Estudio de los efectos de radiación de tejido normal con hidrogeles de matriz extracelular

Resumen

Este protocolo presenta un método para la descelularización y posterior formación de hidrogel de almohadillas de grasa mamaria murina después de la irradiación ex vivo.

Resumen

La radiación es una terapia para pacientes con cáncer de mama triple negativo. Se desconoce el efecto de la radiación en la matriz extracelular (ECM) del tejido mamario sano y su papel en la recurrencia local en el sitio del tumor primario. Aquí presentamos un método para la descelularización, liofilización y fabricación de hidrogeles ECM derivados de almohadillas de grasa mamaria murina. Se presentan resultados sobre la eficacia del proceso de descelularización, y se evaluaron los parámetros reológicos. Las células de cáncer de mama etiquetadas por GFP y luciferasse encapsuladas en los hidrogeles demostraron un aumento de la proliferación en hidrogeles irradiados. Finalmente, se empleó la tinción conjugada con phalloidin para visualizar la organización del citoesqueleto de las células tumorales encapsuladas. Nuestro objetivo es presentar un método para la fabricación de hidrogeles para el estudio in vitro que imitan el entorno del tejido mamario in vivo y su respuesta a la radiación con el fin de estudiar el comportamiento de las células tumorales.

Introducción

El cáncer se caracteriza por la proliferación excesiva de células que pueden evadir la apoptosis y también hacer metástasis en sitios distantes¹. El cáncer de mama es una de las formas más comunes entre las mujeres en los Estados Unidos, con un estimadode 266.000 nuevos casos y 40.000 muertes en 2018 2. Un subtipo particularmente agresivo y difícil de tratar es el cáncer de mama triple negativo (TNBC), que carece del receptor de estrógeno (ER), el receptor de progesterona (PR) y el factor de crecimiento epidérmico humano (HER2). La radioterapia se utiliza comúnmente en el cáncer de mama para eliminar las células tumorales residuales después de la tumorectomía, pero más del 13% de los pacientes con TNBC todavía experimentan recurrencia en el sitio primario del tumor^3.

Se sabe que la radioterapia es eficaz para mitigar la metástasis y la recurrencia porque lacombinación de lumpectomía y radiación da como resultado la misma supervivencia a largo plazo que la mastectomía 4. Sin embargo, recientemente se ha demostrado que el tratamiento de radiaciónestá asociado con la recurrencia local al sitio del tumor primario en entornos inmunocomprometidos 5,^6. Además, es bien sabido que la radiación cambia la matriz extracelular (ECM) del tejido normal induciendo la fibrosis^7. Por lo tanto, es importante entender el papel de los cambios de ECM inducidos por la radiación en la dictación del comportamiento de las células tumorales.

Los tejidos descelularizados se hanutilizado como modelos in vitro para estudiar la enfermedad 8,^9. Estos tejidos descelularizados preservan la composición de la ECM y recapitulan el complejo in vivo ECM. Este eCM de tejido descelularizado se puede procesar y digerir para formar hidrogeles ECM reconstituidos que se pueden utilizar para estudiar el crecimiento celular y la función^10,11. Por ejemplo, los hidrogeles inyectables derivados del lipoaspirato humano descelularizado y del tejido miocárdico sirvieron como métodos no invasivos de ingeniería tisular, y un hidrogel derivado del tejido pulmonar porcino se utilizó como método in vitro de prueba accesorio de células madre mesenquimales y viabilidad^12,13,14. Sin embargo, no se ha investigado el efecto del daño normal por radiación tisular en las propiedades de ECM.

Los hidrogeles derivados de ECM tienen el mayor potencial para el estudio in vitro de fenómenos in vivo. Se han estudiado otros materiales, incluyendo colágeno, fibrina y matrigel, pero es difícil recapitular sintéticamente la composición del ECM^13. Una ventaja del uso de hidrogeles derivados de ECM es que el ECM contiene las proteínas y factores de crecimiento necesarios para un tejido en particular^14,15. La irradiación de tejido normal durante la tumorectomía causa cambios significativos en el ECM, y los hidrogeles derivados de ECM se pueden utilizar para estudiar este efecto in vitro. Este método podría conducir a modelos in vitro más complejos y más precisos de la enfermedad.

En este estudio, sometimos almohadillas de grasa mamaria murinos (MFP) a radiación ex vivo. Los equipos multifunción se descelularizaron y se convirtieron en una solución pregel. Los hidrogeles se formaron con células 4T1 incrustadas, una línea celular de TNBC murina. Se examinaron las propiedades reológicas del material hidrogel y se evaluó la dinámica de las células tumorales dentro de los hidrogeles. Los hidrogeles fabricados a partir de equipos multifunción irradiados mejoraron la proliferación de células tumorales. Estudios futuros incorporarán otros tipos de células para estudiar las interacciones células celulares en el contexto de la recurrencia del cáncer después de la terapia.

Protocolo

Los estudios en animales se realizaron de acuerdo con las directrices y protocolos institucionales aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Vanderbilt.

1. Preparación y irradiación ex vivo de los equipos de multifunción

1. Sacrificar ratones Nu/Nu atímicos (8-10 semanas) usando asfixia por_CO2 seguida de luxación cervical.
2. Limpie la piel con 70% de etanol.
3. Recoger almohadillas de grasa mamaria (MFP) de ratones sacrificados usando tijeras preesterilizadas y fórceps en un tubo cónico de 15 ml que contiene medios RPMI completos (RPMI complementado con 1% penicilina-estreptomicina y 10% suero bovino fetal) (ver la Tabla de Materiales) (ver la Tabla de Materiales) ).
4. Irradiar muestras a 20 Gy utilizando una fuente de cesio.
5. Lleve los equipos multifunción irradiados y los medios RPMI completos a un gabinete de bioseguridad. Los medios dependerán de la línea celular que se va a cultivar en el hidrogel final. Llene los platos de 6 cm o 10 cm con suficientes medios para sumergir los equipos multifunción. Para platos de 6 cm, utilizar 8 ml de medios, y para platos de 10 cm, utilizar 20 ml de medios.
6. Incubar en una incubadora de CO₂ de 37oC/5% durante dos días. El tiempo en la incubadora puede ajustarse.
7. Enjuague los tejidos en solución salina con fosfato (PBS), desplace el exceso de humedad y coloque las mFP en tubos cónicos de 15 ml para su almacenamiento a -80 oC hasta la descelularización. Este paso de congelación ayuda al paso de descelularización y la muestra debe congelarse incluso si los siguientes pasos están listos.

2. Descelularización (adaptada a partir de las referencias^12,16,17)

NOTA: Este procedimiento se adaptó a partir de métodos publicados anteriormente centrados en la descelularización adiposa, que incluían el detergente iónico desoxicolato de sodio en lugar de sulfato de dodecilo sódico para eliminar el ADN de manera eficiente^{12,16 , 17}.

1. En el día1, retire los equipos multifunción congelados de -80 oC y descongele a temperatura ambiente.
2. Una vez descondezcados, seque brevemente los equipos multifunción secos en una delicada toallita de tarea. Pesar los equipos multifunción utilizando una escala analítica.
3. Usando un par de fórceps con tijeras o un bisturí, divida el tejido en muestras de 3 mm x 3 mm x 3 mm para el estudio del ECM intacto y el tejido restante para la producción de hidrogel.
   NOTA: El número de muestras depende del número de métodos de prueba, por ejemplo, la recopilación de dos muestras se describe a continuación: una para la incrustación de parafina (paso 2.5) y otra para la congelación en el medio de incrustación de criostato, si lo desea (consulte la Tabla de Materiales y el paso 2.6).
4. Pesar los tejidos. Si se incrusta en parafina para la sección, continúe con el paso 2.5. Si se congela en el medio de incrustación criostato para su sección, continúe con el paso 2.6.
5. En una campana química, sumerja el tejido en una formalina tamponada neutra al 10% (NBF) (ver la Tabla de Materiales)durante 24 h a 4oC. Lavar 3 veces en PBS durante 5 min cada uno. Sumerja el tejido en sacarosa al 30% durante 48 h a 4oC.
   1. Pesar el tejido ahora que esta pieza ha sido removida. Continúe con el paso 2.6.
6. En una campana química, coloque las piezas de mFP en un cassette etiquetado preparado con medio de incrustación de criostato. Agregue más medio de incrustación de criostato para cubrir el tejido.
   1. Coloque el cassette en un vaso de precipitados de 2-metilbutano (ver la Tabla de Materiales)que esté preenfriado con nitrógeno líquido. El vaso de precipitados debe tener suficiente 2-metilbutano para cubrir la parte inferior, pero no lo suficiente para sumergir el cassette porque el medio de incrustación de criostato no debe tocar el 2-metilbutano. Deje que el cassette se quede en el 2-metilbutano hasta que el medio de incrustación de criostato se congele y se vuelva opaco.
   2. Envuelva el cassette(s) en papel de aluminio, etiquete y deje a -80 oC hasta que se utilice para el seccionamiento.
      NOTA: Los tejidos colocados inmediatamente en el medio de incrustación de criostatos se seccionaron a 5 m, mientras que los tejidos incubados en sacarosa se seccionaron a 30 m para retener la morfología de los adipocitos.
7. Use fórceps para masajear manualmente el tejido restante.
   NOTA: Las piezas de tejido también se pueden colocar en 10% NBF durante 24-48 h, enjuagarse en PBS y dejarse en 70% de etanol hasta que se lainten en parafina. Después de la incrustación, se pueden utilizar secciones de 5 m para la tinción de hematoxilina y eosina (H & E) (ver sección 7 a continuación).
8. Coloque los equipos multifunción en platos de 6 cm con una solución de 5 ml de trippsina/0,05% EDTA. Incubar a 37oC durante 1 h. Rocíe y limpie los platos con 70% de etanol antes de colocarlos en la incubadora.
9. Utilice coladores de 0,7 mm para lavar los equipos multifunción con agua desionizada (DI) vertiendo agua sobre el tejido tres veces. Use fórceps para masajear manualmente el tejido entre lavados.
10. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese. Coloque los tejidos en un vaso de precipitados preautoclave que contenga una barra de agitación de tamaño adecuado. Cubra los tejidos con 60 ml de 3% t-octilphenoxypolyethoxyethanolethanol (ver la Tabla de Materiales)por 1 g de tejido y revuelva durante 1 h a temperatura ambiente. Utilice un mínimo de 20 ml.
11. Vierta el tejido y el contenido en un colador. Enjuague el vaso de precipitados con agua DI y vierta sobre los tejidos. Repita dos veces más. Utilice fórceps para masajear manualmente el tejido entre enjuagues.
12. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese. Vuelva a colocar los tejidos y las barras de revuelo en los mismos vasos de precipitados y cubra con 60 ml de ácido desoxicólico al 4% por 1 g de tejido. Revuelva durante 1 h a temperatura ambiente. Utilice un mínimo de 20 ml.
13. Vierta el tejido y el contenido en un colador de malla. Enjuague el vaso de precipitados con agua DI y vierta sobre los tejidos. Repita dos veces más. Utilice fórceps para masajear manualmente el tejido entre enjuagues.
14. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese.
15. Coloque los tejidos en el mismo vaso de precipitados con agua DI fresca suplementada con 1% penicilina-estreptomicina. Cubrir firmemente con película de parafina. Dejar pasar la noche a 4oC.
16. Lave los coladores y vasos para usarlos al día siguiente.
17. En el día2, drenar el contenido del vaso de precipitados en un colador. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese.
18. Coloque los equipos multifunción en el mismo vaso de precipitados con una barra de agitación de tamaño adecuado. Cubrir con 60 ml 4% de etanol/0,1% solución de ácido peracético por 1 g de tejido. Utilice un mínimo de 20 ml. Revuelva durante 2 h a temperatura ambiente.
19. Vierta el tejido y el contenido en un colador de 0,7 mm. Use fórceps para masajear manualmente el tejido. Vuelva a colocar el contenido en el vaso de precipitados. Lavar el tejido cubriéndolo con 60 ml de 1x PBS por 1 g de tejido. Utilice un mínimo de 20 ml. Revuelva durante 15 min a temperatura ambiente. Repita una vez.
20. Vierta el tejido y el contenido en un colador de 0,7 mm. Use fórceps para masajear manualmente el tejido. Vuelva a colocar el contenido en el vaso de precipitados. Lavar el tejido cubriéndolo con 60 ml de agua DI por 1 g de tejido. Utilice un mínimo de 20 ml. Revuelva durante 15 min a temperatura ambiente. Repita una vez.
21. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese. Vierta el tejido y el contenido en un colador. Use fórceps para masajear manualmente el tejido.
22. Vuelva a colocar el contenido en el vaso de precipitados. Cubrir los tejidos con 60 ml de 100% n-propanol por 1 g de tejido. Utilice un mínimo de 20 ml. Revuelva durante 1 h a temperatura ambiente.
23. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese. Vierta el tejido y el contenido en un colador de 0,7 mm. Use fórceps para masajear manualmente el tejido.
24. Vuelva a colocar el contenido en el vaso de precipitados. Lavar el tejido cubriéndolo con 60 ml de agua DI por 1 g de tejido. Utilice un mínimo de 20 ml. Revuelva durante 15 min a temperatura ambiente. Repita tres veces.
25. Vierta el tejido y el contenido en un colador. Repita los pasos 2.3–2.6 para recoger trozos de tejido para la incubación y congelación de sacarosa en el medio de incrustación de criostato.
26. Seque brevemente el tejido en una tarea delicada, limpie y pese. Colocar en un tubo de 15 ml etiquetado. Congele a -80 oC durante la noche.

3. Liofilización

1. Retirar los tubos de 15 ml de -80 oC y colocarlos sobre hielo seco. Mantenga las muestras congeladas en hielo seco hasta que estén en el liofilizador.
2. Retire las tapas. Utilice una banda de goma para fijar una delicada toallita de tarea en la parte superior para cubrir la abertura. Ponga muestras en el liofilizador durante al menos 2 días.
3. Retire las muestras del liofilizador y coloque los tubos en hielo seco. Elimine las toallitas de tarea delicadas que pesan cada muestra en una escala analítica. Fije las tapas y colóquelas a -80 oC durante la noche.

4. Fresado

1. Llene un recipiente poco profundo con nitrógeno líquido. Retirar las muestras del congelador de -80 oC. Pesar cada mFP liofilizada.
2. Coloque una muestra en el mortero. Utilice un guante criogénico para sujetar el mortero en el nitrógeno líquido.
3. Utilice un pestillo unido a un taladro de mano para fresar la muestra. Fresa en intervalos de 1 min para comprobar el progreso y eliminar la mano enguantada del nitrógeno líquido. Molino durante un mínimo de 5 min.
4. Repita el proceso para todas las muestras. Rocíe y limpie el mortero y pestle con etanol entre cada muestra.
5. Almacene las muestras en polvo en tubos de 15 ml a -80 oC hasta que estén listas para su uso.
   NOTA: Las muestras se pueden utilizar inmediatamente o almacenar durante la noche.

5. Formación de hidrogel

1. Si se almacena a -80 oC durante la noche, retirar y descongelar a temperatura ambiente. Mientras se descongela, calcule el peso necesario de la pepsina (ver Tabla de Materiales)y el volumen de ácido clorhídrico (HCl) necesario para cada muestra que dé como resultado una solución con 1% p/v de muestra de polvo y 0,1% p/v de pepsina en 0,01 M HCl. Añadir la pepsina al HCl para formar una solución de pepsina-HCl.
2. Agregue el polvo de muestra y la solución de pepsina-HCl a un tubo de 15 ml. Agregue una pequeña barra de agitación y revuelva durante 48 horas.
3. Colocar los tubos en hielo durante 5 min. Calcular el volumen necesario de 10x PBS necesario para cada muestra que resulte en una solución con una concentración de PBS 1x. Agregue el volumen apropiado de 10pbS a cada tubo.
4. Agregue 10% v/v 0.1 M NaOH a cada solución para alcanzar el pH 7.4. Utilice un papel de pH para analizar individualmente.
   NOTA: La solución de gel puede conservarse a 4oC durante una semana.

6. Encapsulación de células en hidrogeles

1. Uso de células etiquetadas con GFP y luciferasa
   1. Utilizando la solución de gel pH 7.4, resuspenda las células 4T1 con etiqueta GFP y luciferasa a una concentración de 500.000 o 1.000.000 de células/ml de solución de gel. Añadir 16 l de solución de células de gel a cada pocal de una corredera de cámara de 16 pozos. Incubar durante 30 min a 37oC.
   2. Agregue 100 s de medios RPMI completos a cada pocto. Continuar la incubación durante 48 h a 37oC. Las células etiquetadas con GFP y luciferasa se pueden visualizar mediante microscopía de fluorescencia a las 0 horas, 24 horas y 48 horas después de la gelación.
      NOTA: La proliferación celular se puede medir para las células 4T1 etiquetadas por GFP y luciferasa utilizadas aquí añadiendo (S)-4,5-Dihydro-2-(6-hydroxy-2-benzothiazolyl)-4-thiaazolecarboxylic ácido potasio sal (ver la Tabla de Materiales) a los pozos durante 10 minutos durante 10 minutos y realizar imágenes de bioluminiscencia utilizando un sistema de imágenes de bioluminiscencia (ver Tabla de Materiales). Tras la toma de imágenes de bioluminiscencia, se puede visualizar el citoesqueleto (ver sección 10).
2. Uso de celdas sin etiquetar
   1. Utilizando la solución de gel pH 7.4, resuspenda las células 4T1 no etiquetadas peletizadas a una concentración de 500.000 o 1.000.000 de células/ml de solución de gel. Añadir 16 l de solución de gel-célula a cada pocal de un portaobjetos de cámara de 16 pocillos y una placa de 96 pocillos. Incubar durante 30 min a 37oC.
   2. Añadir 100 s l de medios a cada poca. Continuar la incubación durante 48 h a 37oC.
      NOTA: Se puede medir la viabilidad celular (ver sección 11). El portaobjetos de cámara de 16 pocillos se puede utilizar para la toma de imágenes, y la placa de 96 pocillos se puede utilizar para la cuantificación.

7. Tinción H & E

1. Para el tejido fijado en formalina, incrustado en parafina, se subsuvan las diapositivas que contienen 5 secciones de m dos veces en 100% de xileno (5-10 min) para la desparafinación. Rehidratar sumergiendo en 100%, 95%, 85%, y 70% etanol durante 5 min cada uno seguido de agua DI durante 5 min. Continúe en el paso 7.6.
2. Para secciones de tejido congelado, tome secciones inmediatamente del congelador y sumerjalas en 10% NBF durante 10 min. Lavar en 1pbS tres veces durante 5 min cada una. Enjuagar en agua durante 5 min.
3. Núcleos de manchas con hematoxilina durante 3 min. Enjuague en agua corriente del grifo.
4. Diferenciar por inmersión 1–2 veces en 0.3% alcohol ácido (0.3% HCl en 70% etanol). Enjuague con agua corriente del grifo durante 5 min.
5. Añadir agente de color adolece para 30 s. Enjuague en agua corriente del grifo durante 5 min. Sumergir en etanol 95% durante 30 s.
6. Incubar con eosina durante 90 s a temperatura ambiente. Deshidratar en 3 cambios de etanol 100% durante 5 min cada uno.
7. Sumerja dos veces en 100% xileno durante 5 min cada uno. Añadir distyrene-plasticiser-xileno (medio de montaje DPX0 a la diapositiva y añadir un cubreobjetos. Deje que se cure durante la noche antes de tomar imágenes.

8. 1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-naphthol manchado

1. Prepare 1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-naphthol solución.
   1. Añadir 0.5 g de 1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-polvo de naftalina a un vaso de precipitados con 100 ml de propilenglicol. Calentar a 95–100 oC mientras se agita durante al menos 30 min. Evitar que la temperatura supere los 100 oC.
   2. Retire el vaso de precipitados del fuego y deje enfriar ligeramente. Vierta la solución a través del papel de filtro cualitativo de grado 4 para eliminar las partículas residuales.
      NOTA: La solución se puede almacenar a temperatura ambiente y debe filtrarse a través de un filtro de jeringa de 0,45 m inmediatamente antes de la tinción.
2. Manchas de tejido congelado.
   1. Retirar los portaobjetos del congelador de -80 oC y secar al aire durante 30 min. Preenfríe 10% NBF a -20 oC durante 30 minutos en un frasco de Coplin. Fijar los portaobjetos a temperatura ambiente durante 10 minutos. Lavar en agua DI 3 veces durante 5 min cada uno.
   2. Retire el exceso de agua con una delicada toallita antes de sumergirse en propilenglicol 2 veces durante 5 minutos cada uno. Retire las diapositivas del propilenglicol. No enjuague.
   3. Coloque los portaobjetos en la solución de tinción oil Red O filtrada por jeringa durante 3 h a temperatura ambiente.
   4. Diferenciar colocando diapositivas en 85% propilenglicol durante 5 min. Enjuague las muestras en PBS dos veces durante 5 min cada una.
   5. Muestras de manchas con hematoxilina durante 30 s. Lavar en agua corriente del grifo durante 5 minutos y luego colocar los portaobjetos en agua DI.
   6. Monte las muestras utilizando un medio de montaje acuoso y permita que los medios se sequen durante la noche antes de tomar imágenes.

9. Reología

1. Lleve las soluciones pregel del paso 5.4 al reómetro sobre hielo.
2. Fije un brazo y una placa de 25 mm al reómetro. Abra el software de reología en el ordenador conectado al reómetro.
3. Realice la asignación rotacional y determine la separación cero. Levante el brazo cuando esté completo.
4. Pipetear 500 l de pre-gel en la placa. Baje el brazo hasta que la solución pregel ocupe completamente el espacio entre la placa y el brazo. Sea conservador porque bajar el brazo más allá de este punto resultará en la solución pre-gel derramarse fuera del lado.
5. Realizar un barrido de frecuencia en la solución pregel de 0,1-100 Hz después de que se haya mantenido a 37 oC durante 30 minutos.
6. Levante el brazo del reómetro cuando esté completo. Limpie el líquido con una toallita de tarea delicada. Enjuagar con agua DI y limpiar con una delicada toallita de tarea. Repita los pasos 9.4–9.6 con muestras adicionales.

10. Tinción conjugada con falloidina de F-actina

1. Lleve la solución conjugada con phalloidin a temperatura ambiente. Centrifugar brevemente a baja velocidad antes de la apertura. Alícuota suficiente solución para el ensayo, y almacenar el resto a -20 oC.
2. Diluir 1000x solución de material conjugado de faloidina a una solución de trabajo 1x mediante la adición de 1 solución de stock de L a 1 mL 1x PBS + 1% albúmina sérica bovina (BSA). Esto hace suficiente para 10 pozos (100 l/bien).
   NOTA: Uno puede utilizar 1pbS simple, pero 1x PBS + BSA se prefiere para evitar que el conjugado de faloidina se pegue al tubo. No almacene esta solución después del ensayo. Se puede añadir una solución de trabajo a la mancha de núcleos de 1 l de colorante fluorescente azul (véase la solución de trabajo Tabla de materiales). La solución de trabajo se puede hacer mezclando 1 l de 20 mM de colorfluorescenta azul con 11,3 l 1 x PBS.
3. Aspirar medios de pozos (paso 6.1). Enjuague los pozos con 1x PBS.
4. Añadir 10% NBF. Incubar pozos con 10% NBF durante 20 min a temperatura ambiente. Retire el sobrenadante. Lave 3 veces con PBS durante 5 min cada vez.
5. Añadir 0.1% t-Octylphenoxyethoxyethanolethanol en PBS durante 5 min. Aspirar y lavar 3 veces con PBS durante 5 min cada vez.
6. Agregue 100 sal de solución de trabajo del paso 10.2 a cada pocto. Incubar durante 1 h a temperatura ambiente. Aspirar y lavar 3 veces con PBS durante 5 min cada vez. Dejar en PBS a 4oC.
7. Aspirar y quitar los pozos de la junta en la corredera de la cámara. Utilice pinzas de punta de aguja para retirar la junta de la corredera. Monte y cubra las muestras utilizando un medio de montaje acuoso. Dejar curar (5 min).
8. Observar las células bajo un microscopio de fluorescencia a excitación/emisión de 590/618 nm.

11. Ensayo de viabilidad

1. Enjuague las células con PBS (DPBS) de Dulbecco. Añadir 100 s de DPBS que contengan 1 m de calceína AM y 2 m de etidio homodímero a cada pocillo. Incubar durante 30 min a temperatura ambiente.
2. Imagen de la corredera de 16 pozos mediante microscopía de fluorescencia. La calceína acetoxymethyl (calceína AM) se puede observar en excitación/emisión a 494/517 nm. El homodimer etidio se puede observar a la excitación/emisión de 528/645 nm.
3. Lea la placa de 96 pocillos en un lector de placas utilizando las mismas longitudes de onda en el paso 11.2.

Resultados

Las mFP se descelularizaron tras la irradiación mediante el procedimiento que se muestra en la Figura 1A. Se muestran las mFP de predescelularización (figura1B)y postdescelularización (figura 1C). La descelularización se confirmó utilizando la tinción de hematoxilina y eosina (H & E), y se utilizó la tinción 1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-naphthol para evaluar el contenido de lípidos (Figura 2). También se evaluar...

Discusión

Este método de formación de hidrogel depende en gran medida de la cantidad de tejido inicial. Las mFP de murine son pequeñas, y el proceso de descelularización da lugar a una reducción significativa del material (Tabla 1). El proceso se puede repetir con más equipos multifunción para aumentar el rendimiento final. El fresado es otro paso importante que puede conducir a la pérdida de material. Otros han demostrado éxito con un molino criogénico, pero este protocolo se basa en

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
10% Neutral Buffered Formalin, Cube with Spigot	VWR	16004-128	-
2-methylbutane	Alfa Aesar	19387	-
AR 2000ex Rheometer	TA Instruments	10D4335	rheometer
Bovine Serum Albumin	Sigma-Aldrich	A1933-25G	-
calcein acetoxymethyl (calcein AM)	Molecular Probes, Inc.	C1430	-
D-Luciferin Firefly, potassium salt	Biosynth Chemistry & Biology	L-8820	(S)-4,5-Dihydro-2-(6-hydroxy-2-benzothiazolyl)-4-thiazolecarboxylic acid potassium salt
DPX Mountant for Histology	Sigma-Aldrich	06522-500ML	-
Dulbecco's phosphate-buffered saline	Gibco	14040133	-
Eosin-Y with Phloxine	Richard-Allan Scientific	71304	eosin
ethidium homodimer	Molecular Probes, Inc.	E1169	ethidium homodimer-1 (EthD-1)
Fetal Bovine Serum	Sigma-Aldrich	F0926-500ML	-
Fisher Healthcare Tissue-Plus O.C.T. Compound	Fisher Scientific	23-730-571	cryostat embedding medium
Fluoromount-G	SouthernBiotech	0100-01	aqueous based mounting medium
FreeZone 4.5	Labconco	7751020	lyophilizer
Hoechst 33342 Solution (20 mM)	Thermo Scientific	62249	blue fluorescent dye
Hydrochloric acid	Sigma-Aldrich	258148-500ML	-
IVIS Lumina III	PerkinElmer	CLS136334	bioluminescence imaging system
Kimtech Science Kimwipes	Kimberly Clark		delicate task wipes
n-Propanol (Peroxide-Free/Sequencing), Fisher BioReagents	Fisher Scientific	BP1130-500	-
Oil Red O	Sigma-Aldrich	O0625-25G	1-([4-(Xylylazo)xylyl]azo)-2-naphthol
OPS Diagnostics CryoGrinder	OPS Diagnostics, LLC	CG-08-02	-
PBS (10X), pH 7.4	Quality Biological, Inc.	119-069-151	Phosphate-buffered saline
Penicillin-Streptomycin	Gibco	15140-122	-
Pepsin from porcine gastric mucosa	Sigma-Aldrich	P6887-5G	pepsin
Peracetic acid	Sigma-Aldrich	77240-100ML	-
Phalloidin-iFluor 594 Reagent (ab176757)	abcam	ab176757	phalloidin conjugate
Propylene glycol	Sigma-Aldrich	W294004-1KG-K	-
Richard-Allan Scientific Signature Series Bluing Reagent	Richard-Allan Scientific	7301L	bluing agent
Richard-Allan Scientific Signature Series Hematoxylin 7211	Richard-Allan Scientific	7211	-
RPMI Medium 1640	Gibco	11875-093	-
Sodium deoxycholate, 98%	Frontier Scientific	JK559522	deoxycholic acid
Sucrose	Sigma-Aldrich	S5016	-
Triton x-100	Sigma-Aldrich	X100-100ML	t-Octylphenoxypolyethoxyethanol
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red	Gibco	25200-056	-
Whatman qualitative filter paper, Grade 4	Whatman	1004-110	grade 4 qualitative filter paper
Xylenes (Certified ACS), Fisher Chemical	Fisher Scientific	X5-4	-