Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem Eli und Edythe Broad Center of Regenerative Medizin unterstützt und Zellforschung an der UCLA-Trainingsprogramm zu ASS und AIM, Philip J. Whitcome Fellowship AIM Stem und National Institutes of Health (HL130290) zu MLIA.

HINWEIS: Dieses Protokoll wurde von der Animal Research Committee an der University of California in Los Angeles genehmigt. 1. Die präoperative Vorbereitung und Anästhesie <ol><li> Achten Sie darauf, sterile Technik während des gesamten Verfahrens zu beobachten. </li><li> Sterilisieren alle chirurgische Versorgung in einem Autoklav mit. </li><li> Schalten Sie auf beheizten Nagetier chirurgische Plattform vor der Narkoseeinleitung, so dass es auf geeignete Temperatur (37 ° C) und unter Stereomikroskop für die Visualisierung während der chirurgischen Prozedur erwärmen kann. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Anästhesie Induktionskammer und induzieren mit 4% Isofluran bei einer Strömungsgeschwindigkeit von 1 l / min. <ol><li> sorgfältig überwachen, die Atemfrequenz und Fußballen Hautfarbe der Maus während der Induktion. </li><li> Nach der Atemfrequenz verlangsamt, die Maus aus der Induktionskammer zu entfernen und für die chirurgische Vorbereitung mit dem Gesicht in getrennten nosecone und Wartung Isofluran Konzentration von 2,5% auf vorgewärmten Pad platzieren. </li><li> Führen toe pinch Angemessenheit der Narkose zu beurteilen. </li></ol></li><li> Bewerben Augensalbe auf die Cornea und subkutan verabreichen präoperativen Carprofen (5 mg / kg). </li><li> Bewegen Sie die Maus im Liegen und im Gebrauch Clippers Haar von Bauch zu entfernen. </li><li> Bereiten Sie den OP-Bereich mit drei Wechsel scheuert von Povidonjodid und 70% Isopropylalkohol mit steriler Gaze-Pads aufgetragen. </li><li> Bewegen Sie die Maus liegt auf dem Rücken beheizten Nagetier chirurgische Plattform mit dem Gesicht in nosecone und sichern Sie alle Extremitäten und sorgfältig Position der Maus, so dass der Bauch mit dem Stereomikroskop sichtbar ist. </li><li> Platzieren sterile, Klebeverbände entlang jeder Kante des hergestellten chirurgischen Bereich. </li><li> Titriere Isoflurankonzentration ausreichende Anästhesie während der Operation zu erhalten, während die spontane Atmung aufrechterhalten wird. </li></ol> 2. infrarenalen Spann <ol><li> Machen Sie eine 3 cm lange Inzision entlang der Mittellinie des Bauches mit einem Skalpell, beginnend approximately 0,5 cm schlechter als die Xiphoidbasis. </li><li> einfahren sanft die Haut mit einer Pinzette und sezieren Haut weg von der Bauchdecke einer feinen Schere mit dem feinen Bindegewebe zu schneiden. </li><li> Anwenden 0,05-0,1 ml 0,5% Bupivacain in die Muskelwand und bilden einen 2 cm Einschnitt in der Bauchdecke die Bauchorgane zu belichten. <ol><li> Wenn die Blutung entlang Bauchdecke tritt, gelten sanften Druck mit einem Wattestäbchen. </li></ol></li><li> Heben Sie vorsichtig den Darm mit Kochsalzlösung getränkten Wattestäbchen verwenden. HINWEIS: Achten Sie darauf, stumpfes Trauma auf die jejunal und Ileum-Arterien und auf einem warmen, steriler Kochsalzlösung durchtränkt Gazeschwamm außerhalb der Bauchhöhle zu vermeiden. <ol><li> Decken Sie die Eingeweide mit einem anderen warmen, steriler Kochsalzlösung durchtränkt Gazeschwamm Feuchtigkeitsverlust zu vermeiden. </li></ol></li><li> Legen Sie einen Aufroller das Rektum und setzen die retroperitoneum zu lateralisieren. </li><li> Legen Sie kleine Gazekompressen als notwendig für die Visualisierung von retroperitoneum die Verfolgung der Anzahl verwendet. </li><li> Auf der Ebene der unteren Pol der rechten Niere, mit scharfen Dissektionszangen an der Aorta ein retroperitonotomy lateral zu machen. HINWEIS: Achten Sie darauf, nicht die untere Hohlvene oder der umgebenden Gefäße zu verletzen. <ol><li> Unverblümt retroperitoneale Gewebe aus der Aorta sezieren wobei darauf geachtet, nicht die untere Hohlvene oder der umgebenden Gefäße zu perforieren. </li></ol></li><li> Legen Sie die Gefäßklemme über die Aorta für mindestens 1 min oder anderen bestimmten Zeit, und überprüfen Okklusion durch visuelle Beobachtung Mangel an Pulsatilitäts in distalen Aorta. </li><li> Entfernen Sie die Gefäßklemme und Hämostase überprüfen. Hämostase wird erreicht und gewährleistet, wenn keine aktive Bluterguss zu sehen ist. <ol><li> Bestätigen Extravasation durch Zugabe von 0,5 ml Kochsalzlösung in Bauchhöhle und die Beurteilung, ob die Salz zunehmend blutigem wird. Wenn dies der Fall ist, wenden Sie sanften Druck mit der Kochsalzlösung getränkten Applikator für 1 min, um sicherzustellen,Hämostase. </li></ol></li><li> Entfernen Sie alle Gazekompressen platziert in der Visualisierung von retroperitoneum zu unterstützen und ersetzen Darm in situ in Bauch. </li><li> Spülen Sie die Bauchhöhle mit vorgewärmten steriler Kochsalzlösung. </li></ol> 3. Schließung der Laparotomie und Haut <ol><li> Schließen Sie die Bauchdecke Muskelschicht mit einem 5-0 geflochten, resorbierbaren einzigen fortlaufende Naht. </li><li> Schließen Haut mit 1-3 Tropfen Polymerklebstoff und dann anschließend mit Wundklammern, sobald der Klebstoff gesetzt. </li></ol> 4. Wiederherstellung und postoperative Beurteilung <ol><li> Übertragen Sie die Maus auf eine Erholung Käfig auf einem Heizkissen mit Nahrung und Wasser auf dem Boden des Käfigs. </li><li> die Maus für Anzeichen von Atemnot genau überwachen. Verabreichen Carprofen (5 mg / kg) täglich für 48 Stunden postoperativ pro Institution Richtlinien. <ol><li> Verwenden Sie kein Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten sternal Recum wiedergewonnen hatBency. </li></ol></li><li> Bringen Sie die Maus zu einem normalen Käfig mit Futter und Wasser. <ol><li> Nicht ein Tier zurück, die Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis sie vollständig erholt. </li></ol></li><li> Beurteilen Sie Wunde auf einer täglichen Basis für Aufplatzen und entfernen Clips am ersten postoperativen Tag 14. </li></ol> 5. Aortendissektion und Anfärben <ol><li> Wählen Mäuse für Opfer basierend auf dem bestimmten Zeitpunkt von Interesse folgende Abtragung Verletzung. </li><li> Sacrifice Mäuse über Isofluran Inhalation und sofort mit 5 mg Methacholin Chlorid injizieren zu glatten Gefäßmuskelentspannung führen. </li><li> Nach der Bestätigung des Todes durch Atmungs Aufhören, Mangel an Hornhautreflex und Mangel an Bewegung, perfundieren mit 4% Paraformaldehyd in Phosphat-gepufferter Salzlösung bei einem Perfusionsdruck von 100 mm Hg über die linke Herzkammer für 10 min. </li><li> Verwenden Sie ein Sezieren Stereo sorgfältig die intakte abdominalen Aorta getrennt vondie umliegenden Gewebe. </li><li> Transekts die Aorta rostral zu den Nierenarterien und kaudal der iliakalen Bifurkation und über einen Längsschnitt entlang der dorsalen Oberfläche geöffnet. </li><li> Pin der Aorta flach auf einem 35 mm Silikon beschichtete Schale mit der luminalen Seite bis zur Fixierung für nicht weniger als 2 Stunden, aber nicht mehr als 12 Stunden. Anschließend kann das Gewebe eingebettet werden entweder für das Schneiden oder in en face ganze-mount Immunzytochemie verwendet. </li><li> Berg Aorten mit luminalen Seite mit Blick auf das Deckglas auf Glasobjektträger für die konfokale Mikroskopie gefärbt. </li></ol>

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Appropriate+use+of+drug-eluting+stents:+balancing+the+reduction+in+restenosis+with+the+concern+of+late+thrombosis.">Appropriate use of drug-eluting stents: balancing the reduction in restenosis with the concern of late thrombosis.</a> Lancet (London, England). 371, 2134-2143 (2008).</li><li>Gucu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+temporary+vascular+occluder+poloxamer+407+Gel+on+the+endothelium.">Effects of temporary vascular occluder poloxamer 407 Gel on the endothelium.</a> J Cardiothorac Surg. 8, (2013).</li><li>Holt, A. W., Tulis, D. 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Possible role of chronic vascular injury in restenosis.</a> Int J Cardiovasc Intervent. 2, 21-26 (1999).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Arterielle denudation Verletzungen durch perkutane Eingriffe, wie der Ballon - Angioplastie und Gefäss - Stents, führen in der frühen und späten Gefäßthrombose und Restenose und trägt zur rezidivierende ischämische Ereignisse 3,12. Interessanterweise hat chirurgische Gefäßklemm auch als Ursache für arterielle denudation gebracht worden, das Ausmaß des Problems zu Patienten erweitern jede vaskuläre Verfahren unterziehen, ob die perkutane oder offen 13. Während beeinträchtigt Reendothe...

Thrombosis und Restenose sind ernst Früh- und Spätkomplikationen bei Patienten , die perkutane Gefäßinterventionen wie endovaskuläre Ballon - Angioplastie und Stenting 1,2 laufen. Mehrere Strategien wurden diese Komplikationen, insbesondere dualen Thrombozytenaggregationshemmer-Therapie und Medikamenten-freisetzende Stents zu adressieren eingesetzt. Jedoch wenig Aufmerksamkeit wurde auf der zugrunde liegenden Ursache der Thrombose und Restenose, nämlich den Verlust der endothelialen Zellabdeckung (Denudation) angeordnet ist. Denudation Verletzung ist eine unvermeidliche Folge der interventionellen Verfahren aufgrund von mechanischen Trauma der Blutgefäßwand. Diese mechanische Trauma kann zur Beschädigung und Entfernung der Schutz Endothelschicht und Belichtung der Basalmembran und der vaskulären glatten Muskulatur führen zu zirkulierenden Blut 3. Der Verlust von Endothelzellen in diesen Bereichen schafft eine pro-thrombotischen und proinflammatorische Umgebung, die nicht nur Thrombozytenadhäsion und anschließender Thrombose fördert, sondern einelso stimuliert Migration und Proliferation von vaskulären glatten Muskelzellen in die neointimale Verdickung und Restenose resultierenden 4. Diese Komplikationen und die damit verbundenen Therapien, führen zu einer erheblichen Morbidität, insbesondere rezidivierende ischämische Krankheit und Blutungsereignisse, die die menschliche Gesundheit auswirken. Re-Endothelialisierung der denudierten Verletzung von den Wundrändern ist von überragender Bedeutung in 5 Thrombose und Restenose verhindert wird . Autopsy Ergebnisse und Tiermodellen effektiv verringert Raten Thrombose mit einer Deckungssumme von Stent 6,7 Streben. Drug-eluting Stents entwickelt Raten von Restenose zu verringern durch Proliferation der glatten Muskulatur und Neointimalhyperplasie Hemmung, führen zu erheblichen Beeinträchtigungen im arteriellen Reendothelialisierung und steigende Preise von späten Thrombose 3. Leider ist für Reendothelialisierung die Mechanismen zu verstehen, war ein langsamer Prozess, vor allem durch das Fehlen ap begrenztchenden Tiermodellen 8. Mehrere Tiermodelle für das Verständnis der Rolle von Endothelzellen und vaskulären glatten Muskelzellen Arterienverletzung folgenden haben 7,9,10 geschaffen. Die Ratte A. carotis Ballonverletzung Modell ist am besten charakterisiert und wurde die Wirkung von Entblößung Verletzung am Brutto, zellulärer und molekularer Ebene 11 zu studieren eingesetzt. Dennoch ist ein in hohem Maße reproduzierbar Mausmodell der arteriellen denudation Verletzung mit ausgezeichneten Überlebensraten fehlen und dringend benötigte Vorteile von mehreren transgenen Linien zu nehmen zur Verfügung zu besseren vaskuläre Regeneration in mehreren Einstellungen aufzuklären. Dieses Manuskript stellt ein Mausmodell der arteriellen denudation Verletzung, die reproduzierbar und einfach durchzuführen. Der Ansatz wurde in mehreren transgenen Linien minimale Morbidität und Mortalität. Wegen der breiten Anzahl von genetisch veränderten Mauslinien, dieses Modell kann verwendet werden,Aufklärung der molekularen Mechanismen Reendothelialisierung nach Abtragung Verletzung zugrunde liegt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="762">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:289px;">Zeiss Discovery.V12 Stereomicroscope</td>
			<td style="width:187px;">Zeiss</td>
			<td colspan="2" style="width:285px;">495037-9904-000</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Rodent Heated Surgical Platform</td>
			<td style="width:187px;">Protech International</td>
			<td style="width:119px;">RES4000</td>
			<td>Heated platform for body temperature maintenance with nosecone for anesthestic maintenance and on which surgical procedure is performed</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:187px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:119px;">50033</td>
			<td>4% Induction; 2.5% Maintenance</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:289px;">Isoflurane Vaporizer</td>
			<td style="width:187px;">Summit Medical Equipment</td>
			<td style="width:119px;">470062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stryker T/Pump Warm Water Recirculator</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>TP-700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:289px;">Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment</td>
			<td style="width:187px;">Akorn Animal Health</td>
			<td style="width:119px;">17478-162-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Carprieve (Carprofen)</td>
			<td>Norbrook Laboratories</td>
			<td colspan="2">NDC 55529-131-01</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Oster&#8482; A5 Professional Animal Clipper</td>
			<td>M.Schneider &#38; Sons Inc.</td>
			<td>78005010</td>
			<td>Use with animal clipper size 40</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Adjustable Wire Retractor</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">17004-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Schwartz Micro Serrefines - Sharp Bend</td>
			<td>Fine&#160;Science Tools</td>
			<td>18052-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical Instruments</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td></td>
			<td>sharp dissecting forceps, blunt forceps, fine scissors, spring scissors, hemostat</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">0.5% Marcaine</td>
			<td style="width:187px;">Hospira</td>
			<td style="width:119px;">0409-1610-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">5-0 Suture, Vicryl</td>
			<td style="width:187px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">NC0189890</td>
			<td>tapered needle</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Vetbond</td>
			<td style="width:187px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">NC0304169</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:289px;">Falcon&#174; 35 mm Not TC-Treated Easy-Grip Style Bacteriological Petri Dish</td>
			<td style="width:187px;">Corning</td>
			<td align="right">351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td>
			<td style="width:187px;">Dow Corning</td>
			<td style="width:119px;">3097358-1004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:289px;">Dissecting pins</td>
			<td style="width:187px;">Fisher Scientific</td>
			<td>NC9681411</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reproducible arterial denudation injury by infrarenal abdominal aortic clamping in a murine model

Die perkutane vaskuläre Eingriffe führen gleichmäßig in arteriellen denudation Verletzungen, die anschließend zu Thrombose und Restenose führen. Diese Komplikationen können in Reendothelialisierung innerhalb der Wundränder zugeschrieben Beeinträchtigungen werden. Dennoch bleiben die zellulären und molekularen Mechanismen der Re-Endothelialisierung definiert werden. Während verschiedene Tiermodelle Reendothelialisierung nach arterielle Denudation zu studieren verfügbar sind, einige sind wegen chirurgischer Einschränkungen in der Maus durchgeführt. Dies untergräbt die Möglichkeit, transgene Mauslinien zu nutzen und um den Beitrag spezifischer Gene auf den Prozess der Re-Endothelialisierung untersuchen. Hier präsentieren wir eine Schritt-für-Schritt-Protokoll eine hoch reproduzierbare Mausmodell der arteriellen denudation Verletzung in der infra abdominalen Aorta unter Verwendung externer Gefäßklemm zu schaffen. Immunzytochemische Färbung von verletzten Aorten für Fibrinogen und β-Catenin zeigen die Belichtung eines pro-thrombotischen Oberfläche eind die Grenze von intakten Endothel sind. Das hier vorgestellte Verfahren hat die Vorteile der Geschwindigkeit, hervorragende Gesamtüberlebensrate und die relative technische Einfachheit, ein einzigartig praktisches Werkzeug für die Verhängung von arteriellen denudation Verletzungen in transgenen Mausmodellen zu schaffen. Mit dieser Methode können Forscher die Mechanismen der Re-Endothelialisierung unter normalen oder pathologischen Zuständen aufzuklären.

Achtzig Mäuse haben das Überleben Operationstechnik in diesem Bericht für infra Bauch-Aorten-Spann beschrieben unterzogen. Die Gesamtüberlebensrate betrug 85,9%. Operative Komplikationen waren Darm - Blutungen und große Gefäßperforation, was zu 5,9% und 3,5% Mortalität (Tabelle 1). Nach der Erholung von der Anästhesie gehen, Mäuse normal und keine Anzeichen für eine ischämische Schädigung der minderwertigen Gliedmaßen zeigen. Kein Gewichtsverlust oder Appet...

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Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

die zellulären und molekularen Mechanismen der Reendothelialisierung nach einer arteriellen Verletzung Denudation zu verstehen, ist von größter Bedeutung, Thrombose und Restenose von Arterien zu verhindern. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine reproduzierbare arterielle denudation Verletzung der infraBauchAorta. Das Verfahren wurde entwickelt, um die zugrunde liegenden Mechanismen zu untersuchen, die endotheliale Regeneration unter Verwendung von Maus-Modellen regulieren.

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The overall goal of this surgical procedure is to create a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta to examine arterial re-endothelialization. This method can help answer key questions in vascular biology. For example, what are the molecular mechanisms involved in endothelial regeneration, and what is the contribution endothelial cell progenitors in the process of repair of a wounded endothelium?This technique is a unique and practical tool for imposing denudation injury in mouse transgenic models. Gaining insight into the molecular mechanisms of re-endothelialization will aid in preventing thrombotic events following stent deployment in coronary artery and peripheral vascular disease. Though this method can be used to provide insight into the healing arterial denudation injury, it can also be used to investigate other methods of vascular injury repair.To begin this procedure, place the anesthetized mouse in the supine position on the heated surgical platform and cover its face with the nose cone. Then secure all the extremities with tape and carefully position it so that the abdomen is visible under the stereo microscope. After that, place the sterile adhesive dressings along each edge of the prepared surgical area.Now, make a three-centimeter incision down the midline of the animal's abdomen, using a scalpel, starting approximately 0.5 centimeters inferior to the xiphoid process. Gentry retract the skin with forceps and remove the skin from the abdominal wall by cutting the fine connective tissue. Apply 0.5%Bupivacaine to the muscle wall, then make a two-centimeter incision on the abdominal wall to expose the abdominal organs.After that, gently lift the intestines using saline-soaked cotton-tipped applicators, being careful to avoid blunt trauma to the jejunal and ilial arteries. Place them on a warm, sterile saline-soaked gauze sponge outside the abdominal cavity. Then cover the intestines with another warm, sterile saline-soaked gauze sponge to avoid moisture loss.Next, place a retractor to lateralize the rectum and expose the retroperitoneum. At the level of the inferior pole of the right kidney, use sharp dissecting forceps to make a retroperitonotomy lateral to the aorta, being careful not to injure the inferior vena cava or the surrounding vessels. Then, bluntly dissect the retroperitoneal tissue off the aorta.Place the vascular clamp over the aorta for at least one minute or other specified time and verify occlusion by visually observing the lack of pulsatility in the distal aorta. Following that, remove the vascular clamp and verify hemostasis. Confirm extravasation by adding 0.5 milliliters of saline into the abdominal cavity and assessing if the saline becomes increasingly blood-tinged.In this case, no extravasation is noted. Remove any gauze pads placed to aid in visualization of the retroperitoneum and place the intestines back into the abdomen. Subsequently, irrigate the abdominal cavity using pre-warmed sterile saline.In this procedure, close the abdominal wall muscle layer using a 5-0 braided absorbable single-running suture. Close the skin with one to three drops of polymer adhesive, and then close it with wound clips once the adhesive is set. Afterward, Carprofen is administered and the mouse is transferred to a recovery cage on a heating pad with food and water on the floor.Closely monitor the mouse for signs of respiratory distress, and administer Carprofen daily for 48 hours post-operatively. Do not leave the animal unattended until it has regained sufficient consciousness to maintain sternal recumbency. Subsequently, return the mouse to a normal cage with food and water.At any point after the surgery, the mouse can be sacrificed for evaluation. Using a dissecting stereo microscope, carefully separate the intact abdominal aorta from the surrounding tissues. Dissect the adherent connective tissue off the abdominal aorta, then open the aorta via a longitudinal incision along the dorsal surface.Subsequently, pin the aorta flat on a 35-millimeter silicone-coated dish with the luminal side up for fixation. Subsequently, the tissue can be either embedded for sectioning or used in onfas whole-mount immunocytochemistry. Here, histological evaluation of an uninjured aorta shows the intact tunica intima.In contrast, clamping of the aorta for ten seconds effectively removed the tunica intima with moderate damage to the smooth muscle cell layer, as demonstrated by H and E staining. Denudation of the endothelium occurs at both 10 seconds and 10 minutes, although to different degrees. To determine the optimal aortic clamping time interval required for complete arterial denudation, mice underwent clamping for 10 seconds, one minute, and 10 minutes, and were immediately sacrificed for analysis, as described in the protocol.The area of denudation increased with increasing clamp timings. We deemed one minute of aortic clamping sufficient, which produced a highly reproducible area of denudation measuring 0.88 square millimeters, on average, to result in near-complete arterial denudation injury without evidence of ischemic injury. Measurement of the fibrinogen staining 24 hours after injury of six aortas is approximately 0.81 square millimeters, statistically similar to the 0.88 square millimeter injury noted immediately after injury.Compared to the uninjured endothelium, the wound margin, 24 hours after injury, shows underlying fibrinogen staining, marking re-endothelialization into the denudation injury. Once mastered, this technique can be safely performed within 30 minutes, with ease. By varying the clamp type, application time and area, this technique offers tremendous versatility in denudation injury size that may be manipulated to fit one's study aims.Following this procedure, immunocytochemistry can be performed to suit one's study aims, such as investigating the proliferative potential of endothelial cells during re-endothelialization, or the contribution of inflammatory cells to vascular injury repair. After this development, this technique paved the way for researchers in the field of vascular biology to explore the role of re-endothelialization in vascular injury repair for transgenic mouse models. After watching this video, you should have a good understanding of how to create a reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta.

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