Cultivo de microalgas y cuantificación de biomasa en un fotobiorreactor a escala de banco con gases de combustión corrosivos

Resumen

El cultivo axiónico a escala de banco facilita la caracterización microalgal y la optimización de la productividad antes del posterior escalado del proceso. Los fotobiorreactores proporcionan el control necesario para experimentos microalgas fiables y reproducibles y se pueden adaptar para cultivar de forma segura microalgas con los gases corrosivos (CO₂, SO_2,NO₂) de las emisiones de combustión municipal o industrial.

Resumen

Los fotobiorreactores son sistemas de cultivo iluminados para experimentos con microorganismos fototróficos. Estos sistemas proporcionan un entorno estéril para el cultivo de microalgas con la composición de la temperatura, el pH y el gas y el control del caudal. A escala de banco, los fotobiorreactores son ventajosos para los investigadores que estudian las propiedades microalgas, la productividad y la optimización del crecimiento. A escala industrial, los fotobiorreactores pueden mantener la pureza del producto y mejorar la eficiencia de la producción. El video describe la preparación y el uso de un fotobiorreactor a escala de banco para el cultivo de microalgas, incluido el uso seguro de insumos de gas corrosivo, y detalla las mediciones de biomasa relevantes y los cálculos de productividad de biomasa. Específicamente, el video ilustra el almacenamiento de cultivo microalgal y la preparación para la inoculación, el montaje y esterilización del fotobiorreactor, las mediciones de concentración de biomasa y un modelo logístico para la productividad de la biomasa microalgal con tasa cálculos que incluyen productos máximos y globales de biomasa. Además, dado que hay un creciente interés en los experimentos para cultivar microalgas utilizando emisiones de gases de desecho simuladas o reales, el video cubrirá las adaptaciones de equipos fotobiorreactores necesarias para trabajar con gases corrosivos y discutir el muestreo seguro en tales escenarios.

Introducción

Los fotobiorreactores son útiles para experimentos controlados y el cultivo de productos microalgas más puros de lo que se puede lograr mediante estanques abiertos. El cultivo de microalgas en fotobiorreactores a escala de banco apoya el desarrollo de conocimientos fundamentales que pueden utilizarse para el escalado de procesos. Ligeros cambios en las condiciones ambientales pueden alterar significativamente los experimentos microbiológicos y confundir los resultados¹. Un proceso estéril con control de sparging de temperatura, pH y gas es ventajoso para estudiar las propiedades y el rendimiento de los microalgas en condiciones variadas. Además, el control sobre las concentraciones de gas de entrada, la temperatura, la fuerza de cizallamiento de la mezcla y el pH medio pueden apoyar diversas especies que de otro modo son difíciles de cultivar. Los fotobiorreactores se pueden ejecutar como un proceso por lotes con alimentación y sparging continuos de gas, o como un sistema de flujo a través de chemostat con alimentación y sparging continuos de gas, además de insumos de nutrientes de aguas residuales de fluidez y efluentes. Aquí, demostramos el proceso por lotes con alimentación continua de gas y sparging.

El uso de fotobiorreactores aborda varios desafíos de cultivo y producción de microalgas. El campo generalmente lucha con las preocupaciones de contaminación por otros microorganismos, la utilización eficiente del sustrato (que es especialmente importante en el caso de la mitigación del_CO2 o el tratamiento de aguas residuales)², control de pH, variabilidad de iluminación y productividad de biomasa³. Los fotobiorreactores permiten a los investigadores estudiar una amplia gama de fototróteles en sistemas de lotes estrechamente controlados, donde incluso las especies de crecimiento lento están protegidas de depredadores o microorganismos competidores^4. Estos sistemas de lotes también son mejores para facilitar mayores tasas de utilización de CO₂ y productividad de biomasa porque son sistemas cerrados que son más propensos a estar en equilibrio con los gases suministrados. La tecnología fotobiorreactor también ofrece control de pH, la falta de la cual ha obstaculizado la alta productividad de la biomasa en estudios anteriores^5. A escala de banco, el nivel de control ofrecido por los fotobiorreactores es ventajoso para los investigadores. A escalas industriales más grandes, los fotobiorreactores se pueden utilizar para mantener la pureza comercial de los bioproductos y mejorar la eficiencia de la producción para aplicaciones nutracéuticas, cosméticas, alimentarias o de piensos⁶.

Las microalgas son de gran interés para la biosecuestro de CO₂ porque pueden fijar rápidamente el_CO2 como carbono de biomasa. Sin embargo, la mayoría de las fuentes antropogénicas de CO₂ están contaminadas con otros gases o contaminantes corrosivos y tóxicos (NO_x, SO_x, CO, Hg), dependiendo de la fuente de combustible del proceso de combustión. El creciente interés por el secuestro sostenible de CO₂ ha impulsado el desarrollo de tecnologías fotobiorreactoras para tratar las emisiones ricas en_CO2,como las de las centrales eléctricas de carbón(cuadro 1). Desafortunadamente, existe un riesgo inherente de exposición humana y ambiental a los contaminantes corrosivos y tóxicos durante los procesos de investigación y ampliación. Como tal, describir el montaje y funcionamiento seguro de los biorreactores utilizando gases corrosivos es necesario e instructivo.

Este método es para el uso de un fotobiorreactor a escala de banco de 2 L para el crecimiento de microalgas en condiciones experimentales cuidadosamente controladas. El protocolo describe el almacenamiento de microalgas, la preparación del inóculo y la configuración y esterilización del fotobiorreactor. Más allá de la operación básica, este trabajo describe las mediciones de biomasa microalgal y los cálculos de productividad de la biomasa, y la adaptación del equipo para el cultivo de microalgas con gases corrosivos. El protocolo descrito a continuación es adecuado para los investigadores que buscan ejercer un mayor control experimental, optimizar las condiciones de crecimiento microalgas o cultivar axenéticamente una gama de microbios fototróficos. Este método no describe los materiales adecuados para el cultivo de microbios que producen o consumen gases inflamables (por ejemplo, CH₄, H_2,etc.) ⁷.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

1. Uso seguro y muestreo de un fotobiorreactor sparged con gases corrosivos

NOTA: Este método no describe los procedimientos adecuados para el muestreo seguro de cultivos microalgas que producen o consumen gases altamente inflamables.

1. Gestionar el gas tóxico como un riesgo para la salud humana.
   NOTA: De la Universidad de Iowa, el Plan de Higiene Química, los autores trabajaron con el Coordinador de Seguridad contra Incendios de la Universidad y el Oficial de Higiene Industrial de Salud y Seguridad Ambiental de la Universidad para desarrollar un protocolo de seguridad para trabajar con los gases tóxicos.
2. Configure un sistema de monitoreo de gases tóxicos con sensores para cada uno de los gases tóxicos en uso. Calibre los sensores de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Prueba de golpe (comprobar la funcionalidad del sensor y la alarma con gases de calibración) con frecuencia, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Localice el monitor de gas justo fuera de la campana de humos.
3. Antes de comenzar cualquier experimento de gas corrosivo, notifique al personal cercano del sistema de riesgo y alarma. Además, notifique a los socorristas locales correspondientes. Señales de poste en las entradas de laboratorio especificando qué gases peligrosos están en uso.
   1. Indique a todo el personal cercano que evacúe si se detecta gas tóxico. Notificar a los supervisores de laboratorio y al personal de respuesta de emergencia.
      NOTA: En un corte de energía, la torre reguladora de gas detendrá el flujo de gas cuando pierda energía. Sin embargo, si el sistema de calefacción, ventilación y aire acondicionado (HVAC) de la habitación o la campana de humos se caen sin un corte de energía, esto resultará en fugas de gas tóxico.
4. Modelar la posible concentración acumulada de gases tóxicos en la habitación si la campana de humos fallara utilizando la hoja de cálculo de modelado matemático IH MOD⁸ de la Asociación Americana de Higiene Industrial (AIHA) para cada gas.
   1. Obtenga la tarifa de aire de suministro/escape de la habitación, Q, en m³ min^-1 del personal de mantenimiento de HVAC del edificio o del técnico de HVAC. Calcular el volumen, V, del laboratorio (L x An x H) en m³. Calcular la tasa de emisión de contaminantes, G, de cada tipo de gas tóxico en mg min^-1, utilizando la Ecuación 1 adaptada de la ley de gas ideal:
      (1)
      donde P es la fracción de presión ejercida por el gas tóxico a 1 atm (ppm gas/10⁶ ppm), el _gas Q es el caudal del gas en L min^-1, R es la constante de gas universal (0.082057 L-atm-mol^-1? K^-1), T es la temperatura en K, y MW es el peso molecular del gas en g mol^-1.
   2. Utilice los valores para V, Qy G para cada gas (calculado en el paso 1.4.1) en el algoritmo "Modelo de habitación bien mezclado con opción para cesar la generación y la purga de la sala de modelos" en la hoja de cálculo Mod iH para calcular las concentraciones de gas de habitación acumuladas para cada gas durante un período de simulación de 1440 minutos (24 h). Compare estos valores con los límites de exposición (Tabla 2)⁹.

2. Preparación del inóculo microalgal

1. Preparar el Scenedesmus obliquus inoculum, u otras especies de microalgas seleccionadas para el fotobiorreactor, antes del inicio del experimento transfiriéndolo desde el almacenamiento, ya sea crioconservado o cultivado en medios de agar.
   1. Añadir 30 x 50 ml de medio de crecimiento microalgal estéril (medio basal de triple nitrógeno Bold [3N-BBM], Tabla 3) a un matraz de agitación estéril (150-250 ml) tapado con un tapón de espuma.
      NOTA: A menos que el matraz esté sparged, sólo una quinta parte del volumen del matraz de agitación debe estar ocupado por medios líquidos.
   2. Utilice un gabinete de bioseguridad para mantener la esterilidad al transferir células a un matraz inclinado o agitar. Para cultivos en agar, utilice un lazo estéril para transferir microalgas de su placa de agar o inclinación al matraz de agitación. Para cultivos crioconservados, descongelar gradualmente la muestra crioconservada y enjuagar el crioprotector de acuerdo con el protocolo elegido^10,luego agregue las células al matraz de agitación.
   3. Células de cultivo en 3N-BBM a 20-25 oC bajo 16 h:8 h de luz: oscuras y temblores a 115-130 rpm.
   4. Realice un seguimiento del crecimiento de los microalgas a lo largo del tiempo mediante mediciones de densidad óptica (OD) (como en las secciones 5 y 6). Permita que las microalgas alcancen su fase de crecimiento exponencial (2-4 días) antes de transferir las células al fotobiorreactor.
      NOTA: Dependiendo del objetivo del experimento, las células pueden enjuagarse de medio de cultivo (este estudio) y/o concentrarse con múltiples pasos de centrifugación antes de la inoculación del biorreactor.

3. Configuración y funcionamiento del fotobiorreactor

1. Utilice el fotobiorreactor(Figura 1)para controlar la temperatura, el pH, la velocidad de agitación, los caudales de gas y los caudales de la solución de entrada.
   NOTA: El fotobiorreactor se puede utilizar para controlar el flujo de hasta cuatro soluciones de entrada diferentes, comúnmente ácido, base, antiespuma y sustrato.
   1. Prepare 100 ml cada uno de 1 NaOH y 1 N HCl y añada cada uno a una botella de solución de entrada de 250 ml. Utilice la contención secundaria para estas soluciones.
   2. Almacene las soluciones de entrada medida en botellas tapadas autoclavables equipadas con tubos de inmersión y un tubo de ventilación con un filtro de aire en línea estéril. Conecte los tubos de inmersión a los cuatro puertos de entrada del fotobiorreactor utilizando tubos autoclavables y, durante el funcionamiento del fotobiorreactor, sumerja los tubos de inmersión en las soluciones de entrada. Pasar el tubo autoclavable del dimetro interior (ID) de 1,6 mm entre las soluciones de entrada y sus puertos a través de bombas peristálticas separadas que pueden ser controladas ya sea por caudales seleccionados manualmente o por la retroalimentación de sondas de pH y espuma (en el caso de ácido, base y antiespuma).
2. Calibre el medidor de pH del fotobiorreactor antes de la autoclave.
   1. Conecte la sonda de pH a la torre de control del fotobiorreactor ajustando la sonda a la línea de conexión y girando para bloquearla. Utilice los tampones pH 4 y pH 7 para calibrar el medidor de pH. Espere hasta que los valores se hayan estabilizado antes de aceptar el valor del medidor de pH.
   2. Desconecte la sonda de pH del cable del medidor de pH que conecta la sonda a la torre de control.
   3. La superficie esteriliza con 70% de etanol o autoclave la sonda con el reactor. Para autoclave, tapa rinde la sonda de pH firmemente con papel de aluminio.
      NOTA: Si la sonda está autoclaveda, existe el riesgo de corrosión del interior de la sonda por daños en el vapor. Este método de limitación no garantiza completamente la prevención de daños.
   4. Añadir 10 mM 4-(2-hidroxietilo)piperazina-1-ácido etanosulfónico (HEPES) tampón al medio de cultivo para un mejor control del pH.
3. Inserte y atornille el dedo frío y el condensador de escape en la placa del fotobiorreactor.
4. Inserte el puerto de inoculación y atornille firmemente en su lugar. Agregue una longitud de tubo autoclavable a la sección del puerto de inoculación por encima de la placa frontal del fotobiorreactor. Antes de autoclave del biorreactor, sujeta el tubo cerrado con una abrazadera de manguera autoclavable.
5. Conecte tubos tapados con filtros estériles a cualquier puerto fotobiorreactor no utilizado.
6. Conecte soluciones de entrada de ácido y base a los puertos de entrada del fotobiorreactor a través de tubos autoclavables. Añadir 1,5 L de medio de cultivo.
7. Autoclave del reactor y soluciones de entrada asociadas para 30 x 45 min a 121 oC según el volumen de trabajo.
   NOTA: Si el medio de cultivo se ve afectado negativamente por el autoclave, agregue el medio después de autoclave en condiciones estériles en una campana de flujo laminar. El protocolo se puede pausar aquí.
   ADVERTENCIA: El reactor estará caliente después de retirarse del autoclave.
8. Fije el motor del impulsor al eje del impulsor y apriete el accesorio.
9. Organice los paneles de luz LED simétricamente fuera del biorreactor de acuerdo con los requisitos de iluminación.
   1. Antes de autoclave, mida y registre la intensidad de la luz con un fotómetro. Coloque el sensor de iluminación dentro del recipiente fotobiorreactor y dirija el sensor hacia la fuente de luz.
10. Conecte hasta dos cilindros de gas para suministrar las emisiones simuladas de la central eléctrica de carbón(Tabla 1)a las microalgas del fotobiorreactor.
    NOTA: Las concentraciones de gas utilizadas en este estudio se aproximaron a las de la central eléctrica de la Universidad de Iowa.
    1. Montar las conexiones entre el cilindro de gas, la torre reguladora de gas y el anillo de sparging del fotobiorreactor. Conecte los reguladores apropiados capaces de presión de salida de 20 psi a los cilindros de gas. Fije el tubo resistente a la presión ID de 6 mm a la barba de la manguera de salida del regulador y fíjelo con una abrazadera de manguera. Fije el otro extremo del tubo resistente a la presión a la entrada de gas de la torre reguladora de gas utilizando una barba de manguera a un accesorio de conexión rápida del vástago de 6 mm asegurado con una abrazadera de manguera. Conecte el tubo ID de 3,2 mm a la salida de gas de la torre reguladora de gas utilizando otro accesorio de conexión rápida de 6 mm y conecte el otro extremo del tubo de salida al puerto del anillo de sparging en la placa principal del fotobiorreactor.
       NOTA: Para un segundo gas de entrada, repita el paso 3.9.1, pero utilice una barba de manguera en forma de T para consolidar las dos líneas de gas de entrada en una sola sección del tubo conectado al puerto del anillo de sparging.
    2. Ajuste la presión de salida a 20 psi en cada regulador de gas y utilice la interfaz del biorreactor para establecer los caudales de gas experimentales.
       NOTA: Calcular e informar del volumen de aire en condiciones estándar por volumen de líquido por minuto (vvm); dividir el caudal volumétrico del gas por el volumen de cultivo. Informe en unidades de por miniute.
11. Cuando se spargen con más de un cilindro de gas, confirme la concentración de CO₂ suministrada al fotobiorreactor con un sensor de_CO2.
    1. Conecte un sensor CO₂ compatible con software (por ejemplo, GasLab) al puerto USB de un ordenador. Descargue el software más reciente que corresponde al modelo de sensor CO_2. Abra el software e introduzca el modelo del sensor, el intervalo de tiempo de medición y la duración del registro de datos de medición.
    2. Coloque el sensor CO₂ y el tubo de flujo de gas combinado (antes de conectar el tubo con el biorreactor) en un recipiente ventilado de 100 a 250 ml, tapado (externo al biorreactor).
       NOTA: Durante el experimento, las concentraciones de CO₂ del espacio de cabeza se pueden medir a partir de uno de los tubos de ventilación de la placa frontal del fotobiorreactor.
    3. Inicie las mediciones de concentración de CO₂ en la interfaz de usuario y espere a que las mediciones se equilibren.
    4. Utilice la interfaz de usuario del fotobiorreactor para ajustar los caudales de gas de cada tanque hasta el caudal total deseado (0,1 L min^-1) y la concentración de_CO2 (12%) se logra.
12. En la interfaz de usuario del fotobiorreactor, utilice la función STIRR para establecer la velocidad de rotación del impulsor. Asegúrese de que la velocidad de mezcla sea lo suficientemente rápida como para que el medio de cultivo asimile las burbujas de gas esparticadas.
    NOTA: Ciertas especies de microalgas tienen estructuras celulares débiles y serán dañadas o rotas por una alta fuerza de cizallamiento.

4. Adaptación del fotobiorreactor y la configuración experimental para el uso de gases tóxicos

ADVERTENCIA: Los gases corrosivos en gases de combustión reales o simulados son corrosivos y tóxicos. Estos gases representan un riesgo grave si se inhalan.
NOTA: Este método no describe los materiales adecuados para el cultivo seguro de microbios que producen o consumen gases altamente inflamables (es decir, metano, hidrógeno, etc.).

1. Sustituya los componentes de latón, plástico y tubos estándar por materiales resistentes a la corrosión.
   1. Utilice acero inoxidable para resistir de forma fiable la corrosión de los ácidos fuertes formados por la reacción entre NO_x o SO_x y el agua. Sustituya los accesorios de conexión rápida de plástico en las entradas y salidas de gas de la torre reguladora de gas por accesorios de conexión rápida de acero inoxidable. Utilice reguladores de acero inoxidable para cilindros de gas, incluida la barra de manguera de salida en lugar de latón.
   2. Utilice tubos de politetrafluoroetileno (PTFE) o acetato de vinilo etílico natural (EVA) para resistir la corrosión de gases NO_x y SO_x (respectivamente) en las conexiones entre el cilindro de gas a la torre reguladora de gas y la torre reguladora de gas al fotobiorreactor.
2. Después del autoclave, ensamble el fotobiorreactor y los cilindros de gas dentro de una campana de humo. Coloque el fotobiorreactor en una mesa dentro de la contención secundaria y coloque los cilindros de gas en los cilindros de pie o en un estante para cilindros.
3. Después de iniciar el flujo de gas, utilice un detector de fugas de líquido de tipo burbuja para comprobar si hay fugas de gas en todas las conexiones entre los cilindros de gas y el biorreactor. Utilice un frasco de lavado lleno con una dilución 1:100 (v:v) de jabón para platos: agua para cubrir la conexión con una pequeña corriente de solución de jabón.
   NOTA: Las fugas se indicarán burbujeando en las conexiones.
4. Al iniciar los experimentos de microalgas, comience a sparging y luego ajuste el pH antes de la inoculación (como en los experimentos fotobiorreactores estándar).
   NOTA: Es muy recomendable amortiguar el medio de cultivo durante los experimentos con gases corrosivos, ya que los gases de entrada son muy ácidos.
5. Inocular el fotobiorreactor aspirando el inóculo microalgal preparado en una jeringa estéril, colocando la jeringa en el tubo unido al puerto de inoculación, abriendo la abrazadera de tubo de inoculación y deprimiendo la jeringa.
6. Compruebe el monitor de gas, las presiones de los cilindros de gas y el fotobiorreactor dos veces al día (y antes del muestreo) en busca de niveles elevados de gas tóxico o indicación de fugas.
7. Limite la abertura de la faja de la campana de humo a una anchura que permita alcanzar los reguladores del biorreactor y de los cilindros de gas. Para evitar el riesgo de exposición a la inhalación, asegúrese de que la abertura no exponga al personal por encima de la región del torso.
8. Gire los reguladores de los cilindros de gas a la posición cerrada para cesar el flujo de gas al reactor. Cierre la faja de la campana de humos y deje 5 minutos para que la campana evacúe los gases corrosivos antes de tomar muestras del cultivo del fotobiorreactor.
9. Muestre dentro de la campana de humos abriendo un puerto de la placa principal y utilizando un pipeta serológica estéril o dibujando el cultivo en una jeringa a través del puerto de inoculación/muestra. Asegure los puertos del fotobiorreactor antes de abrir los cilindros de gas y reanudar el experimento.

5. Medición de la productividad de la biomasa microalgas

1. Utilice una curva de calibración para relacionar las mediciones de cultivo microalgal OD₇₅₀ con las concentraciones de biomasa microalgas secas.
   1. Preparar varios matraces (mínimo: 4, volumen mínimo de trabajo: 500 ml) con medio microalgal estéril e inocular con las especies de interés (por ejemplo, S. obliquus en este estudio).
   2. Mida el cultivo OD₇₅₀ hasta que el crecimiento sea exponencial, y muestree rápidamente los matraces filtrando los volúmenes conocidos (mínimo de 100 ml) del contenido con una membrana de filtro de 0,45 m de masa conocida. Utilice botes de pesaje de aluminio cubierto o recipientes de vidrio para soportar la biomasa y los filtros a medida que se secan.
   3. Masa de la biomasa y los filtros después del secado durante aproximadamente 18 x 24 h en un horno entre 80 o 100 oC. Para verificar el secado completo, mida de nuevo después de 2 x 3 h adicionales para determinar si la masa se ha estabilizado.
   4. Restar la masa del filtro de la biomasa combinada y la masa de filtro para calcular la masa de biomasa.
   5. Trazar la curva de calibración medida OD₇₅₀ con respecto a la concentración de biomasa (masa de biomasa dividida por el volumen de cultivo filtrado) y ajustar los datos con una regresión lineal.

6. Modelado de la productividad de la biomasa y cálculos de tarifas

1. Calcule las concentraciones de biomasa del experimento a partir de mediciones OD₇₅₀ utilizando la regresión lineal de la curva de calibración (determinada en la sección 5).
2. Ajustar los datos de crecimiento microalgal por lotes de la fase exponencial a la fase estacionaria con una regresión logística (Ecuación 2) en el software de gráficos y estadísticas(Tabla de materiales):
   (2)
   donde L es el valor máximo de concentración de biomasa de la curva, k es la pendiente relativa de la fase exponencial (tiempo^-1), x_o es el tiempo del punto medio de la curva sigmoidal, y x es el tiempo.
   1. Introduzca manualmente la ecuación logística anterior. Seleccione Ajustar una curva con regresión no lineal en la ficha Análisis del software. A la izquierda del cuadro Parámetros: Regresión no lineal, elija Crear nueva ecuación en el cuadro desplegable Nuevo. Utilice la ecuación explícita predeterminada como tipo de ecuación, asigne un nombre a la nueva función y defina la nueva función como Y - L/(1+ exp(-k*(x-b))), donde b representa x_o.
3. Calcular la productividad global de la biomasa del lote de microalgas dividiendo la diferencia entre las concentraciones finales e iniciales de biomasa por la diferencia entre los tiempos finales y los tiempos iniciales.
4. Calcular la productividad máxima de la biomasa del lote de microalgas a partir de la derivada de la Ecuación 2 (Ecuación 3) en el punto medio sigmoide, cuando x x _o.
   (3)

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Se estableció una curva de calibración para las microalgas verdes, S. obliquus,cosechada en fase exponencial, con OD₇₅₀ y concentraciones de biomasa seca(Figura 2). La regresión lineal tenía un valor R² de 0,9996.

Se inició un cultivo de S. obliquus en un matraz Erlenmeyer de 250 ml de un cultivo almacenado en una placa de agar refrigerada. La microalga fue inoculada en 3N-BBM con 10 mM de tampón HEPES y esparcida con ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

Los experimentos de fotobiorreactores por lotes y axensicos con pH regulado, temperatura, caudal de gas y concentración de gas promueven resultados significativos al eliminar la contaminación por cepas de algas no objetivo y variabilidad en condiciones de cultivo. La cinética precisa del crecimiento del cultivo puro se puede obtener incluso en presencia de gases corrosivos (CO₂, SO₂, NO₂), que sirven como nutrientes, convirtiendo los gases de desecho en un producto valioso como la alim...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biostat A bioreactor	Sartorius Stedim		2-liter bioreactor for microbial fermentation; designed to be autoclaved; pH, temperature, gas flow rate control
Bump test NO2 gas	Grainger	GAS34L-112-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test O2, CO, LEL gas	Grainger	GAS44ES-301A	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test SO2 gas	Grainger	GAS34L-175-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Corrosion resistant tubing for NO2 gas	Swagelok	SS-XT4TA4TA4-6	PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement
Corrosion resistant tubing for SO2 gas	QC Supply	120325	Reinforced Braided Natural EVA Tubing - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0121 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 100%
cozIR 20% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0123 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 20%
Durapore Membrane Filter, 0.45 μm	Millipore Sigma	HVLP04700	Hydrophilic, plain white, 47 mm diameter, 0.45 μm pore size, PVFD membrane filters
Gas cylinder regulators	Praxair	PRS 40221331-660	Single-stage stainless steel regulator configured for 0-15 psi outlet assembly diaphragm valve with 1/4" MNPT threads, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
Gas cylinders	Praxair	Ulta-zero air, high purity CO2, or custom gas composition	Dependent on study objectives
Gas monitoring and leak detection system	RAE Systems by Honeywell	MAB3000235E020	Pumped model that detects O2, SO2, NO2, CO, and LEL
GasLab software	GasLab	v2.0.8.14	Software for CO2 meter measurements and data logging
Hose barb	Grainger	Item # 3DTN3	Used to adapt regulators to tubing, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
K30 1% CO2 meter	Senseair	CM-0024 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations less than 1%
LED grow panels	Roleadro	HY-MD-D169-S	Red & blue LED light panels
Memosens dissolved oxygen probe	Endress+ Hauser	COS22D-19M6/0	Autoclavable (with precautions) dissolved oxygen probe for bioreactor
Memosens pH probe	Endress+ Hauser	CPS71D-7TB41	Autoclavable (with precautions) pH probe for bioreactor
Oven, Isotemp 500 Series	Fisher Scientific	13246516GAQ	Small oven for drying
Prism GraphPad software	GraphPad Software	Version 7.03 or 8.0.1	Graphing software for data organization, data analysis, and publication-quality graphs
Stem to hose barb fitting	Swagelok	SS-4-HC-A-6MTA	Stainless Steel Hose Connector, 6 mm Tube Adapter, 1/4 in. Hose ID
Tubing, dilute acid/base transfer	Allied Electronics and Automation	6678441	Silicone TP Process Tubing; 1.6mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade
Tubing, gas transfer	Allied Electronics and Automation	6678444	Silicone TP Process Tubing; 3.2mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade