Los autores desean agradecer al Dr. Andrew King, PhD y el rey Katrina por la contribución de las ilustraciones. NIH: R00HL087927.

1. Antes de iniciar procedimiento quirúrgico Nota: Antes de iniciar cualquier procedimiento de animales asegurarse de que usted ha obtenido el permiso correspondiente a través de su institución / organización. Al igual que con todas las cirugías de la supervivencia, asegúrese de que la cirugía se realiza bajo condiciones estériles, y la medicación para el dolor y antibióticos apropiados necesarios se utilizan para un resultado exitoso. <ol><li> Antes de comenzar el procedimiento de cateterismo evaluar los catéteres mediante el lavado con solución salina estéril para asegurar que son patentes. </li><li> Anestesiar la rata. </li><li> Prepare la rata para el procedimiento quirúrgico. <ol class="lalpha"><li> Afeitarse la piel de las regiones quirúrgicas, que incluyen la parte posterior del cuello (entre los omóplatos) y la región de la pierna interior. </li><li> Utilizando Betadine y un lavado de etanol al 70%, respectivamente, matorrales de las regiones afeitado quirúrgico de partida en el centro y hacer un barrido hacia fuera circular. Repetiresto 3 veces para cada región, terminando con una limpieza final con etanol al 70%. </li><li> Colocar el animal sobre una superficie estéril y cubra el lugar estéril sobre las áreas quirúrgicas. (El uso de Press-n-Seal es un drapeado quirúrgica ideal que permite al investigador para controlar el animal durante todo el procedimiento.) </li></ol></li><li> Asegurar que todos los instrumentos quirúrgicos para el procedimiento quirúrgico han sido esterilizadas. </li></ol> 2. Preparación de las áreas quirúrgicas para la colocación del catéter <ol><li> Con la rata por la que se boca abajo (sobre su estómago), que aproximadamente de ½ pulgada (12 mm) incisión horizontal en la parte posterior del cuello a nivel de los hombros con unas tijeras o un bisturí, y luego contundente disección de una inyección subcutánea &quot;bolsillo&quot; en la parte de atrás de aproximadamente el tamaño de una moneda. Este será utilizado como un área para colocar una pequeña cantidad de tubería que compense el crecimiento del animal y / o movimiento, es decir, para que el catéter no se puso y se elimina así de la arteria que era el lugard pulgadas (Como alternativa, este paso puede ser realizado inmediatamente antes de la tunelización del catéter.) </li><li> Coloque el ratón sobre su espalda (posición supina) y hacer una incisión en la zona inguinal [aproximado de ½ pulgada (12 mm) a lo largo de la incisión el ángulo natural de la pata trasera. </li><li> Blunt disección para separar el tejido conectivo (Figura 1) (puede usar tijeras con puntas romas, pinzas hemostáticas, hisopos de algodón, etc) (por lo general mediante la celebración de las tijeras de punta roma y / o hisopos de algodón en un ángulo de 45 grados, lo que garantiza la localización más fácil de la región de interés) hasta que la arteria y la vena femoral se exponen. <ol class="lalpha"><li> La vena es de color rojo oscuro y la arteria es más clara y más brillante que la vena. El nervio que corre a lo largo de la arteria es de color blanquecino en el tono. </li></ol></li><li> Blunt disección en la región de la pierna para hacer una región pequeña y abierta por debajo de la piel (de bolsillo, es decir, aproximadamente del tamaño de un cuarto) a lo largo del interior de la pierna para la colocación de una pequeña sección de la catheter (una vez más a tener en cuenta el movimiento de los animales y el crecimiento de los animales si la colocación crónica). </li><li> Coloque los separadores en el área de la incisión para que usted pueda ver completamente la arteria y la vena. </li><li> Utilizando unas pinzas de punta fina con cuidado separar el nervio (de color blanquecino) que es a lo largo de la arteria femoral de la arteria y la vena. (Figura 2) Tenga cuidado de no cortar o dañar el nervio. </li><li> Separar la arteria y la vena como una unidad, tratando de exponer una sección de aproximadamente ¼ de pulgadas de largo (5-7 mm) de la arteria / vena. </li><li> Repita el proceso en la separación de la vena de la arteria. Mantenga sus instrumentos quirúrgicos (pinzas de punta fina, es decir) perpendicular a los vasos y los vasos separados en paralelo. Esto ayuda a evitar desgarros, pinchazos o daños en los vasos. Mediante la colocación de las pinzas de punta fina con cuidado entre la arteria y la vena desde abajo y poco a poco la apertura de las pinzas y la repetición de este, que separará poco a poco los vasos. Nota: si se rasgan u observar algunossangrado use un hisopo de algodón estéril y / o 2 x 2 de gasa y ejercer presión sobre el área hasta que el sangrado se ha detenido, y luego continuar con la cirugía. </li></ol> 3. Túnel del catéter <ol><li> De solución salina estéril empapada lugar de 2 x 2 gasa sobre la incisión y gire el animal a su estómago. </li><li> Coloque el Rochester Pean fórceps (pinzas rectas largas) en la incisión en la espalda que se hizo anteriormente y guía de los fórceps por vía subcutánea en la parte posterior al nivel de las caderas [garantizar las puntas de las pinzas hemostáticas están apuntando hacia arriba, no (hacia la columna ) para evitar lesiones en la médula espinal]. Aproximadamente a la región de la cadera a su vez la punta de la pinza hemostática hacia la incisión que se hizo en la región de la pierna y empujar la punta de los hemostáticos de la incisión de la pierna preparada. </li><li> Pellizque suavemente el extremo del catéter (no es el fin que se insertará en la arteria / vena) con las pinzas y tire suavemente los catéteres a través de la cavidad que se hizoy, finalmente, la incisión en el cuello. </li><li> Coloque la punta roma apropiada aguja de la jeringa llena con 20 U / ml de heparina / solución salina en el extremo de las sondas correspondientes y llenar los catéteres (asegurarse de que no hay burbujas de aire) con la heparina / solución salina. Una vez más, comprobar que los catéteres son patentes y no el daño ha llegado a los catéteres. Deje las jeringas adjunta al final de las líneas de catéter para asegurar el aire no es capaz de entrar en las vías del catéter y gire a la rata en la espalda una vez más. </li></ol> 4. La inserción de los catéteres en la vena femoral y la arteria (Figura 3) <ol><li> Coloque una hoja doblada estéril 4,0 de seda / hilo por debajo de la vena femoral y luego se corta la seda en el extremo doblado. Ahora habrá dos piezas de seda en la vena. O bien, colocar 2 piezas de 4,0 seda en la vena de forma individual. </li><li> Separada de la seda que ha colocado en la vena, una pieza hacia la pierna (extremo distal) y el otro hacia el cuerpo. Tes decir, una ligadura suelta en la parte más cercana al cuerpo, a continuación, utilizando pinzas hemostáticas pequeñas, sujete y tire de la seda enseñado, pero no apretar el nudo. Tire de la otra pieza de seda en lo posible hacia la pierna (extremo distal) y este empate en un nudo triple, captar la seda con pinzas hemostáticas pequeñas y tirar enseñado. Este método permite que las venas se llenan de sangre, por lo que es más fácil hacer la incisión de la que se requiere para la inserción del catéter (paso 4). </li><li> Colocar 1-2 gotas de lidocaína en la vena. </li><li> Utilizando el micro-disección Vanna tijeras, hacer una pequeña incisión en la vena a través de aproximadamente ¼ y en un ángulo de 45 grados. </li><li> Coloque unas pinzas de punta fina (45 pinzas) en la incisión y con otro par de pinzas, con cuidado de alimentación en el catéter de la vena. Abra con cuidado las pinzas que se colocan en la vena, ya que esto permitirá a los investigadores colocar suavemente el catéter venoso en las pinzas y en la vena. </li><li> Cuando el catéter está completamente insertado (aprox. 6-7 cm) (la hora de hacer el catéter se coloca una marca en la sonda para asistir al cirujano en la identificación cuando el catéter está completamente insertado) (esto coloca el catéter venoso en la vena cava abdominal), apretar la ligadura anterior alrededor de la vena y el catéter, un nudo triple (asegurarse de que no es la oclusión de la vena). Utilice la sutura de seda cerca de la pierna (ligadura posterior) para asegurar de nuevo el catéter (nudo triple) y asegurar la colocación. Poco a poco marcha atrás de la jeringa hasta que haya un poco de sangre visible en el catéter, el cual ayuda a asegurar que los nudos de sutura no estén demasiado apretadas y que el catéter es funcional. Después de comprobar, presione el émbolo hasta que la sangre ya no es visible en el catéter. Nota: es posible insertar dos catéteres en la vena femoral si es necesario. </li><li> Repita los pasos 9-13 para colocar un catéter en la arteria femoral con las siguientes excepciones: <ol class="lalpha"><li> Lazo más cercano a la pierna de seda (posterior), con un nudo triple y tirar de tauGHT antes de atar la ligadura suelta cerca del cuerpo (anterior) antes de hacer la incisión para la colocación del catéter. Esto permitirá que la arteria se llene de sangre por lo que es más fácil de cortar. Asegúrese de que la sutura proximal es jalada para ocluir la arteria antes de cortar la arteria. Esto evitará la pérdida de sangre cuando se hace el corte. </li><li> Insertar el catéter arterial unos 5 cm de la arteria femoral (esto coloca el catéter en la aorta abdominal). </li><li> Al asegurar que el catéter con la sutura, asegúrese de que la sutura no es demasiado apretado y la oclusión del catéter. </li></ol></li></ol> 5. Quirúrgica Wrap-up <ol><li> Hacer una moneda de diez centavos de bucle trimestre de tamaño en los catéteres y el lugar en el interior de la pierna (el bucle debe caber en el área que fue contundente disección anterior). Después de colocar los catéteres, los seguros, con 2.1 puntos de 5.0 sutura quirúrgica en la capa muscular. </li><li> Cerrar la incisión con 4,0 Ethilon con no continua sutures. </li><li> A su vez la rata en su estómago y hacer que otro lazo en los catéteres sobre el tamaño de una moneda y el lugar en el bolsillo disecado en la espalda. Cerrar la incisión con una sutura. </li><li> Con una gota de vetbond, seguro de los catéteres en la espalda. </li><li> Fije el catéter cerca de la incisión de vuelta con pinzas hemostáticas acolchado y eliminar las jeringas de los extremos. </li><li> Ajustar la rata con una chaqueta de tipo correa, tapa de los catéteres (para mantener el bloqueo de heparina), y quitar el relleno pinzas hemostáticas. </li></ol> - Por mantenimiento a largo plazo reemplazar la solución salina del catéter con 20 U / ml de heparina / solución salina. 6. Mantenimiento de catéter (guantes estériles deben ser usados ​​durante el procedimiento) <ol><li> Sujete el catéter con pinzas acolchada. </li><li> Retire el tapón del catéter. </li><li> Coloque una jeringa con punta roma solución de bloqueo en el catéter. </li><li> Quite las pinzas fórceps. </li><li> Llenar el catéter con la solución de bloqueo (el volumen es pre-determined-por lo general 0,3 ml). </li><li> Fije el catéter durante la descarga para evitar cualquier reflujo de sangre hacia la punta del catéter y retire la jeringa. </li><li> Vuelva a colocar el tapón del catéter. </li><li> Quite las pinzas las pinzas y empuje suavemente el enchufe en un poco para asegurar que no hay sangre en la punta del catéter. </li></ol> 7. De muestra de sangre (guantes estériles deben ser usados ​​durante el procedimiento) Sujete el catéter con pinzas acolchada. <ol><li> Retire el tapón del catéter. </li><li> Retire lentamente la solución de bloqueo con una jeringa de punta roma y desechar. </li><li> Conecte la jeringa a la sonda de muestreo y retirar lentamente la muestra. </li><li> Sujete el catéter con pinzas acolchada y el lugar de una jeringa con una solución de bloqueo en el catéter y volver a llenar el catéter con la solución de bloqueo. </li><li> Fije el catéter mientras que re-llenar el catéter con la solución. </li><li> Vuelva a insertar el conector del catéter. </li><li> Retire la pinza y empuje suavemente acolchados t<html> que conecte un poco más. </li></ol> 8. De infusión de fármacos <ol><li> Sujete el catéter con pinzas acolchada. </li><li> Retire el tapón del catéter. </li><li> Retire lentamente la solución de bloqueo con una jeringa de punta roma y desechar. </li><li> Coloque la jeringa llena de drogas con el catéter e inyectar la sustancia en el animal. <ul><li> se puede usar una llave de 3 vías, así como un intermedio, si se requieren múltiples inyecciones, por lo que requiere menor cantidad de líquido de infusión en el animal. </li><li> también se puede conectar una bomba de infusión constante de la jeringa con un filtro estéril para infusión continua. </li></ul></li><li> Abrazadera con unas pinzas acolchadas y el lugar de una jeringa con una solución de bloqueo en el catéter y volver a llenar el catéter con la solución de bloqueo. </li><li> Fije el catéter mientras que re-llenar el catéter con la solución. </li><li> Vuelva a insertar el conector del catéter. </li><li> Retire las pinzas acolchadas y empuje suavemente el enchufe de un poco más. </li></ol>e &quot;Sangre&gt; 9. presión y frecuencia de muestreo del Corazón <ol><li> Fije el catéter arterial con pinzas acolchada y quitar el tapón del catéter. </li><li> Conecte la línea arterial para el transductor de presión. </li><li> Siga las instrucciones del fabricante para el uso del software para la recopilación de la presión arterial. </li><li> Al finalizar el período de control de la presión arterial, el uso de fórceps acolchado pinza del catéter y se desconecta del transductor. </li><li> Enjuague el catéter con la solución de bloqueo y coloque el tapón del catéter como se describió anteriormente. </li></ol> 10. Resultados representante Una medida de la presión arterial representante fue tomado de un animal consciente se mueve libremente y se presenta en la Figura 4. Fenilefrina (3 ug / kg, iv), un agonista de los receptores alfa-1 adrenérgicos, se administró en la línea de la vena femoral para aumentar la presión arterial, al mismo tiempo que la medición de la presión arterial de la línea arterial femoral. Fentolamina (4 mg / kg, iv),un selectivo antagonista de los alfa-adrenérgicos, se administró después a disminuir la presión arterial. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" /> Figura 1. Disección roma de los tejidos. Con la rata en su espalda, se le han hecho alrededor de ½ pulgada (12 mm) incisión en el ángulo de las patas traseras y el uso de tijeras de punta roma o pinzas hemostáticas se romo disecar el tejido conectivo para exponer la arteria y la vena femoral. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" /> Figura 2. Separación de la arteria femoral y la vena del tejido conectivo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" /> Figura 3. Colocación de catéter. Vanna utilizando micro-disección tijeras lugar de una pequeña incisión de aproximadamente ¼ de la manera a través de la nave en un ángulo de 45 grados (arriba) y el lugar unas pinzas de punta fina en the incisión y con otro par de pinzas de alimentación del catéter en el vaso (medio). Por último, una vez finalizada la colocación del catéter de sutura el catéter en su lugar (abajo). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" /> Figura 4. Representante medida de presión arterial tomadas de un animal consciente se mueve libremente.

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Arterial y la cateterización de la vena se han utilizado históricamente para tanto aguda como crónica monitor de presión arterial, la sangre de la muestra y entrega de sustancias en el modelo de rata con animales de experimentación 1-4. Una ventaja importante de estas instrumentaciones quirúrgicas es que permite que los procedimientos de supervisión, incluyendo, la administración de muestra de sangre de drogas y control de la presión arterial, que se realizará con un mínimo de perturbaciones y / o estrés en el animal 1. Numerosos investigadores han escrito los protocolos y tienen metodologías específicas por lo que su laboratorio lleva a cabo el procedimiento quirúrgico 5-8. El vídeo y las ilustraciones muestran lo que nuestro laboratorio ha encontrado para tener éxito en lo que respecta a la arteria femoral y el procedimiento de cateterización venosa. Las ratas son comúnmente utilizados en el laboratorio para una multitud de estudios científicos debido a su pequeño tamaño y la comodidad en su manejo. Hay varios lugares donde una crónicacatéter puede ser colocado dentro de un animal, incluyendo la vena yugular, la aorta abdominal, la arteria carótida y la arteria femoral, para nombrar unos pocos. La localización femoral de ratas a los resultados del cateterismo crónica en una mayor duración de la permeabilidad del catéter y que la recuperación más rápida de peso del animal antes de la cirugía en comparación con otros lugares del catéter 9. Numerosos investigadores han usado catéteres para extracción de sangre aguda, así como crónicas 1-5,11-13. En muchos estudios de sangre múltiples sorteos se requiere de un animal y la canalización externa / cateterismo es una metodología que es ventajoso debido a su naturaleza no traumática, y además se puede hacer mientras el animal está consciente, por lo tanto no está limitado por los efectos de los anestésicos y también el animal puede ser libre movimiento 1,10. El mejor método para obtener muestras de sangre y para medir las hormonas del estrés en los roedores se ha debatido durante mucho tiempo 6,13. En cuanto a la farmacocinética studies, la cateterización de la investigación con animales permite repetir la toma de sangre con un mínimo de moderación cuando se utiliza un sistema de catéter implantados en forma permanente. Además, los estudios han demostrado reducción de la concentración basal de la adrenalina, la noradrenalina y la dopamina en el plasma de las ratas se mueven libremente (catéter yugular) en comparación con los animales que han sido manipulados (30 segundos) o una restricción, y (5 minutos) 14. Un método adicional por el que discernir aumentos en el estrés es mediante la medición de los niveles de corticosterona en plasma. Anteriormente se sugirió que incluso después de tres a cuatro días de tiempo de recuperación quirúrgica que los niveles de corticosterona en plasma fueron elevados en la rata crónica cánula 15. Sin embargo, las recientes mejoras en la metodología se ha determinado que no existen diferencias en los niveles plasmáticos basales de corticosterona en las ratas la vena yugular canulado en comparación con las ratas uncannulated 16. Además, la metodología de HPLC para el análisis de corticosterona también reveló que corticosteruno se elevan los niveles de estrés moderación, sin embargo, estable tras cateterismo yugular 16. Un uso adicional de la cateterización crónica es la medición de la presión arterial y frecuencia cardíaca de los roedores. Existen múltiples metodologías que se utilizan para medir la presión arterial y frecuencia cardíaca en ratas, los cuales incluyen las metodologías de la cola no invasiva del manguito, los procedimientos de radiotelemetría y directa catéteres. Cada método tiene sus ventajas y desventajas, que se describen en detalle en otras publicaciones. Que mora en nosotros llenos de líquido puede ser implantado catéteres en las arterias múltiples dentro de la rata. La arteria femoral es más que una arteria que puede ser utilizado para esta medida. Para las medidas de la sangre de presión / del corazón, el extremo distal del catéter se conecta a un transductor de presión calibrada. El catéter puede ser ubicado en un muelle de protección que está conectado a un pivote para permitir la libre circulación de los animales, o conectado a un botón quirúrgicoscamente implantado en el animal. Catéteres tienen la ventaja de reducir el estrés a largo plazo sobre el animal 17,18. Además de los materiales son baratos, la calibración es fácil para las medidas de presión y continuas medidas a largo plazo se pueden obtener en condiciones de estrés relativamente bajo de numerosas semanas 19. Seríamos negligentes si no mencionamos que hay desventajas de esta técnica, incluso, que es una técnica quirúrgica invasiva, el mantenimiento de la sonda es necesaria para mantener la permeabilidad, daño a la arteria debido a la implantación del catéter y la potencial de infección para nombrar unos pocos. Para las medidas de crónica de las grabaciones de la presión arterial de forma crónica directa implantados catéteres arteriales son técnicamente más difíciles, pero son más precisos y se puede hacer de manera continua sin molestar a los animales. Manguito de la cola mediciones son menos precisas, sin embargo, no requieren cirugía y también se puede repetired. Manguito de la cola metodologías requieren manipulación, así como la calefacción de los animales para dilatar los vasos de cola para facilitar la detección del pulso de 20. Manejo y el estrés por calor añadido pueden afectar las mediciones de la presión arterial, por lo tanto no proporciona medidas verdaderamente precisa. Por otra parte, los no directos cola-manguito método no permite fácil muestreo de sangre simultánea o administración de fármacos. Un método adicional por el cual puede ser medida directa se logra utilizando la metodología de telemetría. La telemetría permite grabaciones de alta calidad de la presión arterial (y otras medidas) de forma continua durante largos períodos de tiempo en la conciencia los animales se mueven libremente, sin restricción o anestésicos 18. Sin embargo, los dispositivos de telemetría mientras ideales son muy costosos. Cuando se compara con la telemetría, los beneficios del cateterismo incluyen: disminución de &quot;setup&quot; y los costes operativos, la capacidad de administrar fácilmente las drogas y el fácil tomar muestras de sangre en los animales se mueven libremente consciente. El administration de drogas y sustancias, y la obtención de muestras de sangre de los animales de investigación se puede hacer mientras mínimamente perturbar el animal, lo que reduce el estrés para el animal y que permite una medición más precisa.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nombre </td><td> Tipo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Catéter arterial </td><td> Consumible </td><td> EFS de infusión </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Catéter venoso </td><td> Consumible </td><td> Commodities Scientific, Inc. </td><td> BB518-20 y BB31785-V 2 / </td></tr><tr><td> 27 g de 1 / 2 &quot;aguja de punta roma </td><td> Equipo </td><td> Soluciones Integradas de dispensación, Inc. </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;aguja de punta roma </td><td> Equipo </td><td> Soluciones Integradas de dispensación, Inc. </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Equipo </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 / &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Cuádruple puente</a> </td><td> Equipo </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7.2</a> </td><td> Software </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">BP transductor con llave de paso y cable</a> </td><td> Equipo </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Giratorio de un solo canal </td><td> Equipo </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Un solo eje-Counter Balance de montaje giratorio </td><td> Equipo </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Covance arnés de infusión </td><td> Equipo </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Table Top Unidad de anestesia con isoflurano </td><td> Equipo </td><td> Protech International, Inc. </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Roedores mascarilla de anestesia </td><td> Equipo </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Roedores Cámara de inducción </td><td> Equipo </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RIC-01 </td></tr><tr><td> Anestesia granada de gas filtro </td><td> Equipo </td><td> Protech Internacionalal, Inc. </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Laminar Flow mesa Hood </td><td> Equipo </td><td> Sentry Air Systems, Inc. </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster A5 de Oro </td><td> Equipo </td><td> Oster Profesional Productos </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> La luz de fibra óptica con la Guía de cuello de cisne doble </td><td> Equipo </td><td> LW Scientific, Inc. </td><td> ILL-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> Deltaphase isotérmico Pad </td><td> Equipo </td><td> Braintree Científico </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Bastoncillos de algodón </td><td> Consumible </td><td> Solón Manufacturing Company </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Esponjas de gasa 2 &quot;x2&quot; </td><td> Consumible </td><td> Kendall Curity </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> 5-0 Nylon Sutura </td><td> Consumible </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> Sutura de seda 4-0 </td><td> Consumible </td><td> DekNatel </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Adhesivo tisular </td><td> Consumible </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Astilla y fijación Pinzas </td><td> Equipo </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Pinzas estudiante de tejido </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Pinza / Pinza Bracken </td><td> Equipo </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Pinza Graefe extra fino </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Olsen-Hegar Porta-agujas </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Estudiantes Halsted-Mosquito Pinzas hemostáticas </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean Fuerzap </td><td> Equipo </td><td> Investigación Biomédica Instruments, Inc. </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Estudiante Tijeras quirúrgicas </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Dumont Pinzas </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro tijeras de disección </td><td> Equipo </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Tijeras estrabismo </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hartman Pinzas hemostáticas </td><td> Equipo </td><td> Bellas Ciencia Tools, Inc. </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Tijeras de tejido </td><td> Equipo </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Retractor </td><td> Equipo </td><td> Por encargo </td><td></td></tr></tbody></table>

femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements

En múltiples campos de estudio, el acceso al sistema circulatorio en los estudios de laboratorio es necesario. Los estudios farmacológicos en ratas utilizando catéteres implantados en forma permanente permite que un investigador eficaz y humana administrar sustancias, lleve a cabo el muestreo repetido la sangre y ayuda en la conciencia de mediciones directas de la presión arterial y frecuencia cardíaca. Una vez que el catéter se implanta a largo plazo muestra que es posible. La vida y la permeabilidad del catéter depende de múltiples factores, incluyendo la solución de bloqueo que se utiliza, el régimen de limpieza y material del catéter. Este video mostrará la metodología de la arteria femoral y cateterización venosa de la rata. Además, el vídeo se muestra el uso de la vena femoral y catéteres arteriales para muestras de sangre, la administración del fármaco y el uso del catéter arterial en la toma de mediciones de la presión arterial y frecuencia cardíaca en ratas libremente una conciencia de movimiento. Una correa y arnés conectado a un sistema giratorio permite que el animal se houtilizado y se han tomado muestras por parte del investigador con una interrupción mínima para el animal. Para mantener la permeabilidad del catéter, un cuidadoso mantenimiento diario de la sonda es necesario utilizar una solución de bloqueo (100 U / ml de solución salina heparinizada), tierra de la máquina-agujas punta roma jeringa y el uso de filtros de jeringa para minimizar la contaminación potencial. Con cuidado las técnicas de asepsia quirúrgica, los materiales apropiados del catéter y cuidado de las técnicas de mantenimiento del catéter, es posible mantener los catéteres de patentes y los animales sanos por largos períodos de tiempo (varias semanas).

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Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Cateterización crónica de los vasos sanguíneos de la rata es a menudo necesaria para la administración de sustancias, obtener muestras de sangre durante un período de tiempo o por mediciones directas consciente de la presión arterial. Cateterización arterial femoral de la rata y las mediciones correspondientes de la presión arterial en el animal consciente se ha demostrado.

El cateterismo femoral arterial y venosa para muestras de sangre, la Administración de Drogas y la presión arterial consciente y mediciones del ritmo cardíaco

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

123.9K vistas.  Michigan State University. Cateterización crónica de los vasos sanguíneos de la rata es a menudo necesaria para la administración de sustancias, obtener muestras de sangre durante un período de tiempo o por mediciones directas consciente de la presión arterial. Cateterización arterial femoral de la rata y las mediciones correspondientes de la presión arterial en el animal consciente se ha demostrado.

Video: Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

La cateterización de la arteria carótida y la vena yugular para realizar mediciones hemodinámicas, Infusiones y muestras de sangre en un modelo de rata Consciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Investigación

Medicina

Quantification of the Immunosuppressant Tacrolimus on Dried Blood Spots Using LC-MS/MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United States. Tacrolimus is a narrow therapeutic index drug and as such requires therapeutic drug monitoring and dose adjustment based on its whole blood trough concentrations. To facilitate home therapeutic drug and adherence monitoring, the collection of dried blood spots is an attractive concept. After a finger stick, the patient collects a blood drop on filter paper at home. After the blood is dried, it is mailed to the analytical laboratory where tacrolimus is quantified using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) in combination with a simple manual protein precipitation step and online column extraction.
For tacrolimus analysis, a 6-mm disc is punched from the saturated center of the blood spot. The blood spot is homogenized using a bullet blender and then proteins are precipitated with methanol/0.2 M ZnSO4 containing the internal standard D2,13C-tacrolimus. After vortexing and centrifugation, 100 &#181;l of supernatant is injected into an online extraction column and washed with 5 ml/min of 0.1 formic acid/acetonitrile (7:3, v:v) for 1 min. Hereafter, the switching valve is activated and the analytes are back-flushed onto the analytical column (and separated using a 0.1% formic acid/acetonitrile gradient). Tacrolimus is quantified in the positive multi reaction mode (MRM) using a tandem mass spectrometer.
The assay is linear from 1 to 50 ng/ml. Inter-assay variability (3.6%-6.1%) and accuracy (91.7%-101.6%) as assessed over 20 days meet acceptance criteria. Average extraction recovery is 95.5%. There are no relevant carry-over, matrix interferences and matrix effects. Tacrolimus is stable in dried blood spots at RT and at +4 &#176;C for 1 week. Extracted samples in the autosampler are stable at +4 &#176;C for at least 72 hr.

Here we describe a high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) assay to quantify the immunosuppressant tacrolimus in dried blood spots using a simple manual protein precipitation step and online column extraction.

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring cardiomyocytes lost due to injury and disease. In contrast to the robust cardiac regeneration of certain lower vertebrates, adult mammalian hearts typically show minimal capacity for heart regeneration and repair. However, recent studies have sparked considerable scientific interest with the finding that, between postnatal day 1 to 7 (P1 to P7), the neonatal mouse heart retains significant regenerative potential after apical resection (i.e., surgical amputation and exposure of left ventricular apex). One major controversy over this finding might be due to the diverse surgery-related procedures used in efforts to replicate or expand upon this important finding. These instructions dynamically present the materials and methodology for apical resection in a mouse model. The salient steps of this rodent survival surgery involve hypothermia anesthesia, thoracotomy, surgical amputation of heart ventricular apex, and suture and recovery of mice. The approach described could expand the application of the apical resection mouse model for cardiovascular research.

A step-by-step video protocol of apical resection is demonstrated in this study. Apical resection is a recently highlighted surgical approach in mammalian heart regeneration research. This study may promote the application of apical resection as a standard methodology in research into the mechanism underlying heart regeneration.

Modelo apical Resección ratón para el Estudio de la regeneración del corazón de mamíferos Temprana

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Nuevo enfoque para la grabación simultánea de la actividad nerviosa simpática Renal y presión arterial con la infusión intravenosa en consciente, libre de ratones.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

La cirugía de derivación, un cateterismo derecho, y Vascular Morfometría en un modelo de rata de flujo inducido por la hipertensión arterial pulmonar

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Un modelo de isquemia cardíaca crónica en cerdos usando un Constrictor Ameroid

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Routine Screening Method for Microparticles in Platelet Transfusions

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood banks. Cells fragment off microparticles (MP) when they are stressed. Blood and blood components may contain cellular fragments from a variety of cells, most notably from activated platelets. When performing their roles as innate immune cells and major players in coagulation and hemostasis, platelets change shape and generate microparticles. With dynamic light scattering (DLS)-based microparticle detection, it is possible to differentiate activated (high microparticle) from non-activated (low microparticle) platelets in transfusions, and optimize the use of this scarce blood product. Previous research suggests that providing non-activated platelets for prophylactic use in hematology-oncology patients could reduce their risk of becoming refractory and improve patient care. The goal of this screening method is to routinely differentiate activated from non-activated platelets. The method described here outlines the steps to be performed for routine platelet inventory management in a hospital blood bank: obtaining a sample from a platelet transfusion, loading the sample into the capillary for DLS measurement, performing the DLS test to identify microparticles, and using the reported microparticle content to identify activated platelets.

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative in hospital blood banks. The goal is to differentiate activated from non-activated platelets to optimize the use of platelets. Providing non-activated platelets to hematology-oncology patients might reduce their high risk to become refractory.

Rutina de detección del método de micropartículas en las transfusiones de plaquetas

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood ...

Absorbent Microbiopsy Sampling and RNA Extraction for Minimally Invasive, Simultaneous Blood and Skin Analysis

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, we describe the protocol for using&#160;an absorbent microneedle-based device, absorbent microbiopsy, for minimally invasive sampling of skin and blood mixture. Our goal is to help facilitate rapid progress in clinical research, the establishment of biomarkers for skin disease and reducing the risk for clinical research participants. In contrast to conventional skin biopsy techniques, the absorbent microbiopsy can be performed within seconds and does not require intensive training due to its simple design. In this report, we describe the use of absorbent microbiopsy, including loading and application, on a&#160;volunteer. Then, we show how to isolate RNA from the absorbed sample. Finally, we demonstrate the use of quantitative reverse transcription PCR (RT-qPCR) to quantify mRNA expression levels of both blood (CD3E and CD19) and skin (KRT14 and TYR). The methods that we describe utilize off the shelf kits and reagents. This protocol offers a minimally invasive approach for simultaneous sampling of skin and blood within the same absorbent microbiopsy matrix. We have found human ethics committees, clinicians and volunteers to be supportive of this approach to dermatological research.

In this article, we demonstrate how the absorbent microbiopsy technique is performed and how the sample can be used for RNA extraction for simple and simultaneous sampling of skin and blood in a minimally invasive manner.

Absorbente Microbiopsy muestreo y extracción de RNA de sangre como mínimo invasor, simultánea y análisis de la piel

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

Grabación simultánea de electrocardiografía y sangre invasiva presión medida en ratas

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

Un modelo de interposición venosa de conejo imitando la cirugía de revascularización usando injertos de vena para evaluar la hiperplasia intimal bajo presión arterial arterial

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...