Funding by the German Environmental Foundation (DBU) is acknowledged. The authors thank Ute Kuhlicke for technical help with CLSM analysis and Birgit W&#252;rz, Rita Remer, and Jana Reichenbach for skilled experimental help. The authors would particularly like to thank Prof. Jan Roelof van der Meer and Dr. Robin Tecon for fruitful discussion and providing the bioreporter strain. It contributes to the &#8216;Chemicals in the Environment&#8217; (CITE) research program of the Helmholtz Association.

1. Preparación de platos, Diapositivas y Cámaras de incubación <ol><li> Prepare el siguiente material para cada microcosmos: un gran plástico Petri fondo del plato (d = 10 cm), uno modificado (véase el paso 1.2) pequeño plástico Petri fondo del plato (d = 5 cm) con tapas y una diapositiva cámara de recuento con tres cavidades. </li><li> Tome el número deseado de Petri partes inferiores plato (d = 5 cm). Quitar parte del borde con una sierra para encajar exactamente una diapositiva (26 mm de longitud de borde). Para esterilizar el sistema, tomar fondos plato de Petri y tapas en 70% de etanol O / N y secarlos durante al menos 2 horas en una cabina de flujo bajo luz UV. Almacene las cajas de Petri en un recipiente de plástico cerrado herméticamente, que también había sido expuesto a la luz UV durante 2 h. </li><li> Limpie el número deseado de diapositivas con etanol al 70% y aire secarlos. Envuelva diapositivas en papel de aluminio y los puso en un horno de mufla durante 5 horas a 450 ° C para eliminar posibles contaminaciones. </li&gt; <li> Preparar cámaras de incubación de vidrio con tapas. Limpie con un 70% de etanol y exponer cámaras abiertas a la luz UV durante al menos 2 horas en una cabina de flujo. NOTA: desecadores grandes (diámetro de alrededor de 30 cm) con tapas se puede utilizar para este propósito; cada desecador puede albergar hasta diez configuraciones de microcosmos. </li></ol> 2. Preparación de los medios de comunicación y Culturas <ol><li> Para ejecutar 20 microcosmos paralelas, obtener 100 ml de medio de triptona-levadura modificada (MTY) 14, aproximadamente 150 ml de medio mínimo 21C 16 (mm), 5 ml de agar mínimo medio (MMA; 0,5%, w / v), tres placas de agar de dextrosa de patata (PDA; 1,5%, w / v) para P. ultimum, cuatro placas en blanco, una placa de PDA que contiene 2 mg L -1 cicloheximida, cuatro placas de agarosa (3%, w / v) que contiene 0,3 g ml -1 carbón activado y 40 mg de la gripe en 2 porciones mg. </li><li> Prepare MTY contiene 50 mg L -1 de kanamicina (kanamicina se requiered para mantener la eGFP plásmido reportero) y MM que contiene acetato 10 mM para el cultivo bacteriano. Utilice MM sin ​​etilo para preparar 0,5% de MMA para la inmovilización de las bacterias en el microcosmos y verter en las placas (cada uno 20 ml) de 1,5% para el cultivo de PDA Pythium ultimum y microcosmos configuraciones. </li><li> Inocular algunas hifas de P. ultimum en tres placas de PDA frescas e incubar en la oscuridad a 25 ° C durante aproximadamente 72 horas. A continuación, asegúrese de que las placas están cubiertas completamente por el micelio fresca y esponjosa. </li><li> Iniciar dos culturas de B. sartisoli RP037-MCHE en 50 ml de Mty desde una acción de glicerol. Se incuba a 30 ° C con 230 rpm movimiento frasco rotativo O / N. </li><li> Medida de la densidad de cultivo óptica (DO) a 578 nm y se centrifuga a 1000 xg durante 10 min (para B. sartisoli RP037-MCHE, la OD espera 578 es de aproximadamente 1,0 y las células están en fase exponencial). Desechar el sobrenadante y volver a suspender las célulasen una cantidad apropiada de MM para llegar a un OD 578 de 0,4. Inocular 20 ml de MM que contienen 50 mg L -1 kanamicina con 400 l de las células resuspendidas. Se incuba a 30 ° C con 230 rpm movimiento frasco rotativo O / N. </li><li> Mida OD 578 de la cultura en la MM (por B. sartisoli RP037-MCHE, el OD esperado 578 es aproximadamente 0,2 y las células se encuentran en la fase exponencial). Cultura Centrifugar a 2000 xg durante 10 min y volver a suspender las células en una cantidad apropiada de MM para alcanzar una DO de 0,4. Mezclar 50 l de la suspensión celular con 500 l de MMA caliente, líquido en tubos de 2 ml y se almacena a 50 ° C hasta su uso. Utilice 150 l de células en las MMA para cada microcosmos. </li><li> Verter en las placas de gel de agarosa que contiene carbón activado. Derretir de agarosa (3%; w / v) en agua bidestilada. Mezclar bien con carbón activado (0,3 g ml -1) y vierta la mezcla en placas Petri de plástico(D = 10 cm). </li></ol> 3. Microcosmos montaje NOTA:. La configuración completa microcosmos se representa esquemáticamente en la Figura 1 Por favor refiérase a la Figura 1 para todos los siguientes pasos individuales. Los pasos siguientes se describen la preparación de una muestra (SAM) con los vectores de transporte de micelio y tres configuraciones diferentes de control (Con Air, NEG CON, POS CON). Un resumen de todas las diferentes configuraciones se puede encontrar en la Tabla 1. <ol><li> Tome número deseado de placas de Petri y toboganes y exponerlas a la luz UV bajo una campana de flujo durante 30 minutos. </li><li> Coloque la pequeña placa de Petri en el interior de la grande y colocar la diapositiva a través del hueco de la pequeña placa de Petri. Tomar una muestra de la suspensión de células caliente en MMA y añadir 150 l en la cavidad medio de una diapositiva. Repita este paso hasta que las cavidades medias de todas las diapositivas sonlleno de MMA. Espere 5 min para el MMA se solidifique. </li><li> Use un perforador de corcho 1 cm para perforar parches circulares de una placa de PDA en blanco. Coloque un parche a una distancia de 2 mm al lado de la MMA dentro de la pequeña placa de Petri. Añadir este para promover el crecimiento del micelio en la configuración (PDA 3 en la Figura 1). </li><li> Cortar parches PDA curvas como barreras mecánicas. Use una pequeña placa de Petri parte inferior limpia y estéril y presiónelo en una placa de PDA. Utilice una espátula para cortar otro anillo más pequeño a una distancia de 0,5 cm en el agar que resulta en un anillo PDA. <ol><li> Corte un pedazo, que encaja exactamente en el hueco de la pequeña placa de Petri en la configuración de microcosmos y colocarlo dentro de la brecha en la parte superior de la diapositiva. Asegúrese de que la distancia entre el MMA y la barrera PDA circular es de aproximadamente 2 mm. Cierre la tapa de la pequeña placa de Petri presionando suavemente en la barrera PDA. </li><li> Repita los pasos 3.4 y 3.4.1 con una placa de PDA que contiene 2 g L -1de cicloheximida. NOTA: Esta es la configuración de controles para el transporte aéreo (CON AIRE) hacia las células bioinformador, ya que los micelios son inhibidas por la cicloheximida y no crecen en exceso MMA. </li></ol></li><li> Use un perforador de corcho 1 cm para perforar parches circulares de una placa PDA en blanco. Utilice otro perforador de corcho 0,5 cm para cortar el centro de la primera parche. Coloque el pequeño anillo PDA resultante a una distancia de 1 mm junto a la barrera de PDA (PDA 1 en la Figura 1). </li><li> Añadir 2 mg de FLU en el agujero de PDA 1. Use un sacabocados 1 cm para cortar los parches circulares de placas PDA cubiertos de P. ultimum y coloque un parche (PDA 2 en la Figura 1) inferior hacia abajo sobre el anillo de PDA de manera que la esterilla micelial se enfrenta a los cristales de la gripe. <ol><li> Repita el paso anterior sin añadir cristales gripe. NOTA: Esta es la configuración de control negativo (CON NEG) para determinar el fondofluorescencia de las células bioinformador. </li></ol></li><li> Use un perforador de corcho 1 cm para perforar parches circulares del agar que contiene carbón activado. Coloque cuatro parches en cada configuración microcosmos para disminuir aún más la concentración GRIPE gaseoso (Figura 1). </li><li> Preparar un control positivo (POS CON). Añadir algunos cristales gripe a 200 l de suspensión celular MMA y lo puso en una cavidad de una diapositiva vacía. </li><li> Colocar una placa de Petri (d = 10 cm) con un poco de polvo de carbón activado en la parte inferior de la cámara de incubación para minimizar la concentración de FLU gaseoso en la cámara. También, coloque cuatro y cincuenta y seis minutos 50 ml vasos con agua estéril en la parte inferior para mantener una alta humedad en la cámara. <ol><li> Traslado configuraciones de microcosmos en cámaras de incubación e incubar a 25 ° C durante 96 horas. Colocar las muestras al azar en las diferentes cámaras de crecimiento para excluir los efectos de localización. NOTA: Esta vez ap incubacióntelas al oomiceto P. ultimum. Podría ser diferente para otros organismos. </li></ol></li></ol> 4. escaneo láser confocal Microscopía <ol><li> Ideal es utilizar una configuración MBRC con microscopio vertical. NOTA: Puede ir equipada con láseres convencionales ofrenda por ejemplo, 488, 561 y 633 líneas nm para la excitación o con una fuente láser sintonizable blanco. </li><li> Utilice los siguientes parámetros para la colección de imágenes: Excitación: 490 nm (EGFP) y 585 nm (mCherry) en la intensidad del láser adecuado (excitación simultánea); rangos de emisión: 500 hasta 550 nm (eGFP) y 605-650 nm (mCherry); lente objetivo: 63X NA 0.9 sumergible de agua (debido a su distancia de trabajo); tamaño de paso para z-pilas: 0,5 micras. </li><li> Microcosmos configuración abierta y utilizar un bisturí para extraer PDA 1, 2, 3 y la barrera PDA. Ponga una hoja de cubierta de vidrio en la parte superior de la MMA y presione suavemente para eliminar las burbujas de aire. Montaje de diapositivas sobre platina del microscopio. Añadir una gota de agua en la parte superior de le hoja de la cubierta y utilizar la configuración mCherry para encontrar células bioinformador en la muestra. </li><li> Obtener una visión general rápida de la muestra y optimizar la relación señal-ruido usando un resplandor sobre-bajo tabla de consulta para el rojo (mCherry) y verde (EGFP) canal. Elija una posición aleatoria en la muestra a analizar la fluorescencia bioinformador. NOTA: las hifas puede mostrar autofluorescencia en el rango de emisión bioinformador (por ejemplo, autofluorescencia verde) 17. Asegúrese de seleccionar áreas sin hifas si este es el caso. </li><li> Definir y registrar z-pilas para cada posición en el verde (EGFP) y el (mCherry) canal rojo. Evitar el blanqueo de la muestra por una larga exposición a la luz de epifluorescencia o luz láser. <ol><li> Repita el paso anterior para diez posiciones aleatorias, distribuidas de manera uniforme. </li></ol></li><li> Repita todos los pasos que utilizan los mismos ajustes para todas las muestras de la pista de pruebas (SAM), aire acondicionado, NEG CON y POS CON. </li></ol&gt; Análisis 5. Imagen NOTA: Analizar rojo (mCherry) y verde (EGFP) fluorescencia en los z-pilas grabados, entre otras opciones la ImageJ software libre 18 (http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html) puede ser utilizado. <ol><li> Asegúrese de instalar el plugin logi_tool (http://downloads.openmicroscopy.org/bio-formats/4.4.10/). </li><li> Abrir el archivo en ImageJ. Seleccione &quot;Los canales divididos&quot; y cerca del canal verde. Utilice la macro &#39;mCherry zona »prevista como archivo de código adicional para cuantificar el área de fluorescencia roja en z-stack. Ajustar la configuración preferida en la macro (indicado en negrita). <ol><li> La salida es una tabla con los píxeles medidos por encima del umbral (y por encima del mínimo definido) en pila z. NOTA: La suma de todos los valores es el número total de píxeles rojos (área) en la pila. </li></ol></li><li> Abrir el archivo en ImageJ. Seleccione &quot;Los canales divididos&quot; y cerca del canal rojo. Utilice la macro<html> 216; eGFP int &#39;proporciona como archivo de código adicional para cuantificar la intensidad de la fluorescencia verde en la pila z. Ajustar la configuración preferida en la macro (indicado en negrita). <ol><li> La salida es una tabla con las intensidades medias y el área de todos los objetos de color verde por encima del umbral (y por encima del mínimo definido) en z-stack. Para calcular la intensidad total de píxeles verdes en la pila, se multiplican cada intensidad media por el área correspondiente. </li></ol></li><li> Calcular la inducción eGFP relativa (eGFP rel): <img alt="Ecuación 1" src="/files/ftp_upload/52334/52334eq1.jpg" width="300px" /> (1) NOTA: Como mCherry se expresa constitutivamente, el valor resultante de eGFP rel es una medida relativa de la cantidad de eGFP expresado por una cierta cantidad de células. Por favor, consulte también la Tabla 3 para obtener más información sobre el cálculo de eGFP rel. </li></ol>tle &quot;&gt; 6. La cuantificación química NOTA: microcosmos configuraciones también se pueden usar para llevar a cabo la cuantificación química de cantidades GRIPE translocados con o sin un disipador de contaminante abiótico. <ol><li> Envuelva 15 mL viales de vidrio, 1 ml de GC / MS viales e insertos en papel de aluminio. Rellene evaporación platos con Na 2 SO 4; colocar todo en horno de mufla durante 5 horas a 450 ° C para eliminar posibles contaminaciones. Guarde el Na 2 SO 4 en el interior de un desecador activado. </li><li> Cortar fibras de vidrio recubierto de PDMS en 0,5 cm de longitud. Lávese las fibras agitando cuatro veces 2 horas en metanol fresco. Repetir el lavado pasos otros cuatro veces con agua ultrapura y almacenar fibras limpias en agua ultrapura en un vial de vidrio sellado. </li><li> Preparar 1,5 L de tolueno / acetona (3: 1, v / v) que contiene 10 g L -1 fenantreno-d 10. </li><li> Realice los pasos 1, 2 y 3 del protocolo. Preparar microcosmos sin bioreporter células para estudiar el transporte GRIPE (SAM (-) y CON AIRE (-)) y con células bioinformador (SAM) para verificar la degradación GRIPE. <ol><li> Opcional (sin células bioinformador): Coloque tres PDMS revestidas fibras de vidrio (generalmente utilizados para experimentos SPME) como disipador contaminante artificial y cuantificables dentro de MMA de SAM (-) utilizando unas pinzas finas. </li><li> Eliminar las fibras de vidrio utilizando unas pinzas finas y poner cada uno en un GC / MS vial con parte. </li><li> Añadir 200 l de tolueno y agitar verticalmente O / N y analizar a través de GC / MS. Utilice los ajustes previstos en la Tabla 2. </li></ol></li><li> Traslado de MMA de la cavidad central en un vial de vidrio de 15 ml y añadir unos tres espátulas de Na 2 SO 4. Mezcle bien con una espátula y añadir 10 ml de disolvente. Vortex la mezcla y agitar horizontalmente O / N en la oscuridad. <ol><li> Transferencia 1001; l de muestra en GC / MS vial con parte. Añadir 10 l de acenaftileno-d 08 (10 mg L -1) y analizar a través de GC / MS usando el mismo programa como se describe en 6.4.3. </li></ol></li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interest.

La configuración microcosmos presentado resultó adecuado para estudiar la biodisponibilidad de los productos químicos separados espacialmente para degradar los organismos después de la captación y el transporte por micelios. Se evita el transporte en fase gaseosa potencial de los compuestos volátiles y parcialmente células bacterianas bioinformador puede visualizarse sin preparación de la muestra elaborada y por lo tanto con una perturbación mínima del sistema sensible. Al mismo tiempo, el análisis químico d...

El suelo está densamente poblada por una amplia gama de microorganismos tales como bacterias 1,2. Sin embargo, las condiciones en este hábitat son un reto, especialmente en términos de la disponibilidad de agua 3. Las bacterias de forma permanente deben buscar condiciones óptimas en entornos heterogéneos 4, pero la ausencia de películas de agua continuos está dando lugar a una movilidad restringida 5 obstaculizar a difundir libremente. Además, las tasas de difusión de solutos (por ejemplo, nutrientes) se reducen en condiciones no saturadas 6. De este modo, las bacterias y los nutrientes son a menudo separados físicamente y accesibilidad de nutrientes se limita 3. Como consecuencia de ello, un vector de transporte para compuestos químicos que no requiere una fase continua de agua podría ayudar a superar estas limitaciones. De hecho, muchos microorganismos como hongos y oomicetos han desarrollado una forma de crecimiento filamentoso que les permite crecer a través de los espacios de poros llenos de aire alcanzar y mobi con ellolizing nutrientes 7 y 8 carbonosos sustancias también separa física a través de largas distancias. Incluso pueden actuar como vectores biológicos de transporte que entregan los azúcares y otras fuentes de energía a las bacterias 9. La captación y el transporte en los organismos de micelio también se ha demostrado que los contaminantes orgánicos hidrofóbicos, como los hidrocarburos aromáticos policíclicos (HAP) en Pythium ultimum 10 o en hongos micorrícicos arbusculares 11. Desde HAP son contaminantes solubles en agua en todas partes y mal 12 en el suelo, el transporte micelios mediada podría ayudar a aumentar la biodisponibilidad del contaminante para potenciales degradadores bacterianas. Considerando que el importe total de transporte de contaminantes se puede cuantificar directamente por medios químicos 10, la biodisponibilidad de los contaminantes transportados por el micelio de bacterias que degradan y otros organismos no puede evaluarse fácilmente. El siguiente protocolo presenta un método para evaluar el impacto de mycelia sobre la biodisponibilidad de contaminantes a degradadores bacterianas en forma directa; que permite la recopilación de información sobre el impacto espacio-temporal de los contaminantes sobre los ecosistemas microbianos. Se describe cómo configurar un elaborado sistema microcosmos insaturado imitando interfases aire-agua en el suelo mediante la vinculación de una fuente puntual PAH separados físicamente con bacterias bioinformador-PAH degradantes a través de vectores de transporte de micelio. Dado que el transporte aéreo se excluye el efecto de transporte basados ​​micelio en HAP biodisponibilidad para las bacterias pueden ser estudiados de forma aislada. En más detalle, se aplicaron tres anillos PAH fluoreno, el organismo del micelio Pythium ultimum y la bacteria Burkholderia bioinformador sartisoli RP037-MCHE 13 en las configuraciones de microcosmos descritos. La bacteria B. sartisoli RP037-MCHE fue construido originalmente para estudiar los flujos de fenantreno a la célula 14 y expresa proteína fluorescente verde potenciada (EGFP) como resultado del flujo de PAHla célula, mientras que la fluorescencia roja mCherry se expresa constitutivamente. La información detallada de la construcción reportera está dada por Tecon et al. 13 En pruebas preliminares, la bacteria no reveló la natación y única habilidad enjambre muy lento. Fue capaz de migrar lentamente en hifas de Pythium ultimum cuando se aplica como una suspensión densa en la parte superior de las hifas. Puesto que las bacterias se incluyeron en agarosa en el siguiente protocolo, no se produjo la migración en las hifas. Usando microscopía de barrido láser confocal (CLSM), las bacterias bioinformador pueden ser visualizados directamente en los microcosmos y la expresión de eGFP se pueden cuantificar en relación con la cantidad de células (proporcional a la señal mCherry) con la ayuda de la ImageJ software. Esto permite la comparación de la biodisponibilidad cualitativamente en diferentes escenarios (es decir, mayor o menor). FLU se encontró que era biodisponible después del transporte del micelio de P. ultimum (es decir,fue mayor que en un control negativo). Además, el protocolo describe cómo cuantificar la cantidad total de micelios de transporte mediada a través de medios químicos y para verificar la biodisponibilidad de contaminantes usando fibras de vidrio revestida de silicio (fibras de SPME) en microcosmos idénticas. Los resultados basados ​​en esta configuración microcosmos se han publicado y discutido por la combinación de P. ultimum, fluoreno y B. sartisoli RP037-MCHE 15. Aquí, la atención se centra en una descripción del método detallado y la identificación de los peligros potenciales del protocolo para proporcionar este conocimiento para potenciales aplicaciones adicionales. Otras aplicaciones pueden implicar varios hongos, especies bacterianas (por ejemplo, de zonas contaminadas), y otros contaminantes (por ejemplo, pesticidas) o contaminante de alimentación (por ejemplo, suelos de edad).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1158">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:195px;">Company</td>
			<td style="width:128px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:523px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Confocal Microscope</td>
			<td style="width:195px;">Leica</td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>TCS SP5X, LAS AF - Version 2.6.1; or equivalent CLSM</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">GC HP 7890 Series GC and Agilent 5975C MSD</td>
			<td>Agilent</td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>an equivalent GC/MS may be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">GC capillary column J&#38;W 121-5522&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;</td>
			<td>Agilent</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Cork borer</td>
			<td style="width:195px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right">12863952</td>
			<td>or any other</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Cover slips</td>
			<td style="width:195px;">Marienfeld</td>
			<td style="width:128px;">107222</td>
			<td>High performance, No.1.5H</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">GC/MS insterts</td>
			<td style="width:195px;">WICOM</td>
			<td style="width:128px;">WIC 47080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">GC/MS vials 2 ml</td>
			<td style="width:195px;">WICOM</td>
			<td style="width:128px;">WIC 41150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Lids / septa for screw cap vials</td>
			<td style="width:195px;">DIONEX</td>
			<td>49463 / 049464&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Lids for GC/MS vials</td>
			<td style="width:195px;">WICOM</td>
			<td style="width:128px;">WIC 43948/B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Objective Slides</td>
			<td style="width:195px;">Menzel</td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>ordinary</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">PDMS coated glass fibers</td>
			<td style="width:195px;">Polymicro Technologies, Inc.</td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>V (PDMS) = 13.55 &#177; 0.02 &#181;L m-1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">Petri Dishes small / big</td>
			<td style="width:195px;">Greiner</td>
			<td style="width:128px;">633-102 / 628-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Screw cap vials 40 ml</td>
			<td style="width:195px;">DIONEX</td>
			<td>48783</td>
			<td>other glass vials may be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Screw cap vials 60 ml</td>
			<td style="width:195px;">DIONEX</td>
			<td>48784</td>
			<td>other glass vials may be used</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:313px;">Acenaphthylene d08</td>
			<td style="width:195px;">Dr. Ehrenstorfer</td>
			<td style="width:128px;">C 20510100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Acetone</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">9372.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Activated carbon</td>
			<td style="width:195px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:128px;">242276-1kg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Agarose</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td align="right">2267.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Fluorene</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:128px;">46880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">Kanamycin sulfate</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">T832.2</td>
			<td>50 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Methanol</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">P7171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Minimal Medium:</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>100 mL solution 1 + 25 mL solution 2 + 5 mL solution 3 ad. 1000 mL aqua dest</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160; Solution 1</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Ammonium sulfate&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">3746.1</td>
			<td>5 g L-1&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Magnesium chloride x 6 H2O</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">2189.1</td>
			<td>1 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Calcium nitrate x 4 H2O</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">P740.1</td>
			<td>0.5 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160; Solution 2</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Disodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">P030.1</td>
			<td>55.83 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Monopotassium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">3904.1</td>
			<td>20 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160; Solution 3</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>pH 6.0</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">&#160;&#160;&#160; Disodium EDTA</td>
			<td style="width:195px;">MERCK</td>
			<td style="width:128px;">1084180250</td>
			<td>0.8 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Iron(II) chloride x 4 H2O</td>
			<td style="width:195px;">MERCK</td>
			<td style="width:128px;">1038610250</td>
			<td>0.3 g L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Cobalt(II) chloride x 6 H2O</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">T889.3</td>
			<td>4 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Manganese(II) chloride x 1 H2O&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">&#160; 4320.2</td>
			<td>10 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">&#160;&#160;&#160; Copper(II) sulfate</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">&#160;P023.1</td>
			<td>1 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">&#160;&#160;&#160; Sodium molybdate x 2 H2O</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">&#160;0274.1</td>
			<td>3 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Zinc chloride</td>
			<td style="width:195px;">MERCK</td>
			<td style="width:128px;">1088160250</td>
			<td>2 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Lithium chloride</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">P007.1</td>
			<td>0.5 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Tin(II) chloride x 2 H2O</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">4473.1</td>
			<td>0.5 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Boric acid</td>
			<td style="width:195px;">Riedel-de-Haen&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;</td>
			<td style="width:128px;">11606</td>
			<td>1 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">&#160;&#160;&#160; Potassium bromide</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">A137.1</td>
			<td>2 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">&#160;&#160;&#160; Potassium iodide</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">6750.1</td>
			<td>2 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">&#160;&#160;&#160; Barium chloride</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">4453.1</td>
			<td>0.5 mg L-1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">MMA</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>Minimal medium + agarose 0.2 %</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:313px;">Phenanthrene d10</td>
			<td style="width:195px;">Dr. Ehrenstorfer</td>
			<td style="width:128px;">C 20920100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">Potato Dextrose Agar:</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>24 g L-1 broth + bacto-agar 1.5 %; pH 6.8</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Potato Dextrose broth</td>
			<td>Difco/ Beckton Dickinson</td>
			<td style="width:128px;">254920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Bacto-agar</td>
			<td>Difco/ Beckton Dickinson</td>
			<td align="right">214040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Sodium acetate x 3 hydr.</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:128px;">6779.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Sodium sulfate</td>
			<td style="width:195px;">MERCK</td>
			<td style="width:128px;">&#160;1066495000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Toluene</td>
			<td style="width:195px;">MERCK</td>
			<td style="width:128px;">1083252500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:313px;">mTY medium:</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td>3 g L-1 yeast extract, 5 g L-1 bacto tryptone and 50 mM NaCl</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Yeast extract</td>
			<td style="width:195px;">Merck</td>
			<td>1037530500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Tryptone</td>
			<td style="width:195px;">Serva</td>
			<td>4864702</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">&#160;&#160;&#160; Sodium chloride</td>
			<td style="width:195px;">Carl Roth</td>
			<td>3957.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">imageJ with logi tool plugin</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td style="width:523px;">http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html and http://downloads.openmicroscopy.org/bio-formats/4.4.10</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">Pythium ultimum strain 67-1</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td style="width:523px;">Obtained from the lab of Dr. Christoph Keel; Department of Fundamental Microbiology, University of Lausanne, Switzerland</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">Burkholderia sartisoli RP037-mChe</td>
			<td style="width:195px;"></td>
			<td style="width:128px;"></td>
			<td style="width:523px;">Obtained from the lab of Prof. Jan Roelof van der Meer; Department of Fundamental Microbiology, University of Lausanne, Switzerland</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a whole cell bioreporter approach to assess transport and bioavailability of organic contaminants in water unsaturated systems

Bioavailability of contaminants is a prerequisite for their effective biodegradation in soil. The average bulk concentration of a contaminant, however, is not an appropriate measure for its availability; bioavailability rather depends on the dynamic interplay of potential mass transfer (flux) of a compound to a microbial cell and the capacity of the latter to degrade the compound. In water-unsaturated parts of the soil, mycelia have been shown to overcome bioavailability limitations by actively transporting and mobilizing organic compounds over the range of centimeters. Whereas the extent of mycelia-based transport can be quantified easily by chemical means, verification of the contaminant-bioavailability to bacterial cells requires a biological method. Addressing this constraint, we chose the PAH fluorene (FLU) as a model compound and developed a water unsaturated model microcosm linking a spatially separated FLU point source and the FLU degrading bioreporter bacterium Burkholderia sartisoli RP037-mChe by a mycelial network of Pythium ultimum. Since the bioreporter expresses eGFP in response of the PAH flux to the cell, bacterial FLU exposure and degradation could be monitored directly in the microcosms via confocal laser scanning microscopy (CLSM). CLSM and image analyses revealed a significant increase of the eGFP expression in the presence of P. ultimum compared to controls without mycelia or FLU thus indicating FLU bioavailability to bacteria after mycelia-mediated transport. CLSM results were supported by chemical analyses in identical microcosms. The developed microcosm proved suitable to investigate contaminant bioavailability and to concomitantly visualize the involved bacteria-mycelial interactions.

Los resultados presentados aquí ya han sido publicados anteriormente 15. Por favor, consulte el artículo de detallada discusión mecanicista y ambiental. Después de la grabación de imágenes a través de CLSM, una proyección de intensidad máxima se puede realizar utilizando el software ImageJ microscopio respectivo o para obtener una primera impresión visual de la muestra y los controles (Figura 2). Más tarde, los conjuntos de datos se pueden proyectar de ...

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A Whole Cell Bioreporter Approach to Assess Transport and Bioavailability of Organic Contaminants in Water Unsaturated Systems

Un ensayo de toda bioinformador celda con Burkholderia sartisoli RP037-MCHE fue desarrollado para la detección de fracciones de un contaminante orgánico (es decir, fluoreno) disponible para la degradación bacteriana después de transporte activo por micelios puente poros llenos de aire en un sistema modelo saturado de agua.

Todo un enfoque bioinformador celular para evaluar Transporte y Biodisponibilidad de los Contaminantes Orgánicos en Sistemas no saturadas de agua

Bioavailability of contaminants is a prerequisite for their effective biodegradation in soil. The average bulk concentration of a contaminant, however, is ...

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Research

JoVE Journal

Environment

10.3K vistas.  Helmholtz Centre for Environmental Research - UFZ.  Un ensayo de toda bioinformador celda con Burkholderia sartisoli RP037-MCHE fue desarrollado para la detección de fracciones de un contaminante orgánico (es decir, fluoreno) disponible para la degradación bacteriana después de transporte activo por micelios puente poros llenos de aire en un sistema modelo saturado de agua. 

Video: A Whole Cell Bioreporter Approach to Assess Transport and Bioavailability of Organic Contaminants in Water Unsaturated Systems

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Método EPA 1615. La medición de enterovirus y norovirus Ocurrencia en agua por cultura y RT-qPCR. I. Colección de ejemplos de virus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

Investigación

Medio ambiente

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) Fluorometry

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be subsampled throughout the experiment1&#8211;7. Subsampling of large volumes can be problematic for several reasons: 1) it causes variation in the total volume and the surface area:volume ratio of the culture during the experiment; 2) pseudo-replication (i.e., replicate samples from the same treatment flask8) is often employed rather than true replicates (i.e., sampling from replicate treatments); 3) the duration of the experiment is limited by the total volume; and 4) axenic cultures or the usual bacterial microbiota are difficult to maintain during long-term experiments as contamination commonly occurs during subsampling.
The use of microtiter plates enables 1 ml culture volumes to be used for each replicate, with up to 48 separate treatments within a 12.65 x 8.5 x 2.2 cm plate, thereby decreasing the experimental volume and allowing for extensive replication without subsampling any treatment. Additionally, this technique can be modified to fit a variety of experimental formats including: bacterial-algal co-cultures, algal physiology tests, and toxin screening9&#8211;11. Individual wells with an alga, bacterium and/or co-cultures can be sampled for numerous laboratory procedures including, but not limited to: WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry, microscopy, bacterial colony forming unit (cfu) counts and flow cytometry. The combination of the microtiter plate format and WATER-PAM fluorometry allows for multiple rapid measurements of photochemical yield and other photochemical parameters with low variability between samples, high reproducibility and avoids the many pitfalls of subsampling a carboy or conical flask over the course of an experiment.

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated WATER-PAM Fluorometry

The goal of this procedure is to demonstrate the reproducibility and adaptability of using a microtiter plate format for microalgal screening. This rapid screen combines WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry to measure photosynthetic yield as an indicator of Photosystem II (PSII) health with small volume bacterial-algal co-cultures.

Un ensayo biológico Volumen pequeños para evaluar bacteriana / fitoplancton Co-cultura Usando AGUA-Pulse-Amplitud Modulada (AGUA-PAM) Fluorometría

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Método EPA 1615. La medición de enterovirus y norovirus Ocurrencia en agua por cultura y RT-qPCR. Parte III. Detección de virus por RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Soil Lysimeter Excavation for Coupled Hydrological, Geochemical, and Microbiological Investigations

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled Earth-system processes. Such knowledge is imperative in improving predictions of hydro-biogeochemical cycles, especially under climate change scenarios. We present an experimental method, designed to capture sub-surface heterogeneity of an initially homogeneous soil system. This method is based on destructive sampling of a soil lysimeter designed to simulate a small-scale hillslope. A weighing lysimeter of one cubic meter capacity was divided into sections (voxels) and was excavated layer-by-layer, with sub samples being collected from each voxel. The excavation procedure was aimed at detecting the incipient heterogeneity of the system by focusing on the spatial assessment of hydrological, geochemical, and microbiological properties of the soil. Representative results of a few physicochemical variables tested show the development of heterogeneity. Additional work to test interactions between hydrological, geochemical, and microbiological signatures is planned to interpret the observed patterns. Our study also demonstrates the possibility of carrying out similar excavations in order to observe and quantify different aspects of soil-development under varying environmental conditions and scale.

This study presents an excavation method for investigating subsurface hydrological, geochemical, and microbiological heterogeneity of a soil lysimeter. The lysimeter simulates an artificial hillslope which was initially under homogeneous condition and had been subjected to approximately 5,000 mm of water over eight cycles of irrigation in an 18-month period.

Lisímetro suelo de excavación para acoplados hidrológicos, geoquímicos, e investigaciones microbiológicas

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled ...

Implementation of Portable Emissions Measurement Systems (PEMS) for the Real-driving Emissions (RDE) Regulation in Europe

Vehicles are tested in controlled and relatively narrow laboratory conditions to determine their official emission values and reference fuel consumption. However, on the road, ambient and driving conditions can vary over a wide range, sometimes causing emissions to be higher than those measured in the laboratory. For this reason, the European Commission has developed a complementary Real-Driving Emissions (RDE) test procedure using the Portable Emissions Measurement Systems (PEMS) to verify gaseous pollutant and particle number emissions during a wide range of normal operating conditions on the road. This paper presents the newly-adopted RDE test procedure, differentiating six steps: 1) vehicle selection, 2) vehicle preparation, 3) trip design, 4) trip execution, 5) trip verification, and 6) calculation of emissions. Of these steps, vehicle preparation and trip execution are described in greater detail. Examples of trip verification and the calculations of emissions are given.

Implementation of Portable Emissions Measurement Systems PEMS for the Real-driving Emissions RDE Regulation in Europe

The European Commission has developed a Real-Driving Emissions (RDE) test procedure to verify pollutant emissions during real-world vehicle operation using the Portable Emissions Measurement Systems (PEMS). This paper presents the experimental procedures required by the newly-adopted RDE test.

Implementación de sistemas portátiles de medición de emisiones (PEMS) para el Reglamento de Emisiones real de conducción (RDE) en Europa

Vehicles are tested in controlled and relatively narrow laboratory conditions to determine their official emission values and reference fuel consumption. ...

Vegetated Treatment Systems for Removing Contaminants Associated with Surface Water Toxicity in Agriculture and Urban Runoff

Urban stormwater and agriculture irrigation runoff contain a complex mixture of contaminants that are often toxic to adjacent receiving waters. Runoff may be treated with simple systems designed to promote sorption of contaminants to vegetation and soils and promote infiltration. Two example systems are described: a bioswale treatment system for urban stormwater treatment, and a vegetated drainage ditch for treating agriculture irrigation runoff. Both have similar attributes that reduce contaminant loading in runoff: vegetation that results in sorption of the contaminants to the soil and plant surfaces, and water infiltration. These systems may also include the integration of granulated activated carbon as a polishing step to remove residual contaminants. Implementation of these systems in agriculture and urban watersheds requires system monitoring to verify treatment efficacy. This includes chemical monitoring for specific contaminants responsible for toxicity. The current paper emphasizes monitoring of current use pesticides since these are responsible for surface water toxicity to aquatic invertebrates.

This article summarizes the design attributes and the effectiveness of treatment systems that treat urban stormwater and agriculture irrigation runoff to remove pesticides and other contaminants associated with aquatic toxicity.

Sistemas de tratamiento con vegetación para eliminar los contaminantes asociados con la toxicidad del agua superficial en la agricultura y el escurrimiento urbano

Urban stormwater and agriculture irrigation runoff contain a complex mixture of contaminants that are often toxic to adjacent receiving waters. Runoff may ...

Measuring and Mapping Patterns of Soil Erosion and Deposition Related to Soil Carbonate Concentrations Under Agricultural Management

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonate (CaCO3) profiles. The objective is to describe a simple conceptual model and detailed protocol for repeatable field and laboratory measurements of these quantities. Here, accurate elevation is measured using a ground-based differential global positioning system (GPS); other data acquisition methods could be applied to the same basic method. Soil samples are collected from prescribed depth intervals and analyzed in the lab using an efficient and precise modified pressure-calcimeter method for quantitative analysis of inorganic carbon concentration. Standard statistical methods are applied to point data, and representative results show significant correlations between changes in soil surface layer CaCO3 and changes in elevation consistent with the conceptual model; CaCO3 generally decreased in depositional areas and increased in erosional areas. Maps are derived from point measurements of elevation and soil CaCO3 to aid analyses. A map of erosional and depositional patterns at the study site, a rain-fed winter wheat field cropped in alternating wheat-fallow strips, shows the interacting effects of water and wind erosion affected by management and topography. Alternative sampling methods and depth intervals are discussed and recommended for future work relating soil erosion and deposition to soil CaCO3.

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonates. Repeatable methods for field and laboratory measurements of these quantities and data analysis methods are described here.

Medición y mapeo de patrones de erosión y deposición relacionadas las concentraciones de carbonato de suelo bajo manejo agrícola

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes ...

Improving Infrared Spectroscopy Characterization of Soil Organic Matter with Spectral Subtractions

Soil organic matter (SOM) underlies numerous soil processes and functions. Fourier transform infrared (FTIR) spectroscopy detects infrared-active organic bonds that constitute the organic component of soils. However, the relatively low organic matter content of soils (commonly &#60; 5% by mass) and absorbance overlap of mineral and organic functional groups in the mid-infrared (MIR) region (4,000-400 cm-1) engenders substantial interference by dominant mineral absorbances, challenging or even preventing interpretation of spectra for SOM characterization. Spectral subtractions, a post-hoc mathematical treatment of spectra, can reduce mineral interference and enhance resolution of spectral regions corresponding to organic functional groups by mathematically removing mineral absorbances. This requires a mineral-enriched reference spectrum, which can be empirically obtained for a given soil sample by removing SOM. The mineral-enriched reference spectrum is subtracted from the original (untreated) spectrum of the soil sample to produce a spectrum representing SOM absorbances. Common SOM removal methods include high-temperature combustion (&#39;ashing&#39;) and chemical oxidation. Selection of the SOM removal method carries two considerations: (1) the amount of SOM removed, and (2) absorbance artifacts in the mineral reference spectrum and thus the resulting subtraction spectrum. These potential issues can, and should, be identified and quantified in order to avoid fallacious or biased interpretations of spectra for organic functional group composition of SOM. Following SOM removal, the resulting mineral-enriched sample is used to collect a mineral reference spectrum. Several strategies exist to perform subtractions depending on the experimental goals and sample characteristics, most notably the determination of the subtraction factor. The resulting subtraction spectrum requires careful interpretation based on the aforementioned methodology. For many soil and other environmental samples containing substantial mineral components, subtractions have strong potential to improve FTIR spectroscopic characterization of organic matter composition.

SOM underlies many soil functions and processes, but its characterization by FTIR spectroscopy is often challenged by mineral interferences. The described method can increase the utility of SOM analysis by FTIR spectroscopy by subtracting mineral interferences in soil spectra using empirically obtained mineral reference spectra.

Mejorar la caracterización de la espectroscopia infrarroja de materia orgánica del suelo con restas espectrales

Soil organic matter (SOM) underlies numerous soil processes and functions. Fourier transform infrared (FTIR) spectroscopy detects infrared-active organic ...

Single-throughput Complementary High-resolution Analytical Techniques for Characterizing Complex Natural Organic Matter Mixtures

Natural organic matter (NOM) is composed of a highly complex mixture of thousands of organic compounds which, historically, proved difficult to characterize. However, to understand the thermodynamic and kinetic controls on greenhouse gas (carbon dioxide [CO2] and methane [CH4]) production resulting from the decomposition of NOM, a molecular-level characterization coupled with microbial proteome analyses is necessary. Further, climate and environmental changes are expected to perturb natural ecosystems, potentially upsetting complex interactions that influence both the supply of organic matter substrates and the microorganisms performing the transformations. A detailed molecular characterization of the organic matter, microbial proteomics, and the pathways and transformations by which organic matter is decomposed will be necessary to predict the direction and magnitude of the effects of environmental changes. This article describes a methodological throughput for comprehensive metabolite characterization in a single sample by direct injection Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry (FTICR-MS), gas chromatography mass spectrometry (GC-MS), nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy, liquid chromatography mass spectrometry (LC-MS), and proteomics analysis. This approach results in a fully-paired dataset which improves statistical confidence for inferring pathways of organic matter decomposition, the resulting CO2 and CH4 production rates, and their responses to environmental perturbation. Herein we present results of applying this method to NOM samples collected from peatlands; however, the protocol is applicable to any NOM sample (e.g., peat, forested soils, marine sediments, etc.).

This protocol describes a single throughput for complementary analytical and omics techniques culminating in a fully-paired characterization of natural organic matter and microbial proteomics in different ecosystems. This approach permits robust comparisons for identifying metabolic pathways and transformations important for describing greenhouse gas production and predicting responses to environmental change.

Técnicas analíticas de alta resolución complementarias solo rendimiento para caracterizar mezclas complejas de materia orgánica Natural

Natural organic matter (NOM) is composed of a highly complex mixture of thousands of organic compounds which, historically, proved difficult to ...

Microplot Design and Plant and Soil Sample Preparation for 15Nitrogen Analysis

Many&#160;nitrogen fertilizer studies evaluate the overall effect of a treatment on end-of-season measurements such as grain yield or cumulative N losses. A stable isotope approach is necessary to follow and quantify the fate of fertilizer derived N (FDN) through the soil-crop system. The purpose of this paper is to describe a small-plot research&#160;design utilizing non-confined 15N enriched microplots for multiple soil and plant sampling events over two growing seasons and provide sample collection, handling, and processing protocols for total 15N analysis. The methods were demonstrated using a replicated study from south-central Minnesota planted to corn (Zea mays L.). Each treatment consisted of six corn rows (76 cm row-spacing) 15.2 m long with a microplot (2.4 m by 3.8 m) embedded at one end. Fertilizer-grade urea was applied at 135 kg N&#8729;ha-1 at planting, while the microplot received urea enriched to 5 atom % 15N. Soil and plant samples were taken several times throughout the growing season, taking care to minimize cross-contamination by using separate tools and physically separating unenriched and enriched samples during all procedures. Soil and plant samples were dried, ground to pass through a 2 mm screen, and then ground to a flour-like consistency using a roller jar mill. Tracer studies require additional planning, sample processing time and manual labor, and incur higher costs for 15N enriched materials and sample analysis than traditional N studies. However, using the mass balance approach, tracer studies with multiple in-season sampling events allow the researcher to estimate FDN distribution through the soil-crop system and estimate unaccounted-for FDN from the system.

Microplot Design and Plant and Soil Sample Preparation for 15Nitrogen Analysis

A microplot design for 15N tracer research is described to accommodate multiple in-season plant and soil sampling events. Soil and plant sample collection and processing procedures, including grinding and weighing protocols, for 15N analysis are put forth.

Diseño de microparplots y preparación de muestras de plantas y suelos para 15 análisisde nitrógeno

Many&#160;nitrogen fertilizer studies evaluate the overall effect of a treatment on end-of-season measurements such as grain yield or cumulative N losses. ...