Das Projekt wurde unterstützt von Lundbeck-Stiftung, die Novo Nordisk Stiftung, dem dänischen Medical Research Council, der Ludvig und Sara Elsass Foundation, der Stiftung für Forschung in der Neurologie und Jytte und Kaj Dahlboms Stiftung. R.A stützt sich auf eine frühe Karriere Postdoc Fellowship of National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)

Alle hier beschriebenen Versuchsverfahren Animal Care und Ethik Komitee der UNSW Sydney eingehalten und wurden in Übereinstimmung mit der National Health and Medical Research Council (NHMRC) Australien Regelungen für Tierversuche durchgeführt.
(1) experimentelle einrichten
Hinweis: 12 Woche alte, weibliche lang-Evans-Ratten wurden in diesem Verfahren verwendet.
<ol><li>Die Ratte in eine Induktion-Kammer mit 4 % Isofluran und 1 L pro min O2 Durchfluss zu betäuben. Bestätigen Sie ausreichende Anästhesie durch Tests des aufrichtenden Reflexes zu und gewährleisten Sie seine Abwesenheit zu, bevor Sie das Tier aus der Induktion Kammer entfernen. Beachten Sie, dass verschiedene Anästhetika differenzielle Auswirkungen auf Nerven Erregbarkeit10haben.</li>
	<li>Sicher platzieren Sie des Tieres Schnauze in der Rumpfspitze Anlage und liefern Sie eine Erhaltungsdosis von 2,5 % Isofluran und 1 L pro min O2 Durchfluss.</li>
	<li>Bestätigen Sie ausreichende Anästhesie durch Überprüfung von Pedal Rückzug und der Hornhaut Reflexe durch Einklemmen des Tieres Zehen und sanft berühren seine Auge. Hinweis: Anwendung der Tierarzt Salbe auf Augen, Trockenheit während Narkose zu verhindern ist empfehlenswert, aber nicht notwendig, da der Eingriff in der Regel 30 min pro Tier dauert.</li>
	<li>Pflegen Sie die Körpertemperatur der Ratte bei 37 ° C mit einer Heizmatte Feedback gesteuert und eine rektale Thermometer-Sonde. Stellen Sie Heizmatte und integrierte Körper-Temperatur-Sensor bis 40 ° C Schädigung der Haut zu verhindern, die mit höheren Temperaturen auftritt. Hinweis: Es ist zu überwachen und aufzeichnen physiologische Maßnahmen (Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung, Körpertemperatur und Atemfrequenz) alle 10 s mit dem Einsatz von einem tierischen physiologischen monitoring-System empfohlen. Optimale Aufnahme Verfahren sollten lokale Messung der Temperatur der Gliedmaßen umfassen, so sich die periphere Temperatur kälter als der Kern Temperatur11 (Abbildung 1 lassen).</li>
	<li>Tragen Sie antiseptische Handschuhe und immer verwenden Sie Instrumente, die gereinigt wurden mit 70 % Ethanol um zu einem Pathogen-freies Umfeld während des Verfahrens zu erhalten.</li>
</ol>(2) elektrophysiologische einrichten
<ol><li>Verwenden Sie niedrige Impedanz Platin Elektroenzephalogramm (EEG) Nadelelektroden für dieses Verfahren.</li>
	<li>Bereiten Sie die Aufnahme Nadelelektroden durch Einfügen der Aufnahme Nadelelektrode (Abbildung 1, angegeben in lila) durch die Hypothenar Muskeln und die Referenzelektrode durch den dorsalen Aspekt der 4. Ziffer (Abbildung 1, angegeben in Orange) zusammengesetzte Muskel Aktionspotentiale (CMAPs) aufnehmen.</li>
	<li>Ort der Masseelektrode über die Haut auf dem überlegenen Aspekt des Unterarms zwischen Förderung und Aufnahme Elektroden (Abbildung 1, angegeben in grün). Achten Sie beim Einlegen der Elektroden zur Vermeidung von Muskelgewebe.</li>
	<li>Bereiten Sie die perkutane anregende Nadelelektroden durch Einfügen von der Kathode (Abbildung 1, beschriftet in blau) ca. 4 mm distal der cubital tunnel am Ellenbogen. Legen Sie die Anode (Abbildung 1, beschriftet in rot) ca. 1 cm nach proximal durch die Haut der Region sowie.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Abbildung 1: Schematische Darstellung der Nadel Elektrode Platzierungen in der Ratte Vordergliedmaße. Die Kathode (blau) ist ca. 4 mm distal der cubital Tunnel am Ellenbogen und die Anode (rot) eingefügt ist ca. 1 cm nach proximal durch die Haut der Region sowie. Die Masseelektrode (grün) Nadel wird durch die Haut auf dem überlegenen Aspekt des Unterarms zwischen Förderung und Aufnahme Elektroden eingefügt. Die Aufnahme (lila) und Referenzelektroden (Orange) Nadel sind durch die Hypothenar Muskeln und der dorsalen Aspekt der 4th Ziffer eingefügt. Der Temperaturfühler (grau) wird auf dem überlegenen Aspekt der Thenar Muskel platziert. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
(3) axonalen Erregbarkeit Verfahren
<ol><li>Nagetier motorischen Nervus TRONDNF Protokoll verwendet eine halbautomatische durchführen, kontrollierte axonalen Erregbarkeit Computerprogramm (siehe die Tabelle Materialien) um eine konstant aktuelle Stimulator und einem Verstärker verbunden. Entfernen Sie überschüssige elektrische Störungen, die 50 Hz mit einem 50/60 Hz-Rauschen-Eliminator.<ol>
<li>Aufzeichnen der CMAP vom Hypothenar Muskel durch gleichzeitiges visualisieren die CMAP-Morphologie und anwenden einer 1 ms Rechtecksignal Puls des ulnaren Nervs mit der Kathode-Nadel-Elektrode.<ol>
<li>Um optimale Aufnahmen erzielen, sorgfältig justiert die Winkel und/oder die Position der Kathode ist eine optimale biphasische-Response-Kurve mit konstanter Amplitude erreicht (Abbildung 2A). Sobald die optimale Position festgestellt worden ist, stabilisieren Sie die Kathode mit einem Repositionierbarer Elektrodenhalter. Hinweis: Die Software automatisch liefert der Test-Reize, wie unten beschrieben, und steigt oder sinkt den Strom benötigt, um die Schwelle zu erreichen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Aufzeichnen eine Stimulus-Response-Kurve durch schrittweise Erhöhung der Reizintensität von 1 ms Impuls von 1 mA bis eine maximale Reaktion erreicht ist. Hinweis: Die lila und grüne Linie in Abbildung 2 b und 2C stellt die inkrementelle Steigerung von der Reizstärke und das automatisierte System bzw.. Die Ziel-Amplitude für Schwelle tracking wird automatisch auf 40 % der maximalen Amplitude auf den Bereich der die steilste Piste auf der Reiz-Reaktions-Kurve entsprechend eingestellt. Die Veränderung der "Schwelle" (d. h. Reiz benötigt, um 40 % zu entlocken CMAP) induziert durch verschiedene Test Reize ist die Variable für den Rest des Protokolls erhalten.</li>
		<li>Zeichnen mehrere axonalen Erregbarkeit Parameter, einschließlich Schwelle Electrotonus (TE), Strom-Schwelle (ich / V) Beziehung und Recovery-Zyklus (RC) wie in der Referenz beschrieben12. Hinweis: Das Computerprogramm kontrollierten axonalen Erregbarkeit bewertet die Schwelle (TE) mit einer 100 ms Eingangssignale depolarisierende und hyperpolarizing Ströme, die bei ±20 % und ±40 % der Kontrolle Schwelle aktuelle festgelegt ist. Die Veränderung der Schwellenwert nach depolarisierende und hyperpolarizing Ströme wird automatisch zu 14 Zeitpunkten während der 100 ms polarisierenden aktuelle und 12 Punkte nach der polarisierenden aktuelle aufgezeichnet. Schwelle Electrotonus indirekt beurteilt die Internodien maßgearbeitet und ist ein Marker des Membranpotentials. I / V-Verhältnis ist mit 200 ms Eingangssignale Klimaanlage Strömungen, die in ihrer Intensität von + 50 abwechseln beurteilt %-100 % der Kontrolle Schwelle in 10 % Schritten. I / V-Verhältnis unterscheidet sich zu TE, dass die Strömungen in der Dauer länger sind, die Intensität der Polarisation wird schrittweise verändert von + 50 %-100 % und die Schwelle Änderung bemisst sich an jede Intensität 1 ms nach der polarisierenden aktuelle aufgehört hat. Die I / V-Verhältnis bietet einen Einblick in die gleichrichtende Eigenschaften des Axon1. Die RC ist bewertet mit einem gekoppelten Puls Paradigma, wo, ein ersten supramaximalen Klimaanlage Impuls angewendet wird gefolgt von eine Reihe von Test-Reize in bestimmten Intervallen von 2,5 ms bis 200 Ms. dieses Parameters testet eine klar definierte Reihe von Ereignissen, die auftreten in der Knotenpunkte Region des Axons nach supramaximalen Stimulation. Zu diesen Ereignissen gehören, die Inaktivierung von Voltage-gated Na+ Kanäle, das macht es schwieriger, eine anschließende Reaktion auslösen und ist durch die Feuerfestigkeit und die relative feuerfesten Zeitraum 1quantifiziert. Danach erfolgt eine Erhebung der Internodium und eine gesteigerte Erregbarkeit, vermittelt durch schnelle Kaliumkanäle, durch Superexcitability quantifiziert. Schließlich vermitteln langsam aktivierenden Kaliumkanäle Spätzeit des reduzierten Erregbarkeit, als Subexcitability quantifiziert.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Abbildung 2: Rohdaten aus einer axonalen Erregbarkeit Test Zentrale A zeigt Abiphasic-CMAP-Wirkungs-Kurve nach schrittweise Erhöhung der Stimulation des ulnaren Nervs. Platten B und C stellen die Reizintensität (mA) und Amplitude der CMAP (mV), beziehungsweise. Die grüne Komponente B und C zeigt die automatische inkrementelle Rückgang der Reizstärke und der zugehörigen sigmoid geformte Rückgang CMAP Schwelle tracking gefordert.
4. Post Elektrophysiologie Verfahren
<ol><li>Übertragen Sie die Ratte zu einem separaten Käfig, bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat. Lassen Sie kein Tier unbeaufsichtigt und in Gesellschaft anderer Tiere bis es vollständig aus der Narkose erholt hat. Sobald die Ratte aus der Narkose vollständig erholt hat, übertragen Sie es wieder in seinem ursprünglichen Käfig.</li>
	<li>Nach Abschluss der Studie einschläfern der Ratte ohne Schmerzen für das Tier, z.B. tödliche intraperitoneale Injektion von ein Barbiturat (z.B. Lethabarb).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside:+a+translational+neuroscience+perspective.">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li><li>Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li><li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity.">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li><li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients.">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse.">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li><li>Bo&#235;rio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1(G93A)+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle &amp; Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li><li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+motor+axons+of+SOD1(G127X)+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration.">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li><li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A.">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li><li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models.">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li><li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice.">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li><li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy:+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+(Neurodiab).">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents.">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li><li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb:+a+technique+to+improve+translational+utility.">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li><li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration.">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li><li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation.">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li><li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Na+/K++pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve.">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die beschriebene Vorgehensweise zeigt eine einfache und zuverlässige, ermöglicht die minimal-invasive Technik, die der biophysikalischen Eigenschaften und das Potenzial der Membran des Axons in kurzer Zeit. Im Vergleich zu anderen mehr invasiven Techniken, die die Belichtung des Nervs erfordern, das vorliegende Verfahren der axonalen Erregbarkeit Prüfung induziert minimaler Gewebeschädigung, wodurch es in Vivo Beurteilung, die die physiologischen Bedingungen des bewahrt die Nerven von Interesse und für wied...

Elektrophysiologische Techniken ist ein wesentliches Instrument für die in Vivo -Untersuchung des peripheren Nervenfunktion bei neurologischen Erkrankungen. Konventionelle Nerv Wärmeleitung Methoden nutzen supramaximalen Reize motor Aktionspotential Amplitude und Latenz aufnehmen. Diese Techniken bieten daher nützliche Informationen über die Anzahl der Durchführung von Fasern und die Leitgeschwindigkeit der schnellsten Fasern. Ein wertvolles ergänzendes Instrument ist der axonalen Erregbarkeit zu testen. Diese Technik nutzt ausgefeilte elektrophysiologische Stimulation Muster indirekt die biophysikalischen Eigenschaften der peripheren Nerven, wie die Aktivität der Ionenkanäle, Energie-abhängige Pumpen, Ionenaustausch Prozesse und Membranpotential bewerten 1.
Axonalen Erregbarkeit zu testen ist in der klinischen Einstellung, pathophysiologische Prozesse und Wirkungen therapeutischer Interventionen auf verschiedenen neurologischen Erkrankungen zu untersuchen häufig genutzt. Vor allem axonalen Erregbarkeit Maßnahmen reagieren empfindlich auf therapeutische Interventionen, die Funktion der peripheren Nerven wie intravenöses Immunglobulin (IVIg) Therapie2, beeinflussen Chemotherapie3 und Calcineurin-Inhibitor (CNI) 4. Obwohl diese Studien wichtige Erkenntnisse zur Verfügung gestellt haben, klinische Studien oft entgegen, Untersuchung der frühen Krankheit Eigenschaften und neuartige Therapieoptionen5. Daher hat die Verwendung dieser Methoden in Tiermodellen der neurologischen Erkrankungen vor kurzem Traktion6,7,8,9gewonnen. In der Tat, diese Methoden bieten die Möglichkeit, die spezifischen Nerv Erregbarkeit Veränderungen im Zusammenhang mit diesen Erkrankungen, so translationalen Forschung voranbringen zu verstehen.
Das hier beschriebene Verfahren ist eine einfache und zuverlässige Methode, um Rekord axonalen Erregbarkeit Maßnahmen auf der ulnaren Nerven intakt Ratte.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>QTracS Program</td>
			<td>Digitimer Ltd.</td>
			<td></td>
			<td>Axonal excitability program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz</td>
			<td>SDR Scientific</td>
			<td>850005</td>
			<td>Stimulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Performance AC Amplifier Model LP511</td>
			<td>Grass Technologies</td>
			<td></td>
			<td>Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Humbug 50/60Hz Noise eliminator</td>
			<td>Quest Scientific Instruments</td>
			<td>726310</td>
			<td>Noise eliminator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes</td>
			<td>Grass Technologies</td>
			<td>F-E2-24</td>
			<td>Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes</td>
			<td>Cephalon</td>
			<td>9013L0702</td>
			<td>Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multifunction I/O Device Model USB-6341</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Multifunction input/output device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iron Base Plate IP</td>
			<td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotating X-block X-4</td>
			<td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Stand GJ-8</td>
			<td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator M-3333</td>
			<td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing

Elektrophysiologie ermöglicht eine objektive Beurteilung der peripheren Nerv Funktion in Vivo. Traditionelle Nervenleitgeschwindigkeit Maßnahmen wie Amplitude und Latenz chronische Axon Verlust und Demyelinisierung, bzw. zu erkennen. Axonalen Erregbarkeit Techniken "von Schwelle tracking" erweitern auf diese Maßnahmen durch die Bereitstellung von Informationen über die Aktivität der Ionenkanäle, Pumpen und Wärmetauscher, die beziehen sich auf akute Funktion und degenerative Ereignisse vorausgehen können. Als solche können die Verwendung der axonalen Erregbarkeit in Tiermodellen der neurologischen Störungen eine Maßnahme nützlich in Vivo um neue therapeutische Interventionen zu beurteilen. Hier beschreiben wir einen Versuchsaufbau für mehrere Maßnahmen der axonalen motorischen Erregbarkeit Techniken in der Ratte ulnaris.
Die Tiere sind mit Isofluran betäubt und sorgfältig überwacht werden, um konstante und ausreichende Tiefe der Narkose zu gewährleisten. Körpertemperatur, Atemfrequenz, Herzfrequenz und Sättigung des Sauerstoffs im Blut werden kontinuierlich überwacht. Axonalen Erregbarkeit Studien werden durchgeführt mit perkutane Stimulation des ulnaris und Aufnahme von den Hypothenar Muskeln Vordergliedmaße Pfote. Mit der Platzierung der richtigen Elektrode wird eine klare Verbindung Muskel Aktionspotential, die Amplitude steigt mit zunehmender Reizstärke aufgezeichnet. Kein automatisiertes Programm wird dann genutzt, um eine Reihe von elektrischen Impulsen zu liefern, die 5 spezifischen Erregbarkeit Maßnahmen in der folgenden Reihenfolge zu generieren: Stimulus Ansprechverhalten, Stärke Dauer Zeitkonstante, Schwelle Electrotonus, Strom-Schwelle Beziehung und der Regenerationszyklus.
Die hier vorgestellte Daten zeigen, dass diese Maßnahmen wiederholbar sind und Ähnlichkeit zwischen links und rechts ulnaren Nerven zeigen wenn am selben Tag geprüft. Eine Einschränkung dieser Techniken in dieser Einstellung ist die Wirkung der Dosis und Zeit unter Narkose. Sorgfältige Überwachung und Aufzeichnung dieser Variablen sollten für die Prüfung zum Zeitpunkt der Analyse durchgeführt werden.

Elektrophysiologische Maßnahmen von der Ratte ulnaris wurden mit diesem Protokoll erzielt. Abbildung 3 zeigt einen Aufnahme von der linken ulnaren Nerv einer 12 Wochen alten weiblichen lange Evans Ratte Vertreter. Zusammengesetzte Muskel-Aktionspotenzial bezieht sich auf die Anzahl der Durchführung von Fasern, die gleichzeitig aktiviert werden. Die supramaximalen Spitze Antwort (mV) (Abbildung 3A) zeigt die Peak-Reaktion erreic...

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In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

in-vivo-electrophysiological-measurement-rat-ulnar-nerve-with-axonal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

9.1K Aufrufe.  University of New South Wales. Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

Serie: In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Nerve Excitability Assessment in Chemotherapy-induced Neurotoxicity

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy produces symptoms of numbness and paraesthesia in the limbs and may progress to difficulties with fine motor skills and walking, leading to functional impairment. In addition to producing troubling symptoms, chemotherapy-induced neuropathy may limit treatment success leading to dose reduction or early cessation of treatment. Neuropathic symptoms may persist long-term, leaving permanent nerve damage in patients with an otherwise good prognosis3. As chemotherapy is utilised more often as a preventative measure, and survival rates increase, the importance of long-lasting and significant neurotoxicity will increase.
There are no established neuroprotective or treatment options and a lack of sensitive assessment methods. Appropriate assessment of neurotoxicity will be critical as a prognostic factor and as suitable endpoints for future trials of neuroprotective agents. Current methods to assess the severity of chemotherapy-induced neuropathy utilise clinician-based grading scales which have been demonstrated to lack sensitivity to change and inter-observer objectivity4. Conventional nerve conduction studies provide information about compound action potential amplitude and conduction velocity, which are relatively non-specific measures and do not provide insight into ion channel function or resting membrane potential. Accordingly, prior studies have demonstrated that conventional nerve conduction studies are not sensitive to early change in chemotherapy-induced neurotoxicity4-6. In comparison, nerve excitability studies utilize threshold tracking techniques which have been developed to enable assessment of ion channels, pumps and exchangers in vivo in large myelinated human axons7-9.
Nerve excitability techniques have been established as a tool to examine the development and severity of chemotherapy-induced neurotoxicity10-13. Comprising a number of excitability parameters, nerve excitability studies can be used to assess acute neurotoxicity arising immediately following infusion and the development of chronic, cumulative neurotoxicity. Nerve excitability techniques are feasible in the clinical setting, with each test requiring only 5 -10 minutes to complete. Nerve excitability equipment is readily commercially available, and a portable system has been devised so that patients can be tested in situ in the infusion centre setting. In addition, these techniques can be adapted for use in multiple chemotherapies.
In patients treated with the chemotherapy oxaliplatin, primarily utilised for colorectal cancer, nerve excitability techniques provide a method to identify patients at-risk for neurotoxicity prior to the onset of chronic neuropathy. Nerve excitability studies have revealed the development of an acute Na+ channelopathy in motor and sensory axons10-13. Importantly, patients who demonstrated changes in excitability in early treatment were subsequently more likely to develop moderate to severe neurotoxicity11. However, across treatment, striking longitudinal changes were identified only in sensory axons which were able to predict clinical neurological outcome in 80% of patients10. These changes demonstrated a different pattern to those seen acutely following oxaliplatin infusion, and most likely reflect the development of significant axonal damage and membrane potential change in sensory nerves which develops longitudinally during oxaliplatin treatment10. Significant abnormalities developed during early treatment, prior to any reduction in conventional measures of nerve function, suggesting that excitability parameters may provide a sensitive biomarker.

This abstract describes a novel method to assess the development of neurotoxicity in patients receiving chemotherapy treatment. While conventional assessment methods are limited in their ability to detect early changes in nerve function, nerve excitability techniques provide early identification of patients at risk of severe neurotoxicity and insight into pathophysiology.

Nervenerregbarkeit Assessment in Chemotherapie-induzierte Neurotoxizität

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. ...

Forschung

Neurowissenschaften

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Gleichzeitig<em&gt; Ex vivo</em&gt; Funktionsprüfung von zwei Netzhäute von<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogramm-System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

In vivo - Gentransfer auf Schwann - Zellen in der Nagerischiasnerv durch Elektroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.

In Vivo Einzelmolekül-Tracking bei Drosophila präsynaptischen motorischen Nerv Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Screening of Axonal Degeneration in Carpal Tunnel Syndrome Using Ultrasonography and Nerve Conduction Studies

Axonal degeneration, indicative of surgical decompression, may coexist in carpal tunnel syndrome (CTS) as the disease progresses. However, the current diagnostic and severity gradation system cannot clearly indicate its coexistence, resulting in&#160;confusion of appropriate treatment prescription. There are also constraints in conventional methods for&#160;differentiation as well. This study aims at introducing an innovative, efficient, and quick screening protocol to differentiate axonal degeneration associated with CTS, using ultrasound and nerve conduction studies (NCS). It starts by using NCS to perform orthodromic stimulation at the wrist, to obtain the sensory conduction of the median and the ulnar nerves respectively. Meanwhile, the motor conduction&#160;of the median nerve is collected by stimulating the palm, wrist, and elbow, followed by the stimulation of the ulnar nerve at the wrist,&#160;below and above the elbow. Then, an ultrasound assessment is performed, using a linear array transducer, with cross-sectional area (CSA) and perimeter (P) at the wrist and at the one-third distal forearm calipered. Ratios (R-CSA, R-P) and changes from wrist to one-third distal forearm (&#916;CSA and &#916;P) are calculated according to a standard format. Potential axonal degeneration coexisting in CTS will be screened according to the criteria of NCS and cut-off values of ultrasound measurements established in a previous study. In terms of its noninvasiveness, low cost, convenience, and efficiency, it is easy to apply ultrasound complimentarily in clinical practice to prescreen patients with potential coexisting axonal degeneration. Nevertheless, the ultrasonographic imaging cannot directly reflect axonal degeneration. It still relies on conventional but invasive methods&#160;such as electromyography (EMG) and biopsy&#160;for confirmation if needed.

Here we present a protocol using nerve conduction studies and ultrasound to screen potential axonal degeneration associated with carpal tunnel syndrome. The criteria for differentiation are established. Compared to conventional approaches, this method is noninvasive, convenient, and efficient, with an overall satisfactory accuracy, sensitivity, and specificity.

Screening der axonalen Degeneration im Karpaltunnel-Syndrom mit Ultraschall und Nerv Übertragung Studien

Axonal degeneration, indicative of surgical decompression, may coexist in carpal tunnel syndrome (CTS) as the disease progresses. However, the current ...

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial nerve can be manipulated along its entire length, from its intracranial segment to its extratemporal course. There are three primary types of nerve injury used for the experimental study of regenerative properties: nerve crush, transection, and nerve gap. The range of possible interventions is vast, including surgical manipulation of the nerve, delivery of neuroactive reagents or cells, and either central or end-organ manipulations. Advantages of this model for studying nerve regeneration include simplicity, reproducibility, interspecies consistency, reliable survival rates of the rat, and an increased anatomic size relative to murine models. Its limitations involve a more limited genetic manipulation versus the mouse model and the superlative regenerative capability of the rat, such that the facial nerve scientist must carefully assess time points for recovery and whether to translate results to higher animals and human studies. The rat model for facial nerve injury allows for functional, electrophysiological, and histomorphometric parameters for the interpretation and comparison of nerve regeneration. It thereby boasts tremendous potential toward furthering the understanding and treatment of the devastating consequences of facial nerve injury in human patients.

This protocol describes a reproducible approach to facial nerve surgery in the rat model, including descriptions of various inducible patterns of injury.

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...