El estudio fue apoyado financieramente por la Fundación Lundbeck, La Fundación Karen Elise Jensen, el Fondo de Investigación Sanitaria de la Región Central de Dinamarca y el Instituto de Medicina Clínica del Hospital Universitario Aarhus. Reconocemos con gratitud la ayuda hábil de Donald F. Smith, Anders Steen Soerensen, Henrik Soerensen, Asbjoern Ettrup-Christensen, y el personal de Paaskehoejgaard.

1. Intubación <ol><li> Equipo necesario para la intubación endotraqueal: los medios de ventilación asistida, eslingas para la apertura de la boca de succión de baja presión con punta roma, laringoscopio con hoja recta veterinaria entre 17 y 25 cm de largo, estilete, jeringa con aire, el estetoscopio y cinta adhesiva. Para adultos Göttingen minipigs un tamaño de tubo endotraqueal 5 a 7 mm es apropiado 10. En este video de un tubo de 5,5 mm se utilizan 10. </li><li> El minipig se coloca en la espalda y con un buen apoyo con el fin de asegurar que el paso de la laringe se mantiene recta. </li><li> La lengua se saca un poco la mandíbula y mantiene abierto por un asistente, sin extender demasiado la cabeza. La rotación de las vías respiratorias o la extensión excesiva de la cabeza puede ocluir las vías respiratorias, por lo que la apertura laríngea más difíciles de identificar y que complica la colocación del tubo traqueal. </li><li> El laringoscopio se introduce en la cavidad faríngea y se utilizan para deprimir la lengua, haciendo visible la epiglotis. La punta de la succión se utiliza para desplazar la epiglotis del paladar blando. La punta del laringoscopio se utiliza para presionar la epiglotis hacia arriba, hacia la base de la lengua, que revela la apertura laríngea. </li><li> Los cartílagos aritenoides y las cuerdas vocales salir a la luz y el tubo endotraqueal se avanza suavemente con una ligera rotación, en la tráquea durante la espiración. </li><li> El manguito del tubo es inflado de acuerdo a las especificaciones de la fabricación, teniendo cuidado de evitar el exceso de inflación, que puede causar inflamación y edema de las vías respiratorias. Los cerdos tienen un bronquio para ventilar el lóbulo derecho pulmonal craneal. Por tanto, es importante colocar el tubo por encima de la bifurcación de la tráquea. Esto se facilita mediante el uso del tamaño del tubo correcto y lo más importante de la fijación del extremo proximal del tubo en el nivel de la boca con cinta adhesiva. </li><li> Cuando el minipig está correctamente intubado, un paso libre de aire debe ser sentida a través del tubo, y la auscultación del pecho debe revelar los sonidos de respiración en el lado izquierdo y derecho del tórax. </li><li> Al conectar el ventilador con sistema de monitoreo para la minipig, fisiológicos valores espiratoria de dióxido de carbono deben ser mensurables y la curva de dióxido de carbono que sigue el patrón de respiración decidido por los parámetros del ventilador 6,10 se pueden observar. </li><li> El dióxido de carbono y los valores de oximetría inicialmente puede verse afectada por la premedicación y la inducción de la anestesia. Sin embargo, estos valores rápidamente en caso de volver a la normalidad con la ventilación adecuada 6,10. Cualquier signo de cianosis a pesar artificial asistida por ventilación indican colocación inadecuada del tubo. El error más común es la colocación accidental de la sonda en el esófago. </li></ol> 2. Cateterismo transuretral de la vejiga <ol><li> Este procedimiento es sólo para cerdas. Para cerdos enanos adultos de un tamaño sonda de Foley francés de 8 o 10 es el adecuado. Debido a la curvatura y el tamaño de la abertura uretral externo, un catéter con fiador es preferible. El tabique nasal se puede utilizar en cerdos pequeños, mientras que un espéculo, con hojas más largas pueden ser útiles para los animales grandes. Equipo necesario también incluye unas pinzas una punta roma, una jeringa con lubricante solución salina, y una bolsa de orina sistema cerrado de drenaje. </li><li> Con el fin de visualizar mejor el orificio externo de la uretra durante la cateterización del minipig se coloca en la espalda con un soporte en la región lumbar, mientras que un ayudante saca las patas traseras craneal. </li><li> El espéculo lubricado se inserta y se abrió para visualizar la pared vaginal. La abertura de la uretra femenina externa se encuentra en el piso de la vagina aproximadamente un tercio a la mitad de la distancia en el cuello uterino (Fig. 1A). Sin embargo, debido a que el animal se coloca en la parte posterior, la posición de la abertura de la uretra se parecen estar invertidos. </li><li> El catéter se controla con las pinzas con puntas romas, de modo que la punta del catéter está en la continuación de las pinzas. Inserte cuidadosamente el catéter en el orificio de la uretra (Fig. 1B). La uretra es fácilmente traumatizados si la fuerza se utiliza demasiado durante el cateterismo. Sin embargo, una ligera resistencia al principio se puede sentir hasta que el catéter ha pasado el esfínter urinario externo. Si el problema persiste, esto puede indicar que el animal no está sedado profundamente. La solución es esperar un poco y dejar que la anestesia tener su efecto. </li><li> A medida que el catéter llega a la vejiga, retire el estilete, y la orina se verá que fluye. </li><li> Inflar el globo con una solución salina de acuerdo a las especificaciones de la fabricación y tire suavemente de la sonda hasta que el globo de las capturas en el cuello de la vejiga. </li><li> Coloque la bolsa de orina en un sistema cerrado de drenaje. </li><li> Tape el catéter a la cola para evitar el desplazamiento accidental del catéter al manipular el animal. </li></ol> 3. Arteria femoral y la vena catheterization <ol><li> El equipo necesario incluye: bisturí, con puntas romas tijeras quirúrgicas, pinzas de tejido, pequeñas puntas romas pinzas quirúrgicas, pequeñas auto-contención retractor de tejido, porta-agujas, swaps quirúrgicos, suturas con agujas, suero salino heparinizado como una descarga de fluidos para mantener la permeabilidad del catéter , dos de calibre 18 IV cánula, dos de 4 franceses vainas punta brite con introductor y el alambre de Seldinger guía. </li><li> La profundidad de la anestesia debe ser evaluado por las pruebas del reflejo interdigital dolor antes de iniciar el procedimiento. </li><li> La arteria femoral y la vena se acercó con la minipig colocado en la espalda y la pierna de atrás retraído lateralmente. Identificar en el pliegue de la piel entre el músculo recto interno y el sartorio, donde la pulsación de la parte superficial de la arteria safena medial desaparece. </li><li> Haga una incisión longitudinal superficial de la piel del cráneo a este punto, evitando así inadvertidamente dañar los vasos safena medial. </li><li> Utilice unas tijeras con puntas romas para diseccionar el tejido subcutáneo subyacente. </li><li> La división de la fascia del músculo sartorio y recto interno del muslo se divide craneal al sitio de penetración de los vasos safena medial, primero con una pequeña pinza de puntas romas quirúrgico y luego digitalmente. </li><li> Los dos grupos de músculos se separan con un retractor de tejido pequeño auto-contención, teniendo cuidado de no dañar el nervio femoral y los vasos. </li><li> La arteria está aislado en una longitud de aproximadamente 1 a 2 cm utilizando disección roma. </li><li> Gire la aguja venflon biselado para que la luz es hacia arriba. Doblar la aguja un poco por lo que siguen la curvatura barco con mayor facilidad. Recuerde que debe asegurarse la aguja puede moverse hacia atrás y hacia delante con poco esfuerzo. </li><li> La arteria se pincha, la aguja se retractó y la guía de Seldinger se introduce a través del tubo venflon. </li><li> Retire el tubo venflon mientras ejerciendo una suave presión en la arteria para asegurar la fijación de la guía. </li><li> La vaina con introductor se inserta sobre el alambre de Seldinger y avanzó a la posición deseada, después de que el presentador y el alambre de Seldinger se retira. </li><li> La vena femoral se encuentra justo debajo y medial a la arteria. Después de aislar la vena utilizando disección roma, la vena se cánula a lo descrito previamente para la arteria. </li><li> Para verificar que tanto la arteria y la vena se cateteriza correctamente, extraer la sangre de los dos vainas y compare el color de las muestras. Cada vez que una muestra de sangre, recuerde lavar posteriormente los catéteres con solución salina heparinizada con el fin de mantener la permeabilidad del catéter. </li><li> Los catéteres están asegurados y la piel se cierra con unas cuantas suturas. </li><li> Un bucle recipiente puede ser colocado alrededor de la arteria y la vena con el fin de fijar los vasos antes de la punción. A pesar de sus ventajas, por lo general evitar este paso adicional, ya que requiere una disección excesiva de los vasos y puede aumentar el riesgo de dañar las ramas laterales y de profundidad. </li></ol> 4. Perfusión Transcardial <ol><li> El siguiente equipo es necesario para el procedimiento: sistema de perfusión (Fig. 2), los fluidos de perfusión relevantes, bisturí, con puntas romas tijeras quirúrgicas, tijeras de hueso, y la celebración de dos grandes auto-pinzas de los cuales al menos uno tiene una punta curvada. Un auto de retención retractor esternal no es absolutamente necesario, sino que alivia considerablemente el procedimiento. </li><li> Transcardial perfusión se debe realizar en una habitación bien ventilada, con un sistema de extracción de humos de alta potencia y las instalaciones que permiten la recolección de líquidos perfundido y la sangre para la eliminación segura posteriores. </li><li> Después de la inyección por vía intravenosa una dosis letal de pentobarbital, prueba del reflejo interdigital dolor antes de continuar. </li><li> El mejor acceso al corazón y la aorta se realiza a través de una esternotomía media. Haga una incisión longitudinal profundas de la piel, se extiende desde el manubrio con el proceso xifoides del esternón. Acceder a la cavidad torácica, haciendo una pequeña incisión en el diafragma justo debajo de la apófisis xifoides. </li><li> Introduzca las tijeras de hueso en la cavidad torácica y atraviesan el esternón. Se debe tener cuidado al realizar este procedimiento, porque el corazón puede estar adherido a algún lugar en el interior del esternón. Por lo tanto, asegúrese de que la hoja de las tijeras ósea se basa en todo momento dentro de la cavidad torácica en la parte interior del esternón. </li><li> Después de que el esternón se ha dividido, puesto en el retractor auto retención del esternón y abrir la cavidad torácica. </li><li> Si sigue intacta, hace una pequeña incisión en el pericardio en el ápice del corazón y luego digitalmente abrir el saco pericárdico. </li><li> Identificar el ventrículo izquierdo, la aurícula derecha y la aorta con la vena cava superior (Fig. 1C) </li><li> Hacer un pequeño corte superficial cerca del ápice del corazón y el acceso del ventrículo izquierdo por perforación del miocardio con un instrumento de punta roma. </li><li> Inserte el perfusion cánula en el interior del ventrículo izquierdo y mover la punta de la cánula cranealmente hacia la aorta. </li><li> Cuando la cánula se hace sentir entre los dedos en la aorta, la abrazadera de la cánula en su lugar con las pinzas curvas de auto-explotación. </li><li> Hacer una incisión en la aurícula derecha y comenzar a inyectar el fijador a través de la cánula de perfusión. El flujo de perfusión de la aorta se puede sentir, y la sangre se derrama a través de la aurícula derecha una incisión en el flujo de perfusión en los vasos minipig continúa. Observe cómo la perfusión sistémica con paraformaldehído induce la hiperextensión de las extremidades y contracciones de la musculatura superficial debido a la aldehído entrecruzamiento de los nervios y los músculos. Cuando se utiliza un sistema de perfusión accionadas por aire comprimido en lugar de la gravedad, asegúrese de retirar la cánula, o sujetar el tubo de silicona transparente, antes de que el cartucho está vacío, con el fin de evitar la entrada de aire del sistema vascular. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. R: La hembra Göttingen minipig orificio uretral externo. B: La apertura de la uretra después de la inserción del catéter C:. Vista ventral del corazón minipig después de esternotomía media. <img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. R: El sistema de perfusión consiste en tubos de entrada con una válvula de presión ajustable y una palanca para controlar la entrada de aire comprimido en el contenedor de la perfusión. Tubos de silicona transparente conecta el recipiente de una cánula roma punta hecha de un tubo de 4 mm de acero B y C:. Mediante la compresión de la palanca de entrada, la presión aumenta en el contenedor y la perfusión es impulsado a través de la cánula D:. Cuando la clara tubo de silicona y la cánula se llenan de perfusión, el flujo se detiene con una abrazadera y el sistema está listo para su uso.

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Todos los procedimientos fueron aprobados por el danés Animal Experimental Inspección, danés Ministerio de Justicia y se llevaron a cabo de acuerdo con los &quot;Principios del cuidado de los animales de laboratorio&quot; (NIH publicación N º 86-23, revisado en 1985).

Esta presentación proporciona instrucciones paso a paso las instrucciones visuales en la forma de realizar cuatro procedimientos utilizados en la investigación minipig 12,13. Las técnicas descritas pueden ser utilizadas con poca o ninguna adaptación en los cerdos Landrace y otros animales de investigación de gran tamaño como los perros y las ovejas 14. La técnica aséptica se deben emplear para evitar las infecciones, al realizar los procedimientos descritos en estudios de supervivencia. Inducción de la anestesia es importante para el bienestar de los animales y las razones científicas, y debe proporcionar la ausencia de reflejos corneales y buena relajación muscular, antes de la intubación endotraqueal se intenta. Sin embargo, debido a los anestésicos utilizados para la inducción no se administran en dosis fijas, pero administradas hasta el efecto deseado se observa, es importante vigilar de cerca al animal, debido al riesgo de apnea del sueño, especialmente si se utiliza propofol 6,10. Para la intubación traqueal, el uso de spray de xilocaína o relajante muscular puede facilitar la introducción de la sonda, pero el uso de bloqueadores neuromusculares sólo debe ser realizado por personal bien entrenado en estos procedimientos de manera que cumpla con los requisitos éticos. Se debe tener cuidado de no traumatizar el paso laríngeo durante la intubación, para evitar la inflamación y el edema traqueal. Edema de vías aéreas pueden ser tratados con AINE o similares anti-inflamatorios no esteroideos 10. Los cerdos pueden ser intubados desde varias posiciones, pero que el animal en la espalda tiende a ser más fácil para aquellos que llevan a cabo regularmente la intubación humanos, ya que presenta la vía respiratoria de una manera similar 6. El error más común durante la intubación es la colocación accidental de la sonda en el esófago, que está situado justo debajo del paso de laringe cuando el animal se coloca en la espalda. Tenga en cuenta que el tubo no se debe avanzar sin identificación clara de los cartílagos aritenoides y las cuerdas vocales. Cateterismo transuretral de la vejiga urinaria a través de la uretra se hace fácilmente en las cerdas, mientras que este procedimiento es extremadamente difícil, quizás imposible, en los hombres 6. Cabe señalar que desde el orificio de la uretra femenina es anterior a la vagina, la abertura más grande vaginal puede ser erróneamente sondaje. El uso de lubricante estéril y desinfección se recomienda para estudios de supervivencia. Además, el lubricante con efecto anestésico local puede facilitar el procedimiento de cateterización. Al realizar la arteria femoral y cateterización venosa, la elección de los catéteres buque y la forma en que se fijan diferencias entre la supervivencia y no estudios de supervivencia, sobre todo cuando los catéteres son implantados por un período prolongado de tiempo 6. Por ejemplo, para la implantación de catéteres crónicos debe ser altamente biocompatibles, tienen cuentas de retención o para la fijación de los puños, así como no traumatizar a la pared del vaso con el tiempo, lo que induce trombosis o erosión 6. En el video de la actualidad, se utiliza un sistema cerrado alimentado por aire comprimido para la perfusión transcardial. Otra opción es utilizar un sistema impulsado por la gravedad. La ventaja de los sistemas de gravedad, en comparación con los sistemas que utilizan el aire comprimido es que son simples, eficientes y no presentan riesgos de aire a presión entra en el sistema vascular. Sin embargo, la presión hidrostática ejercida por los sistemas de gravedad cambia continuamente durante la perfusión, y esto puede afectar los resultados histológicos 15. Dependiendo de qué tipo de estudios histopatológicos que se quiere realizar, puede ser ventajoso para la perfusión del animal con suero salino heparinizado primero. Esto es especialmente importantance al realizar la tinción de inmunofluorescencia con el fin de evitar los problemas causados ​​por la autofluorescencia eritrocitos. Además, si el órgano de interés es el cerebro, la aorta descendente puede ser fijada para salvar fijador. Sin embargo, en los cerdos, este paso implica la disección de más y prolongará el procedimiento.

<table border="1"><tbody><tr><th> Procedimiento </th><th> Equipo </th><th> Empresa </th><th> Catálogo de números </th></tr><tr><td> Intubación </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Respirador </td><td> Datex-Ohmeda S / S Avance, GE Healthcare </td><td> 1009-9002-000 </td></tr><tr><td></td><td> De succión con punta roma </td><td> Unomedical </td><td> 34091181 </td></tr><tr><td></td><td> Laringoscopio </td><td> Molinero </td><td> 85-0045 (set de laringoscopio) </td></tr><tr><td></td><td> Tubo endotraqueal 5.5 mm de diámetro </td><td> Smiths Medical International Ltd. </td><td> 100/199/055 </td></tr><tr><td></td><td> Estilete </td><td> Hudson RCI </td><td> 5-151001 </td></tr><tr><td></td><td> Jeringa de 5 ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Estetoscopio </td><td> Martin </td><td> 17-262-00 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cateterismo vesical </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> AquaFlate glicerina sonda de Foley de silicona de 8 franceses con estilete </td><td> Rüsch </td><td> 178003 </td></tr><tr><td></td><td> Espéculo nasal </td><td> Martin </td><td> 36-859-50 </td></tr><tr><td></td><td> Espéculo rectal </td><td> Martin </td><td> 30-613-15 </td></tr><tr><td></td><td> Pinzas con puntas romas </td><td> Martin </td><td> 13-374-16 </td></tr><tr><td></td><td> Catéter de gel lubricante </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Cathejell Lidocain </td><td> Montavit </td><td> CJL08501 </td></tr><tr><td></td><td> Instillagel Comb. </td><td> Farco Pharma </td><td> 08-40-200 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> La orina A4 bolsa de drenaje </td><td> Unomedical </td><td> 38 155 1S </td></tr><tr><td></td><td> Cinta adhesiva </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Arteria femoral y la vena cateterismo </</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Bisturí </td><td> Martin </td><td> 10-295-11 </td></tr><tr><td></td><td> Puntas romas tijeras quirúrgicas </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Fórceps del tejido </td><td> Martin </td><td> 12-100-14 </td></tr><tr><td></td><td> Pequeñas puntas romas pinzas quirúrgicas </td><td> Martin </td><td> 13-375-13 </td></tr><tr><td></td><td> Pequeño auto retención del tejido retractor </td><td> Martin </td><td> 15-753-13 </td></tr><tr><td></td><td> Porta aguja </td><td> Martin </td><td> 20-634-14 </td></tr><tr><td></td><td> Swaps quirúrgica </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Sutura con aguja </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Salina </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Heparina </td><td> LEO </td><td> 585679 </td></tr><tr><td></td><td> De calibre 18 venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393206 </td></tr><tr><td></td><td> 4-francés vainas brite punta con introductor y el alambre de Seldinger guía </td><td> Cordis </td><td> 154-2629-1/0017 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Perfusión Transcardial </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Sistema de perfusión a presión </td><td> Casera, con las piezas disponibles en la mayoría de las ferreterías profesionales </td><td></td></tr><tr><td></td><td> Sistema de extracción de humos </td><td> Gram A / S </td><td> 01750000 y 0303700 </td></tr><tr><td></td><td> Perfusant 5L </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Puntas romas tijeras quirúrgicas </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Tijeras de hueso </td><td> FST </td><td> 16150-24 </td></tr><tr><td></td><td> Grandes curvas punta de la celebración de la auto-pinza </td><td> Martin </td><td> 13-421-18 </td></tr><tr><td></td><td> Auto retención retractor esternal </td><td> Rudolf Médico </td><td> 7520-10 </td></tr><tr><td></td><td> Pentobarbital</td><td> TheRoyal de Veterinaria y Agricultura de la Universidad (LTK) </td><td> 200 mg / ml </td></tr><tr><td></td><td> De calibre 22 venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393202 </td></tr></tbody></table>

basic surgical techniques in the g&ouml;ttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion

La aparición de la minipig Göttingen en la investigación de temas como la neurociencia, la toxicología, la diabetes, la obesidad y la cirugía experimental refleja la estrecha semejanza de estos animales a la anatomía y fisiología humana 1.6. El tamaño de la minipig Göttingen permite el uso de cirugía equipos y avanzadas técnicas de imagen similares a las utilizadas en humanos 6-8. El objetivo de este video instructivo es aumentar la conciencia sobre el valor de los enanos en la investigación biomédica, mediante la demostración de cómo realizar la intubación traqueal, la cateterización transuretral de la vejiga, la arteria femoral y cateterización de la vena, así como la perfusión transcardial. La intubación endotraqueal se debe realizar cada vez que un minipig se somete a anestesia general, ya que mantiene una vía aérea permeable, permite la ventilación asistida y protege las vías respiratorias de los aspirados. Cateterismo transuretral de la vejiga puede proporcionar información útil sobre el estado de hidratación, así como sobre la función renal y cardiovascular durante procedimientos quirúrgicos largos. Además, el cateterismo urinario puede evitar la contaminación de los delicados equipos medico-técnico y la extensión de vejiga dolorosa que le puede hacer daño al animal e innecesariamente influir en el experimento debido a un aumento del tono vagal y la alteración de parámetros fisiológicos. Cateterización venosa y arterial es útil para la obtención de muestras repetidas de sangre y monitoreo de parámetros fisiológicos distintos. La cateterización de los vasos femorales es preferible a la cateterización de los vasos del cuello para facilitar el acceso, cuando se realizan experimentos con marco basado en neurocirugía estereotáxica y de imagen cerebral. Cuando se realiza un cateterismo buque en estudios de supervivencia, la técnica aséptica debe ser empleado para evitar infecciones 6. Perfusión Transcardial es el método de fijación más efectiva, y con resultados por excelencia en la preparación de los órganos minipig para histología e histoquímica 2,9. Para obtener más información acerca de la anestesia, la cirugía y las técnicas experimentales en cerdos, en general, nos referimos a la estafa de 2007. Información complementaria acerca de la premedicación y la inducción de la anestesia, ventilación asistida, analgesia, cuidado pre y postoperatorio de los cerdos enanos Göttingen están disponibles a través de Internet en <a href="http://www.minipigs.com">http://www.minipigs.com</a> 10. Para una amplia información sobre la anatomía porcina nos referimos al níquel et al. Vol. Noviembre 01 al 05.

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Basic Surgical Techniques in the G&amp;#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

El uso de cerdos domésticos y en miniatura en la ciencia se ha incrementado significativamente en los últimos años. Mediante la demostración de cómo llevar a cabo la intubación, cateterización transuretral de la vejiga, la arteria femoral y cateterización de la vena, así como la perfusión transcardial, nuestro objetivo es aumentar aún más el valor de cerdos enanos Göttingen en la investigación biomédica.

Técnicas de Cirugía Básica en el minipig Göttingen: intubación, cateterización de la vejiga, el cateterismo femoral del buque, y perfusión Transcardial

The emergence of the G&ouml;ttingen minipig in research of topics such as neuroscience, toxicology, diabetes, obesity, and experimental surgery reflects ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

69.0K vistas.  Aarhus University Hospital. El uso de cerdos domésticos y en miniatura en la ciencia se ha incrementado significativamente en los últimos años. Mediante la demostración de cómo llevar a cabo la intubación, cateterización transuretral de la vejiga, la arteria femoral y cateterización de la vena, así como la perfusión transcardial, nuestro objetivo es aumentar aún más el valor de cerdos enanos Göttingen en la investigación biomédica.

Video: Basic Surgical Techniques in the G&#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

El cateterismo femoral arterial y venosa para muestras de sangre, la Administración de Drogas y la presión arterial consciente y mediciones del ritmo cardíaco

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Investigación

Medicina

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

Prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y supervisado por cateterismo cardíaco en ratones

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

La cateterización de la arteria carótida y la vena yugular para realizar mediciones hemodinámicas, Infusiones y muestras de sangre en un modelo de rata Consciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Largo Plazo La cateterización de la linfa intestinal Tronco y colección de linfa en cerdos neonatales

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

La cirugía de derivación, un cateterismo derecho, y Vascular Morfometría en un modelo de rata de flujo inducido por la hipertensión arterial pulmonar

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Harvest of Endothelial Cells from the Balloon Tips of Swan-Ganz Catheters after Right Heart Catheterization

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further diagnose and manage PH, patients undergo repeated right heart catheterizations (RHC) wherein a Swan-Ganz catheter is advanced into a branch of the pulmonary artery and a balloon is inflated to wedge the catheter tip. This article illustrates a protocol whereby pulmonary artery endothelial cells (PAECs) may be harvested from the balloon tips of Swan-Ganz catheters after RHC, and purified with an anti- CD146 affinity column technique to purify putative PAECs. These cells might be used to provide an in situ snapshot of the biological state of the pulmonary vasculature endothelium to complement hemodynamic measurements obtained during RHC. Harvested and purified PAECs may be used for either cell culture or for subsequent analytical assays such as flow cytometery.

This protocol describes the removal and purification of pulmonary artery endothelial cells (PAECs) that adhere to the balloon tips of Swan-Ganz catheters while they are wedged in the pulmonary artery during right heart catheterization and remain adherent to the deflated balloon following removal from the patient's body.

Cosecha de las células endoteliales de las puntas del globo de catéteres de Swan-Ganz después de cateterismo cardíaco derecho

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further ...

Brachial Artery Catheterization in Swine

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood pressure continuously and collect arterial blood samples to assess arterial blood gas measurements. Arterial blood pressures and arterial blood gases are important physiological parameters to monitor during experimental procedures. In swine, four common methods of arterial catheterization have been described, including catheterization of the carotid, femoral, auricular, and medial saphenous arteries. Each of these techniques have advantages, such as ease of access for the auricular artery, and disadvantages that include deep tissue dissection for carotid artery catheterization. The described alternative method of arterial catheterization in swine, the catheterization of the distal aspect of the brachial artery, is a rapid procedure that requires relatively minimal tissue dissection and provides information that is in line with data collected from other arterial catheterization sites. The procedure uses a medial approach along an oblique plane of the lower brachium, positioned between the olecranon and the flexor aspect of the elbow joint, and this approach allows researchers the major advantage of unimpeded freedom for procedures that involve the caudoventral, caudodorsal back, or hind limbs of the pig. Due to the location of the upper forelimb of the catheterized vessel and potential challenges of effective homeostasis following catheter removal from the artery, this technique may be limited to non-recovery procedures.

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This procedure accurately measures arterial blood pressure and is a simple and fast method to collect samples for arterial blood gas measurements.

Cateterización de la arteria braquial en los cerdos

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Intubación orotraqueal repetida en ratones

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...