Intramural NIH program supported the development of this model. Publication support was provided by Harvard Apparatus Inc. and ADInstruments Inc. The work by the authors was done as part of US government&#8211;funded research; however, the opinions expressed are not necessarily those of the National Institutes of Health.

Los procedimientos descritos a continuación se realizaron como parte de un protocolo aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Centro Clínico de los Institutos Nacionales de Salud. 1. Preparación para la Cirugía <ol><li> Gas esterilizar los catéteres e instrumentos. </li></ol> 2. Preparar los catéteres <ol><li> Lave los catéteres con glicerol heparinizada (250 UI de heparina / 1 ml de glicerina) para asegurar la permeabilidad y evitar fugas. Enchufe extremo del catéter con un tapón de metal (20 ga, 15 mm) para retener glicerol heparinizada. </li></ol> 3. Preparar aséptica de estación de trabajo <ol><li> Utilice alcohol al 70% para rociar las bandejas de estaciones de trabajo y los instrumentos. Utilice un paño estéril para cubrir la mesa y de instrumentos operativos y bandejas lugar instrumentos de la bandeja. </li></ol> 4. Preparar ratas para la cirugía <ol><li> Lugar de ratas individualmente en una cámara de Lucite y exponerlo a un anestésico; isoflurano (3-5%) de la mezclaed con oxígeno hasta inconsciente. Retire la rata de la cámara y afeitar la piel de las zonas anterior y posterior del cuello. Aplique un ungüento lubricante para los ojos. </li></ol> 5. Implantación del Catéter <ol><li> Coloque rata anestesiada (confirmado por pizca dedo del pie) sobre una mesa quirúrgica calentada en la posición ventral; colocar la nariz en el cono de la nariz para mantener la anestesia con respiración espontánea (isoflurano; 3,5%). Frote suavemente el área quirúrgica 3 veces el uso de Betadine y alcohol al 70% que se alternan. Hacer una incisión en la piel en la línea media de 0,5 cm entre las escápulas usando una tijera quirúrgica. </li><li> Volver a colocar la rata en la posición dorsal; frenar suavemente las piernas a cada lado de la mesa de la utilización de bandas de goma; mantener la anestesia. Coloque dos laminados gasa 4x4 estéril bajo el cuello para extender demasiado poco para una mejor exposición. Hacer un 2 cm ventral incisión en la piel cervical derecha de la línea media del cuello a nivel de la clavícula utilizando un bisturí. </li></ol> 6. DerechoVena yugular Cateterismo <ol><li> Utilizando una pinza hemostática, sin rodeos diseccionar la vena yugular derecha, separar el salivales y los tejidos linfáticos para visualizar y aislar una sección de 5 mm de la embarcación. El uso de sutura de seda 4-0, coloque un lazo suelto en ambos extremos craneal y caudal del recipiente para maximizar la exposición de la embarcación. Usando una tijera quirúrgica micro hacer una incisión lo suficientemente grande para pasar el catéter, en línea con el vaso entre las dos ligaduras y atar la ligadura alrededor del vaso craneal. </li><li> Insertar el catéter venoso en el recipiente hacia el corazón con la ayuda del gancho de disección micro y fórceps y avanzar el catéter hasta que todo el segmento de PU 3F es en el recipiente. Utilice las ligaduras en los extremos craneal y caudal para asegurar el catéter al recipiente. </li></ol> 7. Izquierda arteria carótida Cateterismo <ol><li> Usando una pinza hemostática, sin rodeos diseccionar omohioideo longitudinalmente para exponer la arteria carótida izquierda y yosolate una sección de 5 mm de la embarcación. Asegúrese de que el nervio vago (de color blanco) estén totalmente separados de la arteria. Tenga cuidado de no triturar o romper el nervio. </li><li> El uso de sutura de seda 4-0, coloque un lazo suelto en el extremo caudal del buque, atar el extremo craneal del recipiente y colocar una pinza bulldog caudalmente por encima de la sutura para detener el flujo de sangre después de la incisión. Usando una tijera quirúrgica micro, hacer una incisión, lo suficientemente grande para pasar el catéter, en línea con el vaso entre las dos ligaduras. Insertar el catéter arterial hacia el corazón con la ayuda del gancho de disección micro y fórceps. </li><li> Utilice un soporte de aguja suave sin bloqueo para sujetar la parte del catéter dentro del recipiente hermético antes de quitar la pinza bulldog. Avanzar el catéter con un par de fórceps mientras afloja soporte de la aguja lentamente hasta que todo el segmento PU 2F del catéter está en el recipiente. Ate la ligadura caudal suelta alrededor del catéter y buque en garantía, pero no tan tight como para ocluir, el catéter. </li></ol> 8. El uso de una pinza hemostática recta, Túnel un tubo de 5 cm de vuelta vía subcutánea detrás de la oreja ya través de la incisión entre las escápulas. Exteriorizar los catéteres a través del tubo y quitar el tubo. 9. Cierre la incisión ventral con tres clips de acero inoxidable de la herida, y el dorsal de la incisión con suturas de seda 4-0 para Asegurar los catéteres exteriorizado en su lugar. Monitorear y Cuidado 10. Post-quirúrgico <ol><li> Tras el cateterismo, terminar la anestesia y recuperar la rata en decúbito lateral en una jaula con ropa de cama de celulosa. Tenga en cuenta las ratas a intervalos de 2 h durante al menos 4 horas o hasta que no muestran signos de dolor y luego una vez al día. Dé ketoprofeno [5 mg / kg, la inyección subcutánea (SQ)] inmediatamente después del procedimiento y cada 12 horas si la rata muestra signos de dolor o angustia. En nuestra experiencia, no hay ratas han requerido analgesia adicional para el dolor después de la initial inyección. Características observadas que provocaría la consideración de dosis adicionales de analgesia incluyen pero no se limitan a; postura anormal; aumento / disminución de la frecuencia respiratoria, unthrifty / descuidado, infección / inflamación del sitio de la incisión, secreción ocular, piloerección (&quot;pelaje de pinchos&quot;), reducción de la actividad en respuesta a los estímulos sonoros o táctiles. NOTA: Las ratas se recuperaron durante 72 horas que ganar&gt; 10 g de peso antes del cateterismo se inscribieron en el estudio. </li></ol> 11. Conexión al Sistema de hemodinámica <ol><li> Después de la recuperación, inscribirse ratas sanas (aumento de peso&gt; 10g) en el estudio. Coloque ratas en cámara de Lucite y anestesiar como se describió anteriormente. </li><li> Coloque campo estéril en la mesa quirúrgica con pinza hemostática estéril, micro pinzas, 1 ml jeringas con aguja roma adjuntos. NOTA: Las puntas de la pinza hemostática deben ser cubiertas con goma para evitar daños en el catéter. Coloque rata anestesiada en una quirúrgicamesa en la posición y lugar ventral nariz hasta el cono de la nariz para mantener la anestesia (05.03%) con respiración espontánea. </li><li> Clamp catéteres arteriales y venosos utilizando un par de pinzas de goma cubiertas apenas por debajo de las clavijas de metal. Use un par de pinzas para retirar el pasador de metal en el extremo del catéter y adjuntar una jeringa de 1 ml llena con solución salina de heparina con una aguja roma adjunto. A su vez, retire las pinzas hemostáticas y retirar 0,1 ml para asegurar que los catéteres son patentes. </li><li> Vuelva a sujetar los catéteres, retire la aguja y coloque este fin a un catéter largo (pre-inundó con solución salina de heparina) que está conectado a un giro y atado en la parte superior de la caja caja de zapatos. Conecte estos catéteres a los transductores para la adquisición de datos y el registro, toma de muestras, o infusión. NOTA: Todos los catéteres están protegidos con conductos de resorte en espiral durante el tiempo suficiente para permitir la gama completa de un animal de movimiento en su jaula. </li><li> Después de conexión de catéter, terminar la anestesia yrecuperar los animales en la posición esternal en una jaula con ropa de cama de celulosa. Para mantener la permeabilidad del catéter arterial, a eliminar manualmente las líneas con 0,05 ml de solución salina de heparina (50 UI / ml) cada 1 hora durante 24 horas, que coinciden con las evaluaciones periódicas de los animales. </li></ol> 12. Muestreo de Sangre, Control de Presión y de la Administración de Drogas <ol><li> Conecte la jeringa vacía para llave de paso conectada al catéter arterial y retirar 0,6 ml ras línea. Conecte la jeringa de la muestra, tomar muestras, y devolver el 0,6 ml ras línea seguida por 0,7 ml de solución salina heparinizada. </li><li> Utilizar los datos de hardware y software de adquisición para medir y MAP registro y el ritmo cardíaco de forma continua. </li><li> Conecte el sistema de administración de fármacos automatizado (ADDS) al catéter venoso. NOTA: ADDS ajusta la velocidad de infusión de vasopresores (alto, bajo o 0 dosis), basado en la MAPA detectó a las presiones mantenidas dentro del rango fisiológico normal. </li></ol>

<ol>
	<li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat.">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li><li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proceedings:+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat.">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li><li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection.">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model.">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li><li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock.">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li><li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis.">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li><li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model.">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model.">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li><li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats.">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling,+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements.">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).</li></ol>

The authors have no potential conflicts of interest.

<html> La investigación de enfoques terapéuticos para un modelo clínico de la enfermedad requiere la capacidad de realizar con precisión el control hemodinámico, por lo que requiere el acceso vascular. En nuestro modelo de sepsis, cateterismo arterial ofrece monitoreo de la presión sistémica y la cateterización venosa permite la aplicación de la terapia clínica estándar. La terapia estándar para la sepsis incluye la infusión de antibióticos para tratar la infección bacteriana y la infusión de fluidos y vasopresores para mantener la presión arterial dentro del intervalo deseado. Ambos catéteres se utilizan para el muestreo de sangre. En este diseño, la aplicación de la infusión programable bombas con accionamiento automático de la velocidad de infusión de vasopresores basado en tiempo real significa presiones arteriales es un avance sobre el entorno clínico que requiere la valoración manual por el personal médico y en la configuración de pre-clínica hace que la uso de esta modalidad posible para el estudio de grandes números de animales tratamiento. . e_content &quot;&gt; Algunas complicaciones fueron experimentados temprano en el desarrollo del modelo Éstos incluyeron la oclusión parcial de ambos catéteres arteriales y venosos de más de endurecimiento, los lazos de los componentes PU2 y PU3, (2.1%); la mala colocación de catéter venoso yugular en un pequeña rama, (&lt;1%); inexplicable muerte súbita después de la recuperación (sin trombo pulmonar u otro daño a los órganos evidente), (1-2%) resuelto manteniendo la concentración de isoflurano 2-3,5% con O 2 tasa de flujo de 2 L / min . No hubo otras complicaciones quirúrgicas comunes de la hemorragia, infección local y el daño infligido a sí mismo. Una vez que la competencia quirúrgica se logra, cada procedimiento debe ser capaz de ser completado en no más de 15 minutos. La tasa de éxito se mide como una recuperación saludable y catéteres de patente, se puede esperar que superar el 90% una vez plenamente capacitado. Un animal adicional se incluye en cada estudio para minimizar la pérdida de datos y el número total de animales necesarios y dar cuenta de un catéter fallido que puede ser &quot;ensólo fusión &quot;o la mortalidad debido a complicaciones. El paso más crítico en este procedimiento es el diseño y colocación de los catéteres. Los materiales deben ser suave en la punta con el fin de no perforar la pared del vaso sin ser forzados con demasiada facilidad. El cuerpo del catéter tiene que ser más rígido (que la punta) para poder avanzar en el recipiente suficientemente y ser asegurado en su lugar. Figura 1 muestra los diámetros de la tubería 3 que están conectados para el catéter arterial y 2 tubos de diámetro diferente conectado para los catéteres venosos. Estos componentes se deslizan uno dentro de otro para reducir el diámetro del catéter en la punta y se pegan con las anclas añadido para asegurar la colocación del catéter en el vaso o el corazón se mantiene. Una vez recuperado y conectado a la pieza giratoria y de sujeción, las formas de onda de MAP y PVC deben ser similares a los datos representados en la Figura 2. Para mantener patenc catéter arterialy durante el monitoreo, se debe realizar un lavado con solución salina de heparina por hora (0,05 ml). La infusión continua mantiene la permeabilidad del catéter venoso. Durante la conexión de la línea y el color, se debe prestar mucha atención para asegurar que no haya burbujas de aire en la línea. Una burbuja de aire de ≥0.1ml puede dar lugar a una embolia en el pulmón, el cerebro u otros órganos. Formas de onda hemodinámicas se registraron y analizaron en el transcurso del estudio. Cuando la compresión de tiempo en el eje x, la Figura 3 muestra los cambios en MAP y CVP en el transcurso de 1 hora, así como los cambios en la frecuencia y el efecto de la infusión de vasopresor. El procedimiento tiene varias limitaciones potenciales. En nuestros estudios, los catéteres permanecen patente para un máximo de 11 días. No se sabe cuánto tiempo los catéteres permanecerían patente más allá de este período. Para ajustar los catéteres como se describe, hay un tamaño mínimo vascular, que se correlaciona más o menos con el peso de roedores, requiriendo animales inscritos en este estudio sea mayor que200 g. El uso de un catéter de diámetro más pequeño se traduciría en el aumento de las resistencias a fluir la reducción de la permeabilidad. La consecución de las medidas centrales de presión venosa requiere la colocación del catéter precisa en el atrio suficiente para tener en cuenta el tamaño y el crecimiento durante el período de estudio y puede ser un desafío. Una vez dominado, cateterismo arterial y vascular pueden servir de base para una amplia variedad de modelos de roedores que requieren monitorización hemodinámica, toma de muestras de sangre, y la infusión de líquidos o terapias y reducir al mínimo cualquier dolor y angustia durante la instrumentación o manipular una vez recuperado. De hecho, en conjunción con una publicación que describe JOVE 10 cateterización anterior de la vena femoral, hemos realizado con éxito este modelo con 3 catéteres implantados.

Cateterismo arterial y venoso de las ratas durante mucho tiempo ha sido utilizado en la investigación de laboratorio. 1, 2 cateterismo se puede utilizar para el seguimiento de los parámetros hemodinámicos incluyendo sistólica, diastólica y la presión arterial media (MAP), la frecuencia cardíaca (HR) y la presión venosa central (CVP) 3,4. Además, estos catéteres permiten la infusión de los tratamientos estándar o terapias potenciales, así como tomar muestras de sangre para analizar aún más el mecanismo subyacente de una enfermedad o tratamiento. Por lo tanto, teniendo acceso vascular en un modelo animal pequeño es fundamental para el estudio de las medidas de desempeño clínico y los efectos del tratamiento. Para el estudio de las causas subyacentes de la enfermedad crítica, es importante desarrollar primero un modelo para simular la condición humana. La inoculación intra-traqueal de una cantidad conocida de bacterias ha sido utilizado con éxito para reproducir la patogénesis de la neumonía, una infección pulmonar grave que luego se convierte en sepsis.3, 5 Monitoreo medidas hemodinámicas y proporcionar el tratamiento clínico estándar es crítico para simular la atención de apoyo rutina. Tratamiento clínico estándar incluye la infusión de antibióticos que ayuda en la limpieza de la infección subyacente y la administración de fluidos y vasopresores, dos terapias empleadas en pacientes sépticos para mantener la presión de la sangre. 5-7 de acceso vascular, específicamente implantación de catéteres de patente es especialmente importante cuando se estudia terapias de investigación para la sepsis. Durante muchos años, la capacidad de administrar el tratamiento clínico estándar para roedores estaba limitada por la disponibilidad de los materiales con las propiedades necesarias para la construcción de catéteres implantables y la capacidad de la tecnología de infusión para entregar pequeños volúmenes con precisión con el tiempo. Además, la capacidad de desencadenar una infusión en respuesta a la monitorización continua de una medida hemodinámica específica permite un soporte consistente y reproduciblemodelo ard tratamiento al utilizar una muestra más grande de los tamaños típicos de los estudios con roedores. 8, 9 Estas limitaciones tecnológicas en materiales y hardware de precisión se han superado, sino para proporcionar simultáneamente terapias de rutina mientras monitorea los parámetros hemodinámicos, tanto arteriales como acceso vascular venosa deben estar disponibles. El video detalla la técnica quirúrgica para la implantación de la arteria carótida y la vena yugular catéteres comunes en una rata anestesiada. Después de un período de recuperación de 72 horas, los animales se volvieron a anestesiar y se conectan a una configuración de sujeción y giratorio unido al alojamiento roedor utilizado para conectar los catéteres implantados al sistema de monitorización hemodinámica. Durante el estudio, el sistema permite una infusión de fluido, ya sea basado en la entrega de un volumen dado a una cierta tasa de infusión o un sistema automatizado que proporciona una velocidad de infusión en función de la presión arterial media detectado para mantener un rango de presión dada. El sistema de infusión de fluidoutiliza jeringa programable bombas que interactúan con las salidas digitales del sistema de adquisición de datos y son controlados por el software de seguimiento de la MAP. La configuración de sujeción y giro permite el libre movimiento de la rata durante el estudio, mientras que el control de presiones, la infusión de fluidos y vasopresores, y llevar a cabo el muestreo de sangre sin tener que manipular los animales. Monitoreo simultáneo de hasta 12 animales instrumentados con 2 catéteres cada uno (en nuestra configuración) con el hardware ampliable a monitorear 24 animales instrumentados permite una gran flexibilidad para el estudio de varios grupos estratificados en cada experimento. Este procedimiento de cateterismo puede ser beneficioso para las instalaciones de investigación que utilizan modelos de roedores similares que requieran acceso vascular para el monitoreo, muestreo y tratamiento para un máximo de 11 días. Si el centro de investigación teniendo en cuenta este procedimiento tiene experiencia con roedores y una estructura de soporte adecuado para el mantenimiento de estos animales luego developing estas habilidades pueden proporcionar un importante ahorro de costes, reduciendo el costo total por rata por sondaje de más de $ 180 a menos de $ 50 (incluyendo rata ingenuo, componentes del catéter y gastos técnicos) y aumentar la flexibilidad de programación (ingenuo ratas son fácilmente disponibles vs. horario expedición de la compañía implantado de ratas). El éxito de este procedimiento depende de las habilidades de la persona que realiza los cateterismos. Los animales de capacitación requeridas para ser competente en este procedimiento ha oscilado entre 20 y 40 ratas con una tasa de permeabilidad del catéter resultante de&gt; 90%.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="715">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:299px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro dissecting forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-8102</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate straight hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-7114</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate curved hemostatic forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">&#160;7-4</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">serrefine curved, very delicate micro clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5471</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro dissecting hook</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">19-220</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">angled on edge micro dissecting spring scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5618</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">light operating scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6750</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scalpel handle and blade (#10)</td>
			<td>Cincinnati Surgical</td>
			<td style="width:119px;">RS-9843</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pack of 4-0 silk suture with curved needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">FS-2</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro suturing needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6410</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">wound clip</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">59027</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gauze 2&#34;x2&#34;&#160;</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3362</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">gauze 4&#34;x4&#34;&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2556</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthesia vaporizer</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td style="width:119px;">V703001</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lucite box</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">downdraft Table</td>
			<td>Airscience</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">table top surgical platform</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">arterial Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">venous Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data Acquisition System</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">Powerlab 16/30</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Data Analysis software</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">LabChart v7.3</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Programmable infusion pumps</td>
			<td style="width:131px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PHD Ultra</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model

El éxito de un modelo de pequeños animales para estudiar la enfermedad crítica es, en parte, depende de la capacidad del modelo para simular la condición humana. La inoculación intra-traqueal de una cantidad conocida de bacterias ha sido utilizado con éxito para reproducir la patogénesis de la neumonía, que luego se convierte en sepsis. Monitoreo de los parámetros hemodinámicos y proporcionar el tratamiento clínico estándar, incluyendo la infusión de antibióticos, líquidos y medicamentos para mantener la presión arterial es fundamental para simular la atención de apoyo rutinario en este modelo pero para ello requiere tanto arteriales como acceso vascular venosa. El video detalla la técnica quirúrgica para la implantación de la arteria carótida y la vena yugular catéteres comunes en una rata anestesiada. Después de un período de recuperación de 72 horas, los animales se volvieron a anestesiar y se conectan a una configuración de sujeción y giratorio unido al alojamiento de roedores que conecta los catéteres implantados al sistema de monitorización hemodinámica. Esta configuración permite la libre circulación de larata durante el estudio mientras se monitorea continuamente las presiones, la infusión de líquidos y fármacos (antibióticos, vasopresores) y llevar a cabo la extracción de sangre.

Cambios en la presión vascular se transmiten a través de los catéteres llenos de fluido (Figura 1) y se convierten en señales eléctricas representadas por las formas de onda hemodinámicos (Figuras 2, 3). Sin acceso vascular, no se podrían hacer estas medidas. Transmisión en tiempo real de las formas de onda permite la detección y el análisis de los cambios en el ritmo para vencer base (Figura 2). La compresión de la escala de tiempo de las formas de onda permite cuantificar los cambios que se producen durante una duración más larga (de minutos a días) (Figura 3, 4 superiores formas de onda) que puede ser correlacionada con los cambios en las tasas de infusión de vasopresores (Figura 3, 4 formas de onda inferiores). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Figura 1. Catéter Diseño: Los detalles de los componentes de los catéteres arteriales y venosos PU, de poliuretano;. PE, polietileno (longitud de segmento) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Figura 2. En tiempo real ondas MAP de 4 roedores típicos 7 días después de la cateterización más de 7 seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Figura 3. formas de onda Mapa Tiempo-comprimido de 4 roedores típicos (superior 4 formas de onda) 7 días después de la cateterización más de 1 hora. Cuando el MAP se promedia (4 formas de onda inferiores), ese valor se utiliza para desencadenar AGREGA alta (&lt;90 mmHg) , baja (&lt;100 mmHg) o detener (&gt; 110) respuesta del flujo de la bomba de infusión. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

La cateterización de la arteria carótida y la vena yugular para realizar mediciones hemodinámicas, Infusiones y muestras de sangre en un modelo de rata Consciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

71.0K vistas.  National Institutes of Health. Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Video: Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

El cateterismo femoral arterial y venosa para muestras de sangre, la Administración de Drogas y la presión arterial consciente y mediciones del ritmo cardíaco

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Investigación

Medicina

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

La formación de una sofisticada técnica de microcirugía: La interposición de injerto de la vena yugular externa en la arteria carótida común en ratas

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modelo murino de la implantación de un stent en la arteria carótida para el Estudio de la reestenosis

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Adultos Mouse hipertensión venosa: Modelo: arteria carótida común a la vena yugular externa anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusiones de la arteria carótida para farmacocinéticas y farmacodinámicas Análisis de taxanos en ratones

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Lesión Vascular Globo y Administración intraluminal en rata arteria carótida

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

Un modelo de conejo de expresión del transgen Durable en la vena yugular a los injertos de interposición de la arteria carótida común

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Fase contraste resonancia magnética en la arteria carótida común de rata

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, which could potentially affect results. The jugular vein cannulation (JVC) in rats is a widely used model for repeated blood collection but requires adequate training of surgery skills and animal care. This article details the microsurgical procedures for establishing and maintaining a permanent JVC rat model with specific focus on the placement and sealing of the jugular cannula. The importance of monitoring physiological (e.g., body weight, food, and water intake) and hematological parameters, was highlighted with results presented for 6 days post-surgery during the rat&#39;s recovery. The drug-plasma concentration-time profile of orally administered natural phenol ellagic acid was determined in the JVC rat model.

Detailed microsurgical techniques are demonstrated to establish a longer-term jugular vein cannulation rat model for sequential blood collection in the same animal. Physiological and hematological parameters have been monitored during the rat's recovery phase. This model has been applied to study pharmacokinetics of orally administered polyphenol without inducing animal stress.

Habilidades microquirúrgicas para establecer la canulación permanente de la vena yugular en ratas para el muestreo de sangre en serie del medicamento administrado por vía oral

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Muestreo repetitivo de sangre de la vena subclavia de rata consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...