Implantation von kombinierten telemetrischen EKG- und Blutdrucktransmittern zur Bestimmung der spontanen Baroreflexsensitivität bei bewussten Mäusen

Die Baroreflexsensitivität beschreibt den Zusammenhang zwischen Veränderungen des arteriellen Blutdrucks und Reflexänderungen der Herzfrequenz. Wenn der Blutdruck steigt, sinkt die Herzfrequenz und umgekehrt. Die kombinierte telemetrische Elektrokardiogramm- und Blutdruckmessung bei bewussten Mäusen ermöglicht die Bestimmung der Baroreflexempfindlichkeit.

Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber älteren Methoden zur Bestimmung der Baroreflexsensitivität besteht darin, dass sie den spontanen Reflex misst. Die Mäuse sind wach und müssen nicht gefesselt werden. Es sind keine invasiven Verfahren wie die Injektion von vasoaktiven Medikamenten erforderlich, um Blutdruckänderungen herbeizuführen.

Der Baroreflex kann zur Risikostratifizierung von Patienten mit Herzerkrankungen wie arterieller Hypertonie, Myokardinfarkt und Herzinsuffizienz eingesetzt werden. Krankhafte Veränderungen der Baroreflexsensitivität sind mit einem erhöhten Risiko für kardiale Mortalität verbunden. Es ist daher ein wichtiger prognostischer Marker für Herz-Kreislauf-Erkrankungen.

Die mikrochirurgischen Details wie die Punktion und Kanülierung der Halsschlagader sind die anspruchsvollsten Schritte des Protokolls. Es muss darauf geachtet werden, dass die Nähte ausreichend gespannt sind, um den Blutfluss vorübergehend zu stoppen und die Arterie für die Kanülierung leicht anzuheben. Beginnen Sie mit einem Trimmer, um den Operationsbereich einer anästhesierten Maus von unterhalb des Kinns in Richtung der transversalen Brustmuskeln zu rasieren.

Nachdem Sie die Maus in Rückenlage positioniert haben, tragen Sie Augensalbe auf, um die Augen des Tieres während der Narkose zu schützen. Tragen Sie Enthaarungscreme auf den zuvor rasierten Operationsbereich auf. Entfernen Sie nach drei bis vier Minuten Haare und Enthaarungscreme mit einem Wattepad und warmem Wasser und achten Sie darauf, dass die Haut sauber und frei von Haar- oder Cremeresten ist, damit die Wunde während der Operation nicht kontaminiert wird.

Machen Sie einen ein bis 1,5 Zentimeter langen geraden Schnitt durch die Haut des Halses, der direkt unter dem Kinn beginnt. Schaffen Sie einen subkutanen Raum auf beiden Seiten des Schnittes, indem Sie die Haut mit einer stumpfen Dissektionsschere vom darunter liegenden Bindegewebe trennen und dabei darauf achten, die Haut mit der Pinzette nicht zu stark einzuklemmen, da dies zu Nekrosen und zu einer Beeinträchtigung der Wundheilung nach der Operation führen kann. Trennen Sie die Ohrspeicheldrüse und die Unterkieferdrüsen mit Watteapplikatoren, um die Muskulatur über der Luftröhre freizulegen.

Die linke Speicheldrüse wird mit einer gekrümmten Dissektionszange zurückgezogen, um die linke Halsschlagader zu identifizieren, die sich lateral der Luftröhre befindet. Präparieren Sie die Halsschlagader vorsichtig mit einer gekrümmten Pinzette vom angrenzenden Gewebe und achten Sie darauf, den Vagusnerv, der entlang des Gefäßes verläuft, nicht zu verletzen. Setzen Sie die stumpfe Dissektion fort, um die linke Halsschlagader auf eine Länge von etwa 10 Millimetern freizulegen und sie vollständig von der Gefäßfaszie und dem Vagusnerv zu trennen.

Führen Sie eine nicht resorbierbare Fünf-mal-Null-Seidennaht unter den isolierten Teil der Halsschlagader, während Sie das Blutgefäß mit einer gebogenen Pinzette leicht anheben, um die Reibung zwischen den Nähten und der Halsschlagader zu verringern. Platzieren Sie die Naht kranial direkt proximal zur Bifurkation der Halsschlagader. Bilden Sie dann einen Knoten und binden Sie ihn, um das Gefäß dauerhaft zu ligieren.

Befestigen Sie beide Enden der kranialen Okklusionsnaht mit chirurgischem Klebeband am Operationstisch. Führen Sie eine zweite Okklusionsnaht unter die Halsschlagader und platzieren Sie sie kaudal in einem Abstand von etwa fünf Millimetern zur Schädelnaht, wobei ein loser Knoten gebunden wird. Fixieren Sie beide Nahtenden mit chirurgischem Klebeband.

Positionieren Sie eine dritte Naht zwischen der kranialen und der kaudalen Okklusionsnaht, um den Katheter an Ort und Stelle zu halten, während die Arterie kanüliert wird, und machen Sie einen lockeren Knoten. Ziehen Sie vorsichtig an der kaudalen Verschlussnaht und fixieren Sie sie mit Spannung, um den Blutfluss vorübergehend zu stoppen und die Arterie leicht anzuheben. Mit der gebogenen Nadel vorsichtig in die Arterie proximal der kranialen Okklusionsnaht einstechen.

Während Sie die Halsschlagader mit der gebogenen Nadel leicht anheben, fassen Sie den Katheter mit einer Gefäßkanülenzange, führen Sie ihn in die kleine Punktion ein und lassen Sie ihn langsam in das Gefäß gleiten. Ziehen Sie gleichzeitig die gebogene Nadel vorsichtig zurück. Wenn der Katheter die kaudale Okklusionsnaht erreicht, ziehen Sie die sichere Naht leicht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu halten.

Lösen Sie die kaudale Okklusionsnaht, so dass der Katheter weiter bewegt werden kann, bis seine Spitze im Aortenbogen positioniert ist. Sobald der Katheter richtig positioniert ist, befestigen Sie ihn mit allen drei Nähten und schneiden Sie die Enden so kurz wie möglich ab, ohne die Knoten zu fest zu ziehen. Bilden Sie vom Hals aus einen subkutanen Tunnel, der auf die linke Flanke des Tieres gerichtet ist, und formen Sie mit einer kleinen stumpfen Präparierschere einen kleinen Beutel.

Spülen Sie den Tunnel mit einer Ein-Milliliter-Spritze, die mit warmer, steriler 0,9%iger Natriumchloridlösung gefüllt ist, und geben Sie etwa 300 Mikroliter der Lösung in den Beutel. Heben Sie die Haut vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette an und führen Sie den Körper des Sendegeräts in den Beutel ein, wobei Sie darauf achten müssen, den Blutdruckkatheter nicht aus der Halsschlagader zu ziehen. Bilden Sie mit einer stumpfen Präparierschere einen dünnen Tunnel zum rechten Brustmuskel und führen Sie die negative Elektrode mit einer stumpfen Pinzette in den Tunnel ein.

Fixieren Sie das terminale Ende der Elektrode mit einem Stich am Brustmuskel mit sechs mal null resorbierbarem Nahtmaterial. Bilden Sie eine Schlaufe in der positiven Elektrode, positionieren Sie ihre Spitze im linken Bereich der Schwanzrippe und sichern Sie ihre Position mit einer resorbierbaren Naht von sechs mal null. Schließen Sie die Haut mit einzelnen Knoten und verwenden Sie nicht resorbierbares Nahtmaterial.

Tragen Sie zusätzlich eine kleine Menge Gewebekleber auf jeden Knoten auf, um zu verhindern, dass das Tier in die Naht beißt, und um eine Dehiszenz zu verhindern. Tragen Sie 10 % Povidon-Jod-Hydrogel auf die Wunde auf, um Wundinfektionen während der Genesungsphase zu verhindern. Zur vorbeugenden Schmerzlinderung wird Carprofen in 0,9%igem Natriumchlorid subkutan injiziert, während die Maus noch unter Narkose steht.

Stellen Sie eine Hälfte des Käfigs für 12 Stunden nach der Operation auf eine Heizplattform mit einer Temperatur von 36 Grad Celsius und bringen Sie die Maus in den warmen Bereich, damit das Tier die Möglichkeit hat, im warmen Bereich zu bleiben oder im Wachzustand in den kühleren Teil des Käfigs zu wechseln. Untersuchen Sie nach der Datenerfassung Blutdruck- und EKG-Spuren und suchen Sie nach einer dreistündigen Sequenz mit geringer Aktivität. Um eine Baroreflex-Sensitivitäts- oder BRS-Analyse durchzuführen, öffnen Sie das BRS-Analysefenster.

Überprüfen Sie manuell jede im Bedienfeld angezeigte Sequenz und schließen Sie ektopische Schläge, Sinuspausen, arrhythmische Ereignisse oder verrauschte Daten aus, um sie erfolgreich von der Analyse auszuschließen. Dieses Protokoll kann für eine präzise BRS-Analyse und eine breite Palette von EKG- oder BP-abgeleiteten Parametern wie EKG-Intervalle, Blutdruckvariabilität und Arrhythmie-Erkennungen verwendet werden. Eine gesunde Maus, die sich ausreichend von der Operation erholt hat, zeigt während der Dunkelphase einen physiologischen Anstieg der Aktivität, der Herzfrequenz und des Blutdrucks.

Die Sequenzmethode wurde zur Bestimmung des BRS verwendet, wobei der systolische Blutdruck und die RR-Intervalle während kurzer Sequenzen von drei oder mehr Schlägen mit einem spontanen Anstieg oder Abfall des systolischen Blutdrucks auf Schlag-zu-Schlag-Basis untersucht wurden. Um die Korrelation zwischen RR und systolischem Blutdruck zu bewerten, wurden beide Parameter gegeneinander aufgetragen und die Steigung der linearen Regressionsgeraden für jede Sequenz berechnet. Die Gesamtzahl der Sequenzen pro 1.000 Schläge und die durchschnittliche Verstärkung der spontanen BRS, die sich in den Steigungen der linearen Regressionslinien widerspiegelt, die aus der RR nach systolischer Blutdruckrelation berechnet werden, sind Parameter von Interesse in der Analyse.

In Phasen höherer Aktivität kann die Signalqualität abnehmen und Rauschen verursachen. Das Einstellen von zwei niedrigen Werten für den minimalen Korrelationskoeffizienten führt auch zu falschen Erkennungen von Sequenzen, die nicht die Baroreflexaktivität widerspiegeln, sondern von arrhythmischen Beads stammen. Für die Interpretation von Barorezeptor-Sensitivitätsdaten ist es wichtig, die funktionellen Ebenen zu berücksichtigen, die am Barorezeptorreflex beteiligt sind.

Auf neuronaler Ebene können afferente, zentrale oder efferente Komponenten des Reflexes verändert sein. Auf kardiovaskulärer Ebene kann eine verminderte oder erhöhte Reaktionsfähigkeit des Sinusknotens zu Veränderungen der Barorezeptorsensitivität führen. Mit diesen Daten kann man nicht nur die Baroreflexsensitivität und die Funktion des kardialen Sinusknotens bestimmen, sondern auch eine Vielzahl von EKG- und Blutdruckparametern.

Dazu gehören zum Beispiel der systolische und diastolische Blutdruck, EKG-Intervalle, Herzratenvariabilität oder Zikadenrhythmen.