahren. </li></ol></li><li> Drucken Sie die restlichen 24 Punkte in Replikaten von 6 Punkten pro Array (4 Arrays / Quelle besuchen). </li><li> Legen Sie die 384-Well-Plattenin den Drucker und das Drucken. Pflegen Sie relative Luftfeuchtigkeit, während des Druckens, während des gesamten Druck zwischen 55 und 65%. Der Drucker stoppt nach 5 Folien drucken. HINWEIS: Während der Mikroarray in diesem Test in einem bestimmten 8 x 8 Muster gedruckt wird, werden verschiedene Microarray-Druckroboter Ausrüstung spezifische Programmierung erfordern das gewünschte Layout zu erzielen. Es liegt Benutzer an das Ende des am besten geeigneten Muster ihre Ausrüstungen Spezifikationen &quot;gegeben, um zu bestimmen. </li></ol></li><li> Luftbefeuchtung / Immobilisierende HINWEIS: Sobald die Folien Druck fertig sind, durchlaufen sie eine vorübergehende Stillegung Schritt, auch genannt Befeuchten. Befeuchten nach dem Druck hilft, die Probe Befestigung durch erneutes Benetzen der Flecken und gewährleisten vollständige Blockierung zu homogenisieren. <ol><li> Setzen Sie gleitet in einer 100% Feuchtigkeitskammer unmittelbar nach dem Druck für einen Zeitraum von 30 min. Konstruieren Sie die Kammer durch eine sehr nasse Handtücher flach in den Boden einer großen Glasschale platzieren, platzieren Sie die Folienauf irgendeine Art von Rack, wie ein Reagenzglasgestell, Druckseite nach oben und mit Plastikfolie zu stoppen in der Feuchtigkeit abzudichten. </li><li> Anzahl gleitet mit einem Alkohol / lösungsmittelbeständigen Markierungsstift und an einem Austrocknungs Box. über Nacht trocknen. </li></ol></li><li> Nummerierung, Sperrung und Lagerung <ol><li> Bereiten Sie den Blockierungspuffer - 50 mM Ethanolamin in 50 mM Boratpuffer. Zunächst lösen Borsäure, in ddH 2 O zu einer Endkonzentration von 50 mM in einen Kolben mit einem magnetischen Rührstab enthält. Rühren Sie die Lösung kräftig auf einer Rührplatte, bis alle Feststoff gelöst hat. Unter ständigem Rühren die entsprechende Menge an Ethanolamin aus einer 16,54 M Stammlösung Fügen Sie die gewünschten 50 mM Konzentration zu erreichen. Hinzufügen konzentriertem Natriumhydroxid auf einen endgültigen pH von 9,2 einzustellen. </li><li> Tauchen Sie die bedruckten Folien in der Blockierungspufferlösung für 1 Stunde. </li><li> Nach 1 h Spülen Sie die Folien in ddH 2 O überschüssige Spuren von Blockierungspuffer zu entfernen.Entsorgen Puffer in einem geeigneten Abfallbehälter zu blockieren. </li><li> Die Objektträger in Glasfärbung Halter und trocken schleudern. Trocken Arrays von ihnen in einer Zentrifuge mit Schwingplattenhalter, mit einer Geschwindigkeit von 10 g für 5 min setzt. </li><li> Sobald die Objektträger trocken sind, können sie sofort oder gelagert inkubiert werden. Lagerbedingungen sind 20 ° C in einem verschlossenen Plastikbeutel. </li></ol></li></ol> 2. Analysieren von Glycan-Bindungsproteine <ol><li> Bereiten einer befeuchteten Kammer, in der die Arrays hybridisiert werden sollen, passen. Eine einfache Kammer besteht aus einem Pyrexschale, mit angefeuchteten Papiertüchern auf dem Boden geschichtet und einem Gestell, auf dem die Schlitten ruhen wird. </li><li> Verwenden biotinylierten Lectinen SNA (Sambuca nigra agglutinin) und ECA (Erythrina cristagalli Agglutinin) bei 10 &amp; mgr; g / ml + 2 &amp; mgr; g / ml Streptavidin-555 - Farbstoff, in Sondierungspuffer (PBS + 0,01% Tween-20). Für HA (A / Vietnam / 1203-1204 H5N1 und A / KY / 07 H1N1, in diesem Beispiel), die Verwendungeine Ausgangskonzentration von 20 ug / ml vor-komplexierte, wie zuvor beschrieben 34. Kurz gesagt, eine HA machen: Mouse-α-Strep: Ziege-α-Maus-Alexa647 Mischung Puffer (PBS + 3% BSA + 0,01% Tween-20) bei einer 4 in Blockierungs: 2: 1-Molverhältnis. HINWEIS: Das Array wird mit Lektinen sondiert , um festzustellen , daß Glycane immobilisiert und nachweisbar (Abbildung 1B). </li><li> Übertragen Sie die Glykan-Bindungsprotein-Antikörper-Mischlösung von 20 &amp; mgr; l zu einer 384-Well-Platte und Inkubation auf Eis für 30 min. verdünnte seriell Lektin und HA Proben 1: 1, in den entsprechenden Puffer, 8-mal, um 10 &amp; mgr; l Probe mit 10 ul Puffer gemischt wird. </li><li> Pipette 8 &amp; mgr; l der Probe auf den Mikrovertiefungsoberfläche und inkubiere in dem abgedichteten Befeuchtung (100% RH) Kammer für 90 min. </li><li> Waschen Sie die Folien einzeln nacheinander an den Rändern halten und sie viermal in einem Gemisch aus PBS und 0,05% Tween, dann viermal in PBS und schließlich viermal in entionisiertem H 2 O getaucht Mitdas gleiche Trocknungsprotokoll in dem Blockierungsschritt beschrieben, drehen sich die Anordnungen in einer Zentrifuge für 5 Minuten bei 10 x g trocknen. </li></ol> 3. Scannen und Datenanalysen HINWEIS: Die Glycan-Mikroarrays können bei unterschiedlichen Einstellungen gescannt werden, je nach Angaben des Herstellers Microarray-Scanner. Durch Variation der Laserleistung und Auflösung, kann das Gerät ein Bild zu erzeugen , mit so vielen Signalen wie möglich innerhalb seines Dynamikbereichs (Abbildung 1C). <ol><li> Verwenden Sie einen fluoreszierenden Dia-Scanner und scannen die Arrays unmittelbar nach der Inkubation mit den Glycan Bindungsproteine. Achten Sie darauf, die Rutsche, um sicherzustellen, richtig in das Scan-Gerät eingesetzt wird. <ol><li> Öffnen Sie Scan-Software. Klicken Sie auf Start, das Programm zu öffnen. Eine Verbindung mit Scanner: Scanner → Verbinden oder grüne Taste in der Scanner-Navigationsfeld-Menü. </li><li> Öffnen Sie Autoloader Tür des Scanners. Die Objektträger in Schlitze in Autoloader in einer bestimmten Reihenfolge. Schließen Autoloader Tür. Click &quot;lesen loader&quot; im Tools-Navigationsfeld automatische Erkennung Dias in den Scanner. </li><li> Stellen Sie Scan - Parameter: Scanner → Scan - Parameter entsprechend dem Experiment (zB 635 Laserleistung hoch, Erfassungsverstärkung 50%). Scannen von Dias: Scanner → Scan. Wählen Sie den Pfad durch das Erstellen eines Ordners die Scan-Bilder und Namen einzelnen Scans zu speichern. Tun Sie dies vor dem eigentlichen Scannen. Wiederholen Sie für jede einzelne Folie. Klicken Sie auf OK, um das Scannen zu starten. </li></ol></li><li> Verwenden Sie die Scanner-Software das Gerät einzurichten und zu scannen, um die Dias. Stellen Sie Scanner scannen iterativ bei niedrigen Laserleistung (5 mW) mit zunehmender Gain-Einstellungen von 25%, 50% und 75%. HINWEIS: Die Einstellungen können getestet und optimiert werden, aber bedenken Sie, dass jeder Scan möglicherweise die Fluoreszenz Ausgabe der Farbstoffe aufgrund Photobleaching senken kann. <ol><li> Offene Datenerfassung und Analyse-Software wie MAPIX Software. Klicken Sie auf Start, das Programm zu öffnen. Öffnen Sie Scan-Bild: Datei → Öffnen imAlter. Öffnen Sie GAL-Datei: Analysieren → Öffnen Raster und wählen Sie den entsprechenden GAL-Datei. </li><li> Geben Sie Blöcke Modus: Bild → Blöcke Modus, um das Raster zu bewegen. Verwenden Sie die Gittermarkierungen das Gitter an der entsprechenden Stelle auf der Folie einzustellen. Passen Sie einzelne Blöcke als notwendig, um die gedruckte Array entsprechen. </li><li> Geben Sie Flecken-Modus: Bild → Spots Modus Lage und Größe der einzelnen Spots innerhalb des Blocks einzustellen. Sobald alle Blöcke und Spots eingestellt und an Ort und Stelle, messen Signalintensitäten durch Analysieren → Photometrische Berechnungen. Speichern Sie die Ausgabedatei. </li></ol></li><li> Sobald die Dias Scannen fertig sind, werden die Bilder für die Bindung von Signalen mit dem Bildbearbeitungsprogramm installiert ist (- G 1D) analysiert. Für die Bildanalyse, legen Sie eine GAL (Array-Liste) Datei über das TIFF-Bild gescannt. HINWEIS: Die GAL-Datei enthält sowohl das Punktlayoutmuster und Identitäten jedes Spots Lage. GAL-Dateien für Arrays sind created durch die Druckersoftware ein Tab-separierte Textdatei, die die Identität der Proben enthält und ihre Position in der 384-Well-Source-Platte. </li><li> Verwenden Sie die Raster-Marker / Landelichter auf den Mikroarrays gedruckt, um richtig die GAL Gitter platzieren. Einzelnen Spots müssen einzeln bewegt werden, sondern ein gut gedruckten Arrays werden im Allgemeinen Blöcke innerhalb des Gitters ermöglichen, mit Leichtigkeit zu platzieren. Nach Gitter Platzierung, sammeln Spotintensitäten von der Software und als Tab-getrennte Textdatei (.txt) gespeichert. <ol><li> Mit Tabellenkalkulationsprogramm, öffnen Sie die Ausgabedatei vom Scanner. Öffnen Sie das entsprechende Makro-Datei aus dem Ordner. Klicken Sie auf Ansicht → Makro → RunMacro. HINWEIS: Die Pre-geschrieben, um die rohen Ausgangsdaten kopiert, entfernen Sie unnötige Zeilen und Spalten sortieren Sie die Daten, die von Probe, berechnen die durchschnittliche mittlere Signal minus Hintergrundwerte und zeichnen Sie die resultierenden Werte in zu einem Tabellenkalkulations-Arbeitsblatt die Graphen für die jeweils der sechs samples auf dem Array getestet. </li></ol></li></ol>

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P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influenza+A+virus+hemagglutinin+glycosylation+state+affects+receptor-binding+specificity.">The influenza A virus hemagglutinin glycosylation state affects receptor-binding specificity.</a> Virology. 403 (1), 17-25 (2010).</li></ol>

The authors have nothing to disclose

IAV Rezeptorspezifität Die Beurteilung ist ein wichtiger Schritt in Pandemie-Potenzial von Vogelviren zu analysieren. Sialinsäure-Erkennung durch das Virus auf mehrere biologische Eigenschaften verbunden, wie beispielsweise die Bindung an und die Freisetzung aus der Zelle. Deren Kenntnis Aminosäure Mutationen sind notwendig für die Vogelviren zu erreichen α2-6 Bindung und überqueren die Speziesbarriere Pandemievorsorge ermöglicht. Verschiedene Assays werden verwendet Rezeptorspezifität zu bestimmen; aber alle ha...

Wilde Wasservögel sind das natürliche Reservoir für IAV, aber IAV ist in der Lage die Artengrenze zu Geflügel und Säugetieren, zu überqueren, einschließlich Menschen. Avian iAVS erkennen α2-3 verknüpften Sialinsäuren (aviäre-Typ-Rezeptoren), während menschliche Viren α2-6 verknüpften Sialinsäuren (human-Typ-Rezeptoren) binden. In der Lage sein, effizient zu replizieren , und zwischen Menschen ein avian IAV zu binden muss human-Typ - Rezeptoren 1 übertragen. IAVS basieren auf Serologie unterteilt, die die Antigenität ihrer Hämagglutinin (HA) und Neuraminidase (NA) Hüllglycoproteine ​​charakterisiert. HA bindet an Sialinsäuren, während NA der Rezeptor zerstörende Enzym am anderen Ende des viralen Lebenszyklus und spaltet Sialinsäure 2 ist. Alle menschlichen infizierenden Viren, einschließlich H1N1, H2N2 und H3N2, haben einen aviären Ursprungs 3. In den letzten zwei Jahrzehnten mehrere avian für die menschliche Crossovers aufgetreten sind, mit H5N1, H7N7 und H7N9 die bekanntesten sind; however, haben andere Subtypen Menschen mehr sporadisch infiziert (H6N1, H7N1, H7N2, H9N2, H10N7, H10N8) 4. Glücklicherweise scheint es , dass keine dieser Viren vollständig konnten bis zu α2-6-verknüpfte Sialinsäure - Rezeptoren 5-8 human-Typ anzupassen. Die Anpassung von Vogel- oder anderen zoonotischen Viren-Replikation und Übertragung in menschlichen Wirten aufnehmen eine verheerende Wirkung auf die menschliche Gesundheit haben könnten. Daher sollten Sie vor Wissen, wie diese Viren Mensch-Typ-Rezeptoren zu binden, werden weiterentwickelt werden weltweite Überwachung von Schwellen Influenza-Viren helfen. Bestimmung der Rezeptor bevorzugt wurde aufgeklärt erste Erythrozyten verschiedener Arten verwendet und bleibt ein beliebtes Test unter Grippe Forscher 12.09. Die Demonstration, die Vogelviren α2-3 Sialinsäure und menschlichen Viren erkennen α2-6 Sialinsäure verknüpft wurde auf einem Test basierte ursprünglich enzymatisch konstruiert unter Verwendung von Hämagglutination von Erythrozyten jeder der li enthaltennkages 13,14. Obwohl die Auslese Hämagglutination, ein Standardtest für virologists ist, werden die zugrundeliegenden Glykanstrukturen nicht definiert, sondern nur die terminaler Verknüpfung. Zusätzlich kann die beschränkte Verfügbarkeit der Sialyltransferasen, verwendet , um die Zellen erneut sialylieren, haben die Verwendung dieses Assays 15-18 begrenzt. Anschließend andere Verfahren zur Bestimmung der Rezeptorbindungspräferenzen wurden unter Verwendung von sialylierten Glycanstrukturen auf poly-acrylamid (PAA) oder Poly-Glutamat (PGA) Strukturen in plattenbasierten Assays 19,20 verknüpft eingeführt. Verschiedene Varianten sind möglich , entweder die Glykane oder Viren auf Mikrotiterplatten in der Beschichtung, von denen jede ergibt eine robuste, zuverlässige und sehr empfindlichen ELISA-Typ - Assay 21-23. Alternativ können Biotin-gebundene Glykane können PAA / PGA ersetzen und kann auf 2,24 Streptavidin-beschichteten Platten konjugiert werden. Obwohl einige spezifische Seren erforderlich sein können, ELISAs sind Standard und mehrere an PAA verknüpften Glykanen leicht sind commercially und nicht im Handel erhältlich (Konsortium für Funktionelle Glycomics (http://www.functionalglycomics.org)). Glycan Microarray - Technologien haben als ein unschätzbares Werkzeug entstanden Rezeptorspezifität zu bestimmen, wie mehrere verschiedene Glykane gesichtet werden, und auf eine breite Palette von unterschiedlichen Strukturen Bindung kann 25-29 in einem einzigen Assay beurteilt werden. Die Bindung von IAV auf diese Strukturen ein besseres Verständnis der Glycan - Strukturen , die IAV bevorzugt 30-33 erkennt. Glycan-Mikroarrays erfordern geringe Mengen an Probenvolumen einen Bindungstest durchzuführen und verwendet nur winzige Mengen von Glycan pro Spot (2 nl). Allerdings sind in der Regel diese Arrays nur zu bewerten Spezifität von Glykane Rezeptoren verwendet. Analyse mehrerer Viren oder Hämagglutinin-Proteine, an mehreren Konzentrationsbereiche können aufgrund der Anzahl der Folien erforderlich prohibitiv sein. Darüber hinaus bis heute wurde keine relative Avidität Test unter Verwendung von Glycan ar entwickeltray-Techniken. Um den geringen Probenbedarf von Glycan-Mikroarray-Techniken und der Empfindlichkeit der PAA-Glycane in ELISA-basierten Assays lieferte kombinieren, haben wir versucht, eine Multi-Well-Glycan Array zu entwickeln, die für die Hochdurchsatzanalyse mit ähnlichen oder besseren Auflösung erlauben würde, im Vergleich zum herkömmlichen ELISA-basierenden Assay. Gleichzeitig wollten wir verbraucht, um die Menge von Biologika und Reporter Chemikalien zu minimieren. Das endgültige Ergebnis ist ein miniaturisiertes Avidität Assay, speziell entwickelt für die Überwachung der IAV Spezifität und ist gleichermaßen anwendbar andere Glykan Bindungsproteine ​​zu beurteilen. Mit einem Glasobjektträger getrennt in 48 Mikrovertiefungen durch eine Teflon-Maske, 6 verschiedene Glykane in 6 Wiederholungen gesichtet pro Vertiefung. Die Microarray-Plattform bietet die gleichen Trends in der Rezeptor im Makro-ELISA-Format mit mehreren Vorteilen gesehen Bindung. Dazu gehören (I) Druck der Verbindung in 6 Wiederholungen, minimale Probe mit, im Vergleich zu der Beschichtung von mehreren Reihen ina Platte, unter Verwendung von 100 &amp; mgr; l pro Vertiefung; (II) mehrere verschiedene Verbindungen analysiert gleichzeitig in einem einzigen gut, einschließlich der Kontrollen; (III) eine massive Verminderung der Inkubationsvolumen und; (IV) ein größerer Dynamikbereich ein Fluoreszenzsignal verwendet wird. Eine einzelne Folie kann berechnet werden zu 18-fach 96-Well-Platten äquivalent. Mit dem folgenden Protokoll, jedes Labor der Lage, die Herstellung und Analyse von spotted Microarrays Lage sein sollten, diese miniaturisierten ELISA-Format herzustellen.

<table><tbody><tr><td>NEXTERION&amp;reg; Slide H MPX-48&amp;nbsp;</td><td>Schott</td><td>1091525</td><td>Microwell slides</td></tr><tr><td>ProScanArray Plus&amp;nbsp;</td><td>PerkinElmer</td><td>discontinued</td><td>confocal microarray scanner</td></tr><tr><td>Innoscan 1100AL Scanner/Mapix Software</td><td>Innopsys</td><td>-</td><td>confocal microarray scanner</td></tr><tr><td>MicroGrid II&amp;nbsp;</td><td>Digilab</td><td>-</td><td>microaray printer</td></tr><tr><td>SNA</td><td>Vector Labs</td><td>B-1305&amp;nbsp;</td><td>Plant Lectin</td></tr><tr><td>ECA</td><td>Vector Labs</td><td>B-1145&amp;nbsp;</td><td>Plant Lectin</td></tr><tr><td>Anti-Strep Antibody</td><td>IBA</td><td>2-1509-001&amp;nbsp;</td><td>Anitbody for HA binding</td></tr><tr><td>Anti-Mouse Alexa-647</td><td>Life</td><td>A-21235</td><td>Anitbody for HA binding</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma</td><td>P2287&amp;nbsp;</td><td>detergent</td></tr><tr><td>di-basic Sodium Phosphate</td><td>Sigma</td><td>255793</td><td>printing buffer component</td></tr><tr><td>mono-basic Sodium phosphate</td><td>Sigma</td><td>229903&amp;nbsp;</td><td>printing buffer component</td></tr><tr><td>poly-l-lysine solution</td><td>Sigma</td><td>P8920&amp;nbsp;</td><td>pre-spotting slide component</td></tr><tr><td>sodium hydroxide</td><td>Sigma</td><td>221465</td><td>pre-spotting slide component</td></tr><tr><td>ethanol</td><td>Sigma</td><td>493546</td><td>pre-spotting slide component</td></tr><tr><td>phosphate buffered saline</td><td>Corning</td><td>46-013-CM</td><td>incubation/washing buffer</td></tr><tr><td>SMP4B pins</td><td>Telechem</td><td>SMP4B</td><td>printing pin</td></tr><tr><td>Compressed Nitrogen (Grade5)</td><td>Praxair</td><td>UN1066</td><td>general dusting/drying tool</td></tr><tr><td>Boric Acid</td><td>Sigma</td><td>B6768-500G</td><td>Slide blocking reagent</td></tr><tr><td>ethanolamine</td><td>Sigma</td><td>E9508-500ML</td><td>Slide blocking reagent</td></tr><tr><td>Atto 488</td><td>AttoTec</td><td>AD 488-91</td><td>Gridmarker on array</td></tr><tr><td>PAA-LNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>PA368</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>PAA-3SLNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>PA362</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>PAA-6SLNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>PA343</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>LNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>Te98</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>3SLNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>Te175</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>6SLNLN</td><td>Consortium for Functional Glycomics</td><td>Te176</td><td>Spotted glycans</td></tr><tr><td>384-well microtiter plate</td><td>Matrix TechCorp</td><td>4361</td><td>Printing plate</td></tr><tr><td>VWR lab marker</td><td>VWR</td><td>52877-150</td><td>Slide Numbering</td></tr><tr><td>Wheaton slide staining dish</td><td>Sigma</td><td>Z103969-1EA</td><td>Blocking and Drying</td></tr></tbody></table>

a miniaturized glycan microarray assay for assessing avidity and specificity of influenza a virus hemagglutinins

Influenza A-Virus (IAV) Hämagglutinine erkennen Sialinsäuren auf der Zelloberfläche als funktionelle Rezeptoren Eintritt in die Zellen zu gewinnen. Wilde Wasservögel sind das natürliche Reservoir für IAV, aber IAV können die Speziesbarriere zu Geflügel, Schweinen, Pferden und Menschen überqueren. Avian Viren erkennen zu einem vorletzten Galactose durch eine α2-3 Verknüpfung (aviäre-Typ-Rezeptoren) angebracht Sialinsäure während menschlichen Viren bevorzugt Sialinsäure mit einer α2-6 Verknüpfung (Mensch-Typ-Rezeptoren) erkennen. Zur Überwachung, ob Vogelviren für die menschliche Art der Anpassung sind Rezeptoren, können verschiedene Methoden verwendet werden. Glycan-Mikroarrays mit diversen Bibliotheken synthetischer Sialosiden werden zunehmend eingesetzt Rezeptorspezifität zu bewerten. Jedoch ist diese Technik zum Messen avidities nicht verwendet. Messung der Avidität wird durch Auswertung der Bindung von seriell verdünnt Hämagglutinin oder Virus Glykane adsorbiert zu herkömmlichen Polypropylen 96-Well-Platten typischerweise erreicht. In diesem Assay Glykane mit α2-3 oder α2-6 sind Sialinsäuren an Streptavidin Platten an Biotin und adsorbierte gekoppelt sind oder gekoppelt Polyacrylamid (PAA), die direkt an die Kunststoff adsorbieren. Wir haben diesen Test deutlich miniaturisiert durch direktes Drucken von PAA-linked Sialosiden und ihre nicht PAA gebundenen Pendants auf Mikro gut Objektträger aus Glas. Dieses Set-up, mit 48-Arrays auf einer einzelnen Folie, ermöglicht die gleichzeitige Assays von 6 Glycan Proteine ​​bei 8 Verdünnungen, abfrage 6 verschiedene Glykane, darunter zwei nicht sialylierten Kontrollen verbindlich. Dies ist äquivalent zu 18-fach 96-Well-Platten in der herkömmlichen Platten-Assay. Das Glycan Array-Format zur Verringerung der Kosten Verbindungen und biologische Präparate und steigert somit die Effizienz deutlich.

Drucken, Scannen und Datenanalysen Um eine ordnungsgemäße Druck, ist es wichtig, die richtige Ausrichtung des gefleckten Gitter innerhalb der Teflonmaske zu haben, die jedes Array auf dem Schlitten abgrenzt. Während des Druckvorgangs aufgrund der Natur der Teflonbeschichtung, spots kann nicht mit dem bloßen Auge auf den MPX Folien gesehen werden. Augenmerk wird dann auf die Erscheinung der vorge Flecken auf den poly-L-Lysi...

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A Miniaturized Glycan Microarray Assay for Assessing Avidity and Specificity of Influenza A Virus Hemagglutinins

Using a printed glycan microarray strategy, a conventional 96-well plate assay was miniaturized for analysis of influenza A virus hemagglutinin avidity and specificity for sialic acid containing receptors.

Ein miniaturisiertes Glycan Microarray-Test zur Beurteilung der Avidität und Spezifität von Influenza-A-Virus Hämagglutininarten

Influenza A virus (IAV) hemagglutinins recognize sialic acids on the cell surface as functional receptors to gain entry into cells. Wild waterfowl are the ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

7.9K Aufrufe.  The Scripps Research Institute. Using a printed glycan microarray strategy, a conventional 96-well plate assay was miniaturized for analysis of influenza A virus hemagglutinin avidity and specificity for sialic acid containing receptors.

Serie: A Miniaturized Glycan Microarray Assay for Assessing Avidity and Specificity of Influenza A Virus Hemagglutinins

Quantitative Analyses of all Influenza Type A Viral Hemagglutinins and Neuraminidases using Universal Antibodies in Simple Slot Blot Assays

Hemagglutinin (HA) and neuraminidase (NA) are two surface proteins of influenza viruses which are known to play important roles in the viral life cycle and the induction of protective immune responses1,2. As the main target for neutralizing antibodies, HA is currently used as the influenza vaccine potency marker and is measured by single radial immunodiffusion (SRID)3. However, the dependence of SRID on the availability of the corresponding subtype-specific antisera causes a minimum of 2-3 months delay for the release of every new vaccine. Moreover, despite evidence that NA also induces protective immunity4, the amount of NA in influenza vaccines is not yet standardized due to a lack of appropriate reagents or analytical method5. Thus, simple alternative methods capable of quantifying HA and NA antigens are desirable for rapid release and better quality control of influenza vaccines.
Universally conserved regions in all available influenza A HA and NA sequences were identified by bioinformatics analyses6-7. One sequence (designated as Uni-1) was identified in the only universally conserved epitope of HA, the fusion peptide6, while two conserved sequences were identified in neuraminidases, one close to the enzymatic active site (designated as HCA-2) and the other close to the N-terminus (designated as HCA-3)7. Peptides with these amino acid sequences were synthesized and used to immunize rabbits for the production of antibodies. The antibody against the Uni-1 epitope of HA was able to bind to 13 subtypes of influenza A HA (H1-H13) while the antibodies against the HCA-2 and HCA-3 regions of NA were capable of binding all 9 NA subtypes. All antibodies showed remarkable specificity against the viral sequences as evidenced by the observation that no cross-reactivity to allantoic proteins was detected. These universal antibodies were then used to develop slot blot assays to quantify HA and NA in influenza A vaccines without the need for specific antisera7,8. Vaccine samples were applied onto a PVDF membrane using a slot blot apparatus along with reference standards diluted to various concentrations. For the detection of HA, samples and standard were first diluted in Tris-buffered saline (TBS) containing 4M urea while for the measurement of NA they were diluted in TBS containing 0.01% Zwittergent as these conditions significantly improved the detection sensitivity. Following the detection of the HA and NA antigens by immunoblotting with their respective universal antibodies, signal intensities were quantified by densitometry. Amounts of HA and NA in the vaccines were then calculated using a standard curve established with the signal intensities of the various concentrations of the references used. 
Given that these antibodies bind to universal epitopes in HA or NA, interested investigators could use them as research tools in immunoassays other than the slot blot only.

A simple slot blot method was developed for the quantification of influenza viral hemagglutinin and neuraminidase using universal antibodies targeting their most conserved sequences identified through bioinformatics analyses. This innovative approach may provide a useful alternative to quantitative determination of all viral hemagglutinin and neuraminidase.

Quantitative Analysen aller Influenza Typ A Viral Hämagglutininen und Neuraminidasen mit Universal Antikörper in Einfache Slot Blot Assays

Hemagglutinin (HA) and neuraminidase (NA) are two surface proteins of influenza viruses which are known to play important roles in the viral life cycle ...

Forschung

Immunologie und Infektion

High-throughput Detection Method for Influenza Virus

Influenza virus is a respiratory pathogen that causes a high degree of morbidity and mortality every year in multiple parts of the world. Therefore, precise diagnosis of the infecting strain and rapid high-throughput screening of vast numbers of clinical samples is paramount to control the spread of pandemic infections. Current clinical diagnoses of influenza infections are based on serologic testing, polymerase chain reaction, direct specimen immunofluorescence and cell culture 1,2.
Here, we report the development of a novel diagnostic technique used to detect live influenza viruses. We used the mouse-adapted human A/PR/8/34 (PR8, H1N1) virus 3 to test the efficacy of this technique using MDCK cells 4. MDCK cells (104 or 5 x 103 per well) were cultured in 96- or 384-well plates, infected with PR8 and viral proteins were detected using anti-M2 followed by an IR dye-conjugated secondary antibody. M2 5 and hemagglutinin 1 are two major marker proteins used in many different diagnostic assays. Employing IR-dye-conjugated secondary antibodies minimized the autofluorescence associated with other fluorescent dyes. The use of anti-M2 antibody allowed us to use the antigen-specific fluorescence intensity as a direct metric of viral quantity. To enumerate the fluorescence intensity, we used the LI-COR Odyssey-based IR scanner. This system uses two channel laser-based IR detections to identify fluorophores and differentiate them from background noise. The first channel excites at 680 nm and emits at 700 nm to help quantify the background. The second channel detects fluorophores that excite at 780 nm and emit at 800 nm. Scanning of PR8-infected MDCK cells in the IR scanner indicated a viral titer-dependent bright fluorescence. A positive correlation of fluorescence intensity to virus titer starting from 102-105 PFU could be consistently observed. Minimal but detectable positivity consistently seen with 102-103 PFU PR8 viral titers demonstrated the high sensitivity of the near-IR dyes. The signal-to-noise ratio was determined by comparing the mock-infected or isotype antibody-treated MDCK cells.
Using the fluorescence intensities from 96- or 384-well plate formats, we constructed standard titration curves. In these calculations, the first variable is the viral titer while the second variable is the fluorescence intensity. Therefore, we used the exponential distribution to generate a curve-fit to determine the polynomial relationship between the viral titers and fluorescence intensities. Collectively, we conclude that IR dye-based protein detection system can help diagnose infecting viral strains and precisely enumerate the titer of the infecting pathogens.

This method describes the use of Infrared dye based imaging system for detection of H1N1 in bronchioalveolar lavage (BAL) fluid of infected mice at a high sensitivity. This methodology can be performed in a 96- or 384-well plate, requires &lt;10 &mu;l volume of test material and has the potential for concurrent screening of multiple pathogens.

High-Throughput Nachweisverfahren für Influenza-Virus

Influenza virus is a respiratory pathogen that causes a high degree of morbidity and mortality every year in multiple parts of the world. Therefore, ...

Measuring Influenza Neuraminidase Inhibition Antibody Titers by Enzyme-linked Lectin Assay

Antibodies to neuraminidase (NA), the second most abundant surface protein on influenza virus, contribute toward protection against influenza. Traditional methods to measure NA inhibiting (NI) antibody titers are not practical for routine serology. This protocol describes the enzyme-linked lectin assay (ELLA), a practical alternative method to measure NI titers that is performed in 96 well plates coated with a large glycoprotein substrate, fetuin. NA cleaves terminal sialic acids from fetuin, exposing the penultimate sugar, galactose. Peanut agglutinin (PNA) is a lectin with specificity for galactose and therefore the extent of desialylation can be quantified using a PNA-horseradish peroxidase conjugate, followed by addition of a chromogenic peroxidase substrate. The optical density that is measured is proportional to NA activity. To measure NI antibody titers, serial dilutions of sera are incubated at 37 &#176;C O/N on fetuin-coated plates with a fixed amount of NA. The reciprocal of the highest serum dilution that results in &#8805;50% inhibition of NA activity is designated as the NI antibody titer. The ELLA provides a practical format for routine evaluation of human antibody responses following influenza infection or vaccination.

We describe the enzyme-linked lectin assay (ELLA) for measuring influenza neuraminidase (NA)-inhibition antibody titers in sera. The assay uses peanut agglutinin to quantify galactose residues that become accessible when NA removes sialic acid from fetuin-coated, 96-well plates.

Messung von Influenza-Neuraminidase Inhibition Antikörpertiter durch Enzyme-Linked-Lectin-Assay

Antibodies to neuraminidase (NA), the second most abundant surface protein on influenza virus, contribute toward protection against influenza. Traditional ...

Optimization of a Quantitative Micro-neutralization Assay

The micro-neutralization (MN) assay is a standard technique for measuring the infectivity of the influenza virus and the inhibition of virus replication. In this study, we present the protocol of an imaging-based MN assay to quantify the true antigenic relationships between viruses. Unlike typical plaque reduction assays that rely on visible plaques, this assay quantitates the entire infected cell population of each well. The protocol matches the virus type or subtype with the selection of cell lines to achieve maximum infectivity, which enhances sample contrast during imaging and image processing. The introduction of quantitative titration defines the amount of input viruses of neutralization and enables the results from different experiments to be comparable. The imaging setup with a flatbed scanner and free downloadable software makes the approach high throughput, cost effective, user friendly, and easy to deploy in most laboratories. Our study demonstrates that the improved MN assay works well with the current circulating influenza A(H1N1)pdm09, A(H3N2), and B viruses, without being significantly influenced by amino acid substitutions in the neuraminidase (NA) of A(H3N2) viruses. It is particularly useful for the characterization of viruses that either grow to low HA titer and/or undergo an abortive infection resulting in an inability to form plaques in cultured cells.

This study describes an imaging-based micro-neutralization assay to analyze the antigenic relationships between viruses. The protocol employs a flatbed scanner and has four steps, including titration, titration quantitation, neutralization, and neutralization quantitation. The assay works well with current circulating influenza A(H1N1)pdm09, A(H3N2), and B viruses.

Optimierung eines Assay Quantitative Mikroneutralisations

The micro-neutralization (MN) assay is a standard technique for measuring the infectivity of the influenza virus and the inhibition of virus replication. ...

A Method to Assess Fc-mediated Effector Functions Induced by Influenza Hemagglutinin Specific Antibodies

Antibodies play a crucial role in coupling the innate and adaptive immune responses against viral pathogens through their antigen binding domains and Fc-regions. Here, we describe how to measure the activation of Fc effector functions by monoclonal antibodies targeting the influenza virus hemagglutinin with the use of a genetically engineered Jurkat cell line expressing an activating type 1 Fc-Fc&#947;R. Using this method, the contribution of specific Fc-Fc&#947;R interactions conferred by immunoglobulins can be determined using an in vitro assay.

We describe a method to measure the activation of Fc-mediated effector functions by antibodies that target the influenza virus hemagglutinin. This assay can also be adapted to assess the ability of monoclonal antibodies or polyclonal sera targeting other viral surface glycoproteins to induce Fc-mediated immunity.

Eine Methode zur Bewertung von Fc-vermittelten Effektor-Funktionen durch Influenza Hämagglutinin spezifische Antikörper induziert

Antibodies play a crucial role in coupling the innate and adaptive immune responses against viral pathogens through their antigen binding domains and ...

An Optimized Hemagglutination Inhibition (HI) Assay to Quantify Influenza-specific Antibody Titers

Antibody titers are commonly used as surrogate markers for serological protection against influenza and other pathogens. Detailed knowledge of antibody production pre- and post-vaccination is required to understand vaccine-induced immunity. This article describes a reliable point-by-point protocol to determine influenza-specific antibody titers. The first protocol describes a method to specify the antigen amounts required for hemagglutination, which standardizes the concentrations for subsequent usage in the second protocol (hemagglutination assay, HA assay). The second protocol describes the quantification of influenza-specific antibody titers against different viral strains by using a serial dilution of human serum or cell culture supernatants (hemagglutination inhibition assay, HI assay).
As an applied example, we show the antibody response of a healthy cohort, which received a trivalent inactivated influenza vaccine. Additionally, the cross-reactivity between the different influenza viruses is shown and methods to minimize cross-reactivity by using different types of animal red blood cells (RBCs) are explained. The discussion highlights advantages and disadvantages of the presented assays and how the determination of influenza-specific antibody titers can improve the understanding of vaccine-related immunity.

An Optimized Hemagglutination Inhibition HI Assay to Quantify Influenza-specific Antibody Titers

The presented protocols describe how to perform a hemagglutination inhibition assay to quantify influenza-specific antibody titers from serum samples of influenza vaccine recipients. The first assay determines optimal viral antigen concentrations by hemagglutination. The second assay quantifies influenza-specific antibody titers by hemagglutination inhibition.

Eine optimierte Hämagglutination Inhibition (HI) Assay, Influenza-spezifischen Antikörper-Titer zu quantifizieren

Antibody titers are commonly used as surrogate markers for serological protection against influenza and other pathogens. Detailed knowledge of antibody ...

Medizin

Use of an Influenza Antigen Microarray to Measure the Breadth of Serum Antibodies Across Virus Subtypes

The influenza virus remains a significant cause of mortality worldwide due to the limited effectiveness of currently available vaccines. A key challenge to the development of universal influenza vaccines is high antigenic diversity resulting from antigenic drift. Overcoming this challenge requires novel research tools to measure the breadth of serum antibodies directed against many virus strains across different antigenic subtypes. Here, we present a protocol for analyzing the breadth of serum antibodies against diverse influenza virus strains using a protein microarray of influenza antigens.
This influenza antigen microarray is constructed by printing purified hemagglutinin and neuraminidase antigens onto a nitrocellulose-coated membrane using a microarray printer. Human sera are incubated on the microarray to bind antibodies against the influenza antigens. Quantum-dot-conjugated secondary antibodies are used to simultaneously detect IgG and IgA antibodies binding to each antigen on the microarray. Quantitative antibody binding is measured as fluorescence intensity using a portable imager. Representative results are shown to demonstrate assay reproducibility in measuring subtype-specific and cross-reactive influenza antibodies in human sera.
Compared to traditional methods such as ELISA, the influenza antigen microarray provides a high throughput multiplexed approach capable of testing hundreds of sera for multiple antibody isotypes against hundreds of antigens in a short time frame, and thus has applications in sero-surveillance and vaccine development. A limitation is the inability to distinguish binding antibodies from neutralizing antibodies.

We present a protocol for using a protein microarray constructed by printing influenza antigens onto nitrocellulose-coated slides to simultaneously probe serum for multiple antibody isotypes against over 250 antigens from different virus strains, thus allowing measurement of the breadth of serum antibodies across virus subtypes.

Verwendung eines Influenza-Antigen-Mikroarrays zur Messung der Breite von Serum-Antikörpern über Virussubtypen hinweg

The influenza virus remains a significant cause of mortality worldwide due to the limited effectiveness of currently available vaccines. A key challenge ...

The Hemagglutination Inhibition Assay to Detect Serum Antibodies Against a Target Antigen

Source: Kaufmann, L. et al., <a href="https://app.jove.com/v/55833">An Optimized Hemagglutination Inhibition (HI) Assay to Quantify Influenza-specific Antibody Titers.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a hemagglutination inhibition assay for detecting serum antibodies against specific antigens. Confirmation of hemagglutination inhibition in the test well and hemagglutination in the control well is achieved through distinct visual patterns. This assay plays a crucial role in assessing immune response, vaccine effectiveness, and studying viral infections in virology and immunology.

Der Hämagglutinationshemmungsassay zum Nachweis von Serumantikörpern gegen ein Zielantigen

All procedures involving human participants have been performed in compliance with the institutional, national, and international guidelines for human ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Immunology

Immunodiagnostics

Specialized Assays

An Assay to Measure Influenza Neuraminidase Inhibition Antibody Titers

Source: Gao, J., et al. <a href="https://app.jove.com/v/54573">Measuring Influenza Neuraminidase Inhibition Antibody Titers by Enzyme-linked Lectin Assay.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates an assay measuring influenza neuraminidase (NA) inhibiting antibody titers in a serum sample. A serum sample containing antibodies against NA is added to a fetuin-coated microwell plate. Upon adding the virus, the antibodies prevent viral NA from cleaving fetuin and exposing its galactose moiety. A peroxidase-conjugated lectin is then added, which binds to the exposed galactose. The NA-inhibiting antibody titer is determined using a colorimetric test, where a peroxidase substrate gets cleaved by the immobilized lectin-conjugated peroxidase to produce color.

Ein Assay zur Messung von Antikörpertitern zur Influenza-Neuraminidase-Hemmung

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Preparation of Reagents and ...

Antibody-Based Technologies

Characterization and Functional Analysis

Viral Antigen Microarray Assay to Detect Antibody Isotypes in Serum Against Viral Antigen

Source: Khan, S., et al., <a href="https://app.jove.com/v/59973">Use of an Influenza Antigen Microarray to Measure the Breadth of Serum Antibodies Across Virus Subtypes.</a> J. Vis. Exp. (2019)
In this video, we demonstrate the process for detecting antibody isotypes in multiple human serum samples using a microarray slide printed with antigenic subtypes of influenza virus strains.

Viraler Antigen-Microarray-Assay zum Nachweis von Antikörper-Isotypen im Serum gegen virales Antigen

Source: Khan, S., et al., Use of an Influenza Antigen Microarray to Measure the Breadth of Serum Antibodies Across Virus Subtypes. J. Vis. Exp. (2019)
In ...