Culture de microalgues et quantification de la biomasse dans un photobioréacteur à l'échelle du banc avec des gaz de flue corrosif

Résumé

La culture halenique à l'échelle du banc facilite la caractérisation microalgale et l'optimisation de la productivité avant l'intensification des processus ultérieurs. Les photobioréacteurs fournissent le contrôle nécessaire pour des expériences microalgal fiables et reproductibles et peuvent être adaptés pour cultiver en toute sécurité des microalgues avec les gaz corrosifs (CO₂, SO₂, NO₂) à partir d'émissions de combustion municipales ou industrielles.

Résumé

Les photobioréacteurs sont des systèmes de culture illuminés pour des expériences sur les micro-organismes phototrophes. Ces systèmes fournissent un environnement stérile pour la culture microalgale avec la température, le pH, et la composition de gaz et le contrôle du débit. À l'échelle du banc, les photobioréacteurs sont avantageux pour les chercheurs qui étudient les propriétés microalgues, la productivité et l'optimisation de la croissance. À l'échelle industrielle, les photobioréacteurs peuvent maintenir la pureté du produit et améliorer l'efficacité de la production. La vidéo décrit la préparation et l'utilisation d'un photobioréacteur à l'échelle du banc pour la culture de microalgues, y compris l'utilisation sécuritaire d'intrants de gaz corrosifs, et détaille les mesures pertinentes de la biomasse et les calculs de productivité de la biomasse. Plus précisément, la vidéo illustre le stockage et la préparation de la culture microalgale pour l'inoculation, l'assemblage et la stérilisation des photobioréacteurs, les mesures de la concentration de biomasse et un modèle logistique pour la productivité de la biomasse microalgale à taux les produits de biomasse maximaux et globaux. De plus, comme les expériences visant à cultiver des microalgues à l'aide d'émissions de gaz à déchets simulées ou réelles couvrent les adaptations nécessaires à l'équipement de photobioréacteur pour travailler avec des gaz corrosifs et discuter de l'échantillonnage en toute sécurité dans tels scénarios.

Introduction

Les photobioréacteurs sont utiles pour les expériences contrôlées et la culture de produits microalgues plus purs que ce qui peut être réalisé par des étangs ouverts. La culture de microalgues dans les photobioréacteurs à l'échelle du banc soutient le développement de connaissances fondamentales qui peuvent être utilisées pour l'intensification des procédés. De légères modifications des conditions environnementales peuvent modifier considérablement les expériences microbiologiques et confondre les résultats¹. Un processus stérile avec la température, le pH, et le contrôle de sparging de gaz est avantageux pour étudier des propriétés et des performances microalgal escopiques dans des conditions variées. En outre, le contrôle des concentrations de gaz d'entrée, de la température, de la force de cisaillement provenant du mélange et du pH moyen peut soutenir diverses espèces qui sont autrement difficiles à cultiver. Les photobioréacteurs peuvent être exécutés comme un processus de lot avec l'alimentation et la sparging continues de gaz, ou comme système d'écoulement de chemostat avec l'alimentation continue de gaz et sparging plus les entrées influentes et d'effluent sépulration d'eau usées nutritives. Ici, nous démontrons le processus de lot avec l'alimentation continue de gaz et de sparging.

L'utilisation de photobioréacteurs répond à plusieurs défis de culture et de production microalgues. Le champ est généralement aux prises avec des préoccupations de contamination par d'autres micro-organismes, l'utilisation efficace du substrat (ce qui est particulièrement important dans le cas de l'atténuation du CO₂ ou le traitement des eaux usées)², la lutte contre le pH, la variabilité de l'éclairage, et la productivité de la biomasse³. Les photobioréacteurs permettent aux chercheurs d'étudier un large éventail de phototrophes dans des systèmes de lots étroitement contrôlés, où même les espèces à croissance lente sont protégées contre les prédateurs ou les micro-organismes concurrents⁴. Ces systèmes de lots facilitent également mieux les taux d'utilisation du CO₂ et la productivité de la biomasse parce qu'il s'agit de systèmes fermés qui sont plus susceptibles d'être en équilibre avec les gaz fournis. La technologie des photobioréacteurs offre également un contrôle du pH, dont l'absence a entravé la productivité élevée de la biomasse dans les études antérieures⁵. À l'échelle du banc, le niveau de contrôle offert par les photobioréacteurs est avantageux pour les chercheurs. À de plus grandes échelles industrielles, les photobioréacteurs peuvent être utilisés pour maintenir la pureté des bioproduits commerciaux et améliorer l'efficacité de la production pour les applications nutraceutiques, cosmétiques, alimentaires ou alimentaires⁶.

Les microalgues sont d'un grand intérêt pour la bioséquestration du CO_2, car elles peuvent rapidement fixer le CO₂ sous forme de carbone de biomasse. Cependant, la plupart des sources anthropiques de CO₂ sont contaminées par d'autres gaz ou contaminants corrosifs et toxiques (NO_x, SO_x, CO, Hg), selon la source de carburant du processus de combustion. L'intérêt croissant pour la séquestration durable du CO₂ a incité le développement de technologies de photobioréacteur pour traiter les émissions riches en_CO2,comme celles des centrales au charbon (tableau 1). Malheureusement, il existe un risque inhérent d'exposition humaine et environnementale aux contaminants corrosifs et toxiques au cours des processus de recherche et d'intensification. En tant que tel, la description de l'assemblage et de l'exploitation sécuritaires des bioréacteurs à l'aide de gaz corrosifs est nécessaire et instructive.

Cette méthode est destinée à l'utilisation d'un photobioréacteur à l'échelle du banc de 2 L pour la croissance des microalgues dans des conditions expérimentales soigneusement contrôlées. Le protocole décrit le stockage microalgal, la préparation d'inoculum, et la configuration et la stérilisation de photobioréacteur. Au-delà de l'exploitation de base, ce travail décrit les mesures de la biomasse microalgale et les calculs de productivité de la biomasse, et l'adaptation de l'équipement pour la culture des microalgues avec des gaz corrosifs. Le protocole décrit ci-dessous est approprié pour les chercheurs qui cherchent à exercer un plus grand contrôle expérimental, optimiser les conditions de croissance microalgal, ou la culture axénique d'une gamme de microbes phototrophes. Cette méthode ne décrit pas les matériaux appropriés pour la culture de microbes qui produisent ou consomment des gaz inflammables (p. ex. CH₄, H_2,etc.) ⁷.

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Protocole

1. Utilisation et échantillonnage sécuritaires d'un photobioréacteur sparged avec des gaz corrosifs

REMARQUE : Cette méthode ne décrit pas les procédures appropriées pour l'échantillonnage sûr des cultures microalgues qui produisent ou consomment des gaz hautement inflammables.

1. Gérer les gaz toxiques comme un risque pour la santé humaine.
   REMARQUE : Selon le Plan d'hygiène chimique de l'Université de l'Iowa, les auteurs ont travaillé avec le coordonnateur de la sécurité-incendie de l'Université et l'agent d'hygiène industrielle de l'environnement de l'Université pour élaborer un protocole de sécurité pour travailler avec les gaz toxiques.
2. Mettre en place un système de surveillance des gaz toxiques avec des capteurs pour chacun des gaz toxiques utilisés. Calibrer les capteurs selon les instructions du fabricant. Test de bosse (vérifier la fonctionnalité du capteur et de l'alarme avec les gaz d'étalonnage) fréquemment, selon les instructions du fabricant. Localisez le moniteur de gaz juste à l'extérieur du capot de fumée.
3. Avant de commencer toute expérience de gaz corrosif, informez le personnel à proximité du système de risque et d'alarme. En outre, aviser les intervenants d'urgence locaux appropriés. Afficher des panneaux sur les entrées du laboratoire en précisant quels gaz dangereux sont utilisés.
   1. Demandez à tout le personnel à proximité d'évacuer si du gaz toxique est détecté. Aviser les superviseurs de laboratoire et le personnel d'intervention d'urgence.
      REMARQUE : En cas de panne de courant, la tour de régulation du gaz arrêtera le flux de gaz lorsqu'elle perdra de la puissance. Toutefois, si le système de chauffage, de ventilation et de climatisation de la pièce ou le capot de fumée diminue sans panne de courant, cela entraînera une fuite de gaz toxique.
4. Modélisez la concentration possible accumulée de gaz toxiques dans la pièce si le capot de fumée devait échouer en utilisant la feuille de calcul de modélisation mathématique IH MOD⁸ de l'American Industrial Hygiene Association (AIHA) pour chaque gaz.
   1. Obtenir l'approvisionnement de la pièce / taux d'air d'échappement, Q, en m³ min^-1 du personnel d'entretien du bâtiment HVAC ou technicien HVAC. Calculer le volume, V, du laboratoire (L x W x H) en m³. Calculer le taux d'émission de contaminants, G, de chaque type de gaz toxique en mg min^-1, en utilisant l'équation 1 adaptée de la loi sur le gaz idéal:
      (1)
      où P est la fraction de pression exercée par le gaz toxique à 1 atm (ppm gaz/10⁶ ppm), le _gaz Q est le débit du gaz dans L min^-1, R est la constante de gaz universel (0,082057 L'atm-mol^-1 K^-1), T est la température en K, et MW est le poids moléculaire du gaz en g mol^-1.
   2. Utilisez les valeurs pour V, Q, et G pour chaque gaz (calculé à l'étape 1.4.1) dans le "Modèle de chambre bien mélangé avec option de cesser la génération et la purge de la salle de modèle" dans la feuille de calcul IH MOD pour calculer les concentrations de gaz de pièce accumulées pour chaque gaz sur une période de simulation de 1440 min (24 h). Comparez ces valeurs aux limites d'exposition (tableau 2)⁹.

2. Préparation de l'inoculum microalgal

1. Préparer le Scenedesmus obliquus inoculum, ou d'autres espèces microalgues sélectionnées pour le photobioréacteur, avant le début de l'expérience en le transférant du stockage, qu'il soit cryoconservé ou cultivé sur des supports d'agar.
   1. Ajouter 30 à 50 ml de milieu de croissance microalgal stérile (milieu basal triple azote de Bold [3N-BBM], tableau 3) à un flacon de secousse stérile (150 à 250 ml) recouvert d'un bouchon de mousse.
      REMARQUE : À moins que le flacon ne soit sparged, seulement un cinquième du volume de flacon de secousse devrait être occupé par le support liquide.
   2. Utilisez une armoire de biosécurité pour maintenir la stérilité lors du transfert des cellules vers une fiole oblique ou secouer. Pour les cultures sur l'agar, utilisez une boucle stérile pour transférer les microalgues de sa plaque d'agar ou inclinée à la fiole de secousse. Pour les cultures cryoconservées, décongeler graduellement l'échantillon cryoconservé et rincer le cryoprotecteur selon le protocole¹⁰choisi, puis ajouter les cellules à la fiole de secousse.
   3. Cellules de culture en 3N-BBM à 20'25 'C sous 16 h:8 h lumière:obscurité et secouant à 115-130 tr/min.
   4. Suivre la croissance microalgale au fil du temps à l'aide de mesures de densité optique (OD) (comme dans les sections 5 et 6). Permettre aux microalgues d'atteindre leur phase de croissance exponentielle (2 à 4 jours) avant de transférer les cellules vers le photobioréacteur.
      REMARQUE : Selon l'objectif de l'expérience, les cellules peuvent être rincées du milieu de culture (cette étude) et/ou concentrées avec des étapes de centrifugation multiples avant l'inoculation du bioréacteur.

3. Configuration et fonctionnement du photobioréacteur

1. Utilisez le photobioréacteur (figure 1) pour contrôler la température, le pH, le taux d'agitation, les débits de gaz et les débits de solution d'entrée.
   REMARQUE : Le photobioréacteur peut être utilisé pour contrôler le flux de jusqu'à quatre solutions d'entrée différentes, généralement acide, base, antimousse et substrat.
   1. Préparer 100 ml chacun de 1 N NaOH et 1 N HCl et ajouter chacun à une bouteille de solution d'entrée de 250 ml. Utilisez le confinement secondaire pour ces solutions.
   2. Rangez les solutions d'entrée mesurées dans des bouteilles à capuchon automatiques équipées de tubes de trempette et d'un tube d'évent avec un filtre à air inline stérile. Connectez les tubes de trempette aux quatre ports d'entrée du photobioréacteur à l'aide de tubes autoclavables et, pendant l'opération du photobioréacteur, submersez les tubes de trempette dans les solutions d'entrée. Passer le tube automatique de 1,6 mm à l'intérieur du dimètre (ID) entre les solutions d'entrée et leurs ports à l'aide de pompes péristaltiques séparées qui peuvent être contrôlées soit par des débits choisis manuellement, soit par la rétroaction des sondes de pH et de mousse (dans le cas de l'acide, solutions anti-mousse).
2. Calibrer le compteur de pH du photobioréacteur avant d'autoclaciner.
   1. Connectez la sonde pH à la tour de contrôle du photobioréacteur en installant la sonde à la ligne de raccordement et en tordant pour verrouiller. Utilisez des tampons pH 4 et pH 7 pour calibrer le pH mètre. Attendez que les valeurs se soient stabilisées avant d'accepter la valeur du compteur de pH.
   2. Débranchez la sonde de pH du cordon de mesure de pH qui relie la sonde à la tour de contrôle.
   3. Stériliser à la surface avec 70% d'éthanol ou autoclave la sonde avec le réacteur. Pour autoclave, bouchonder la sonde de pH étroitement avec du papier d'aluminium.
      REMARQUE : Si la sonde est autoclaved, il y a un risque de corrosion de l'intérieur de la sonde des dommages de vapeur. Cette méthode de plafonnement ne garantit pas complètement la prévention des dommages.
   4. Ajouter 10 mM 4-(2-hydroxyethyl)piperazine-1-ethanesulfonic acide (HEPES) tampon au milieu de la culture pour mieux contrôler le pH.
3. Insérer et visfermer fermé le doigt froid et condensateur d'échappement sur la plaque de tête photobioréacteur.
4. Insérez le port d'inoculation et vis s'il est bien en place. Ajouter une longueur de tubes autoclavables à la section du port d'inoculation au-dessus de la plaque de tête du photobioréacteur. Avant d'autoclaciner le bioréacteur, pincez le tube fermé avec une pince à tuyau autoclavable.
5. Attachez les tubes recouverts de filtres stériles à tous les ports photobioréacteurs inutilisés.
6. Fixez des solutions d'entrée d'acide et de base aux ports d'entrée de photobioréacteur par l'intermédiaire de tubes autoclavables. Ajouter 1,5 L de milieu de culture.
7. Autoclave le réacteur et les solutions d'entrée associées pendant 30 à 45 min à 121 oC selon le volume de travail.
   REMARQUE : Si le milieu de culture est affecté négativement par l'autoclacage, ajoutez le support après l'autoclacage dans des conditions stériles dans une hotte de flux laminaire. Le protocole peut être mis en pause ici.
   CAUTION: Le réacteur sera chaud après avoir retiré de l'autoclave.
8. Fixez le moteur de l'hélice à l'arbre de l'hélice et serrez le raccord.
9. Disposez les panneaux lumineux LED symétriquement à l'extérieur du bioréacteur selon les exigences d'éclairage.
   1. Avant d'autoclaciner, mesurez et enregistrez l'intensité lumineuse à l'intérieur d'un photomètre. Placez le capteur d'éclairage à l'intérieur du récipient de photobioréacteur et faites face au capteur vers la source de lumière.
10. Connectez jusqu'à deux bouteilles de gaz pour alimenter les émissions simulées des centrales au charbon (tableau 1) aux microalgues du photobioréacteur.
    REMARQUE : Les concentrations de gaz utilisées dans cette étude se sont rapprochées de celles de la centrale électrique de l'Université de l'Iowa.
    1. Assembler les connexions entre la bouteille de gaz, la tour de régulation du gaz et l'anneau de sparging photobioréacteur. Fixez les régulateurs appropriés capables de la pression de sortie de 20 psi aux bouteilles de gaz. Fixez un tube résistant à la pression iD de 6 mm sur la barbe du tuyau de sortie du régulateur et fixez-les à l'arme à l'air d'une pince à tuyaux. Fixez l'autre extrémité du tube résistant à la pression à l'inlet de gaz régulant la tour à l'aide d'une barbe de tuyau à 6 mm tige rapide raccord de raccord fixé avec une pince à tuyau. Connectez les tubes d'identité de 3,2 mm à la prise de gaz de la tour régulatrice du gaz à l'aide d'un autre raccord de raccord rapide de 6 mm et connectez l'autre extrémité de la tuyauterie de sortie au port d'anneau de sparging à la plaque d'amonce de photobioréacteur.
       REMARQUE : Pour un deuxième gaz d'entrée, répétez l'étape 3.9.1, mais utilisez une barbe de tuyau en forme de T pour consolider les deux conduites de gaz d'entrée à une seule section du tube reliée au port d'anneau d'épargne.
    2. Régler la pression de sortie à 20 psi sur chaque régulateur de gaz et utiliser l'interface du bioréacteur pour définir les débits de gaz expérimentaux.
       REMARQUE : Calculer et déclarer le volume d'air dans des conditions standard par volume de liquide par minute (vvm); diviser le débit de gaz volumeriel par le volume de culture. Rapport en unités de par miniute.
11. Lorsque vous vous épargnez avec plus d'une bouteille de gaz, confirmez la concentration de CO₂ fournie au photobioréacteur avec un capteur de CO_2.
    1. Connectez un logiciel (p. ex. GasLab) compatible CO₂ au port USB d'un ordinateur. Téléchargez le logiciel le plus récent qui correspond au modèle de capteur CO_2. Ouvrez le logiciel et entrez le modèle du capteur, l'intervalle de temps de mesure et la durée de l'enregistrement des données de mesure.
    2. Placez le capteur CO₂ et le tube à débit de gaz combiné (avant de relier le tube au bioréacteur) dans un récipient de 100 à 250 ml, plafonné, ventilé (externe au bioréacteur).
       REMARQUE : Au cours de l'expérience, les concentrations de CO₂ de l'espace de tête peuvent être mesurées à partir d'un des tubes d'évent sur la plaque de tête du photobioréacteur.
    3. Démarrez les mesures de concentration de CO₂ sur l'interface utilisateur et attendez que les mesures s'équilibrent.
    4. Utilisez l'interface utilisateur du photobioréacteur pour ajuster les débits de gaz de chaque réservoir jusqu'au débit total souhaité (0,1 L min^-1) et à la concentration de CO₂ (12 %) est atteint.
12. Sur l'interface utilisateur du photobioréacteur, utilisez la fonction STIRR pour définir le taux de rotation de l'hélice. Assurez-vous que le taux de mélange est assez rapide pour que le milieu de culture assimile les bulles de gaz sparged.
    REMARQUE : Certaines espèces de microalgues ont des structures cellulaires faibles et seront endommagées ou rompues par une forte force de cisaillement.

4. Adaptation du photobioréacteur et installation expérimentale pour l'utilisation de gaz toxiques

CAUTION : Les gaz corrosifs dans les gaz de combustion réels ou simulés sont corrosifs et toxiques. Ces gaz présentent un risque sérieux s'ils sont inhalés.
REMARQUE : Cette méthode ne décrit pas les matériaux appropriés pour la culture sécuritaire de microbes qui produisent ou consomment des gaz hautement inflammables (c.-à-d. méthane, hydrogène, etc.).

1. Remplacez les composants en laiton, en plastique et les tubes standard par des matériaux résistants à la corrosion.
   1. Utilisez de l'acier inoxydable pour résister de façon fiable à la corrosion des acides forts formés par la réaction entre NO_x ou SO_x et l'eau. Remplacez les raccords de raccord age rapides en plastique aux entrées de gaz et aux prises de la tour réglementant le gaz par des raccords de raccord rapide en acier inoxydable. Utilisez des régulateurs en acier inoxydable pour les bouteilles de gaz, y compris la barbe de tuyau de sortie plutôt que le laiton.
   2. Utilisez des tubes en polytétrafluoroéthylène (PTFE) ou en acétate de vinyle éthylique naturel (EVA) pour résister à la corrosion des gaz NO_x et SO_x (respectivement) sur les connexions entre la bouteille de gaz à la tour de régulation du gaz et la tour régulatrice du gaz au photobioréacteur.
2. Après l'autoclacage, assemblez le photobioréacteur et les bouteilles de gaz dans une hotte de fumée sans rendez-vous. Placez le photobioréacteur sur une table à l'intérieur du confinement secondaire et placez les bouteilles de gaz dans des colliers de cylindres libres ou un porte-cylindres.
3. Après avoir initié le flux de gaz, utilisez un détecteur de fuite liquide de type bulle pour vérifier s'il y a des fuites de gaz dans toutes les connexions entre les bouteilles de gaz et le bioréacteur. Utilisez une bouteille de lavage remplie d'une dilution 1:100 (v:v) de savon à vaisselle: l'eau pour couvrir la connexion avec un petit flux de solution de savon.
   REMARQUE : Les fuites seront indiquées en bouillonnant aux connexions.
4. Lorsque vous lancez les expériences microalgues, commencez à sparging puis ajustez le pH avant l'inoculation (comme dans les expériences photobioréacteur standard).
   REMARQUE : Il est fortement recommandé de tamponner le milieu de culture pendant les expériences sur les gaz corrosifs, car les gaz d'entrée sont fortement acides.
5. Inoculer le photobioréacteur en aspirant l'inoculum microalgal préparé dans une seringue stérile, en installant la seringue à la tuyauterie attachée au port d'inoculation, en ouvrant le serrage de tubes d'inoculation et en déprimant la seringue.
6. Vérifiez le moniteur de gaz, les pressions des bouteilles de gaz et le photobioréacteur deux fois par jour (et avant l'échantillonnage) pour décevoir des niveaux élevés de gaz toxiques ou des fuites.
7. Limitez l'ouverture de la ceinture de capot de fumée à une largeur qui permet d'atteindre le bioréacteur et les régulateurs de bouteilles de gaz. Pour éviter le risque d'exposition par inhalation, assurez-vous que l'ouverture n'expose pas le personnel au-dessus de la région du torse.
8. Tournez les régulateurs de bouteilles de gaz à la position fermée pour arrêter le flux de gaz vers le réacteur. Fermez la ceinture de capuchon de fumée et laissez 5 min pour le capot pour évacuer les gaz corrosifs avant d'échantillonner la culture de photobioréacteur.
9. Échantillonnez dans le capot de fumée soit en ouvrant un port de plaque d'entrée et en utilisant un tuyau sérologique stérile ou en dessinant la culture dans une seringue par le port d'inoculation/échantillonnage. Sécurisez les ports photobioréacteurs avant d'ouvrir les bouteilles de gaz et de reprendre l'expérience.

5. Mesurer la productivité de la biomasse microalgale

1. Utilisez une courbe d'étalonnage pour relier les mesures de la culture microalgale OD₇₅₀ aux concentrations de biomasse microalgale séchée.
   1. Préparer plusieurs flacons (minimum : 4, volume de travail minimum : 500 ml) avec milieu microalgal stérile et inoculer avec les espèces d'intérêt (p. ex. S. obliquus dans cette étude).
   2. Mesurer la culture OD₇₅₀ jusqu'à ce que la croissance soit exponentielle, et rapidement sacrifier l'échantillon des flacons en filtrant les volumes connus (minimum de 100 ml) du contenu avec une membrane de filtre de 0,45 m de masse connue. Utilisez des bateaux à pesée en aluminium couvert ou des récipients en verre pour soutenir la biomasse et les filtres pendant qu'ils sont séchés.
   3. Masser la biomasse et les filtres après le séchage pendant environ 18 à 24 h dans un four entre 80 et 100 oC. Pour vérifier le séchage complet, mesurez à nouveau après un supplément de 2 à 3 h pour déterminer si la masse s'est stabilisée.
   4. Soustrayez la masse du filtre de la biomasse combinée et la masse de filtre pour calculer la masse de biomasse.
   5. Tracer la courbe d'étalonnage en mesure de la concentration de biomasse (masse de biomasse divisée par le volume de la culture filtrée) et adapter les données à une régression linéaire.

6. Modélisation de la productivité de la biomasse et calculs de taux

1. Calculer les concentrations expérimentales de biomasse à partir des mesures OD₇₅₀ à l'aide de la régression linéaire de la courbe d'étalonnage (déterminée à la section 5).
2. Ajuster les données de croissance microalgale par lots, du décalage à la phase exponentielle à la phase stationnaire avec une régression logistique (équation 2) dans le logiciel de graphique et de statistiques (Tableau des matériaux):
   (2)
   où L est la valeur maximale de concentration de biomasse de la courbe, k est la pente relative de la phase exponentielle (temps^-1), x_o est le temps du point médian de la courbe sigmoïdale, et x est le temps.
   1. Entrez manuellement l'équation logistique ci-dessus. Sélectionnez Ajuster une courbe avec régression non linéaire sur l'onglet Analyse dans le logiciel. À gauche de la boîte Degression non linéaire, choisissez Créer une nouvelle équation sous la nouvelle case de déclassement. Utilisez l'équation explicite par défaut comme type d'équation, nommez la nouvelle fonction et définissez la nouvelle fonction comme Y 'L/(1 'exp(-k'(x-b)),où b représente x_o.
3. Calculer la productivité globale de la biomasse du lot microalgue en divisant la différence entre les concentrations finales et initiales de biomasse par la différence entre les heures finales et initiales.
4. Calculer la productivité maximale de la biomasse du lot microalgue à partir du dérivé de l'équation 2 (équation 3) au point médian sigmoïde, lorsque x x_o.
   (3)

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Résultats

Une courbe d'étalonnage des microalgues vertes, S. obliquus, récoltée dans la phase exponentielle, a été établie avec des concentrations d'OD₇₅₀ et de biomasse séchée(figure 2). La régression linéaire avait une valeur R² de 0,9996.

Une culture S. obliquus a été lancée dans un flacon Erlenmeyer de 250 ml provenant d'une culture stockée dans une assiette d'agar réfrigérée. Le microalga a été inoculé en 3N-B...

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Discussion

Les expériences de photobioréacteur par lots et axeniques avec le pH réglementé, la température, le débit de gaz et la concentration de gaz favorisent des résultats significatifs en éliminant la contamination par les souches d'algues non ciblées et la variabilité des conditions de culture. La cinétique de croissance pure précise de culture peut être obtenue même en présence des gaz corrosifs (CO₂, SO₂, NO₂), qui servent de nutriments, transformant les gaz résiduaires en un...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biostat A bioreactor	Sartorius Stedim		2-liter bioreactor for microbial fermentation; designed to be autoclaved; pH, temperature, gas flow rate control
Bump test NO2 gas	Grainger	GAS34L-112-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test O2, CO, LEL gas	Grainger	GAS44ES-301A	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test SO2 gas	Grainger	GAS34L-175-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Corrosion resistant tubing for NO2 gas	Swagelok	SS-XT4TA4TA4-6	PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement
Corrosion resistant tubing for SO2 gas	QC Supply	120325	Reinforced Braided Natural EVA Tubing - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0121 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 100%
cozIR 20% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0123 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 20%
Durapore Membrane Filter, 0.45 μm	Millipore Sigma	HVLP04700	Hydrophilic, plain white, 47 mm diameter, 0.45 μm pore size, PVFD membrane filters
Gas cylinder regulators	Praxair	PRS 40221331-660	Single-stage stainless steel regulator configured for 0-15 psi outlet assembly diaphragm valve with 1/4" MNPT threads, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
Gas cylinders	Praxair	Ulta-zero air, high purity CO2, or custom gas composition	Dependent on study objectives
Gas monitoring and leak detection system	RAE Systems by Honeywell	MAB3000235E020	Pumped model that detects O2, SO2, NO2, CO, and LEL
GasLab software	GasLab	v2.0.8.14	Software for CO2 meter measurements and data logging
Hose barb	Grainger	Item # 3DTN3	Used to adapt regulators to tubing, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
K30 1% CO2 meter	Senseair	CM-0024 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations less than 1%
LED grow panels	Roleadro	HY-MD-D169-S	Red & blue LED light panels
Memosens dissolved oxygen probe	Endress+ Hauser	COS22D-19M6/0	Autoclavable (with precautions) dissolved oxygen probe for bioreactor
Memosens pH probe	Endress+ Hauser	CPS71D-7TB41	Autoclavable (with precautions) pH probe for bioreactor
Oven, Isotemp 500 Series	Fisher Scientific	13246516GAQ	Small oven for drying
Prism GraphPad software	GraphPad Software	Version 7.03 or 8.0.1	Graphing software for data organization, data analysis, and publication-quality graphs
Stem to hose barb fitting	Swagelok	SS-4-HC-A-6MTA	Stainless Steel Hose Connector, 6 mm Tube Adapter, 1/4 in. Hose ID
Tubing, dilute acid/base transfer	Allied Electronics and Automation	6678441	Silicone TP Process Tubing; 1.6mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade
Tubing, gas transfer	Allied Electronics and Automation	6678444	Silicone TP Process Tubing; 3.2mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade