Este trabajo fue financiado por una beca de investigación del Ministerio de educación, cultura, deportes, ciencia y tecnología de Japón (KAKENHI) a K.H. (#15 K 01691), Dufr (#15 K 08625), K.Y. (#26461532) y una beca para el estudio de la enfermedad del Ministerio de Salud, trabajo y bienestar (K.Y. 201510032A #). Agradecemos la Edanz Group (www.edanzediting.com/ac) para la edición de una versión preliminar de este manuscrito.

Consultar todas las hojas de datos de seguridad del material (MSDS) antes de su uso. Guantes para minimizar la contaminación de las muestras por SM derivados de la piel. El presente Protocolo se aplicó a las células HeLa cultivadas en medio esencial mínimo de Eagle suplementado con 10% suero bovino fetal (FBS), 2 mM L-glutamina, 1.000 U/L penicilina y estreptomicina 100 mg/L.
1. preparación de las muestras de lípidos
Nota: Es importante que toda la cristalería incluyendo tubos de ensayo con tapones de rosca forrado de teflón libre de detergente.
<ol><li>Extracción de la fracción lipídica total de homogeneizado celular utilizando el método de Bligh & Dyer7<ol>
<li>Eliminar la cultura (o condicionado) medios de comunicación de la placa de cultivo de tejidos de 10 cm y enjuague dos veces con 6 mL de PBS helado.</li>
		<li>Agregar 1 mL de PBS helado P1000 pipeta en el recipiente de cultivo de tejidos de 10 cm. Las células de la cosecha con raspadores de células y recoger en tubos de plástico siliconados de 2,0 mL.</li>
		<li>Después de la centrifugación (1.000 x g, 5 min, 4 ° C), retire el sobrenadante con una pipeta P1000.</li>
		<li>Añadir 1 mL de metanol. Mezclar los tubos brevemente y someter a ultrasonidos en 200 W por 5 min en un sonicador de baño tipo. Nota: Ajuste el nivel del agua en un sonicador de baño tipo para que el precipitado de células eficientemente está homogeneizado.</li>
		<li>Transferir el homogeneizado celular en metanol con una pipeta en tubos de ensayo (13 x 100 mm) con tapones de rosca forrado de teflón.</li>
		<li>Añadir 1 mL de metanol, 1 mL de cloroformo, 0,8 mL de agua bidestilada y 50 μl de 10 μmol/L de d18:1 estándar interno /(D31)-16:0 SM en cada tubo de ensayo.</li>
		<li>Tubos de ensayo Vortex vigorosamente durante 5 min a temperatura ambiente. Nota: en este punto, una sola fase (Cloroformo/metanol/agua = 1/2/0.8 (v/v/v)) se forma.</li>
		<li>Añadir 1 mL de cloroformo y 1,0 mL de agua bidestilada.</li>
		<li>Tubos Vortex vigorosamente a 2,500 rpm durante 5 min a temperatura ambiente. Nota: en este punto, la acuosa (superior) fase y fase orgánica (la inferior) está separada.</li>
		<li>Después de la centrifugación (2.150 × g, 5 min, 25 ° C), recoger y transferir la fase inferior en tubos de vidrio desechables (fase inferior). Nota: Recoge la fase más baja utilizando una pipeta Pasteur y un filtro de pipetas de seguridad. Inserte la punta de la pipeta en la fase inferior, apriete el bulbo pequeño al lado de la válvula 'E' para entregar la fase superior y la interfacial pelusa dentro de la punta de la pipeta y luego succionar la fase inferior en la pipeta.</li>
		<li>Añadir 2 mL de cloroformo en los tubos de ensayo y vórtice los tubos vigorosamente a 2,500 rpm durante 5 min a temperatura ambiente para mezclar con la fase superior y pelusa interfacial suficientemente.</li>
		<li>Después de la centrifugación (2.150 × g, 5 min, 25 ° C), recoger y transferir la fase inferior modificada en los tubos de vidrio desechables con la fase inferior inicial como se describe en el paso 1.1.10.</li>
		<li>Colocar los tubos de vidrio con un chorro de nitrógeno y eliminar por completo los solventes orgánicos en la fase inferior recogida.</li>
		<li>Reconstituya las muestras con 500 μl de metanol o etanol, líquido filtrado con un filtro de 0,02 μm y almacenar en frascos de cristal a-20 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparación de muestras para construir la curva de calibración y validación del método<ol>
<li>Añadir 50 μl de 0,1, 0,5, 1, 5, 10 o 50 μmol/L del compuesto estándar (d18:1 /(D9) 18:1 SM) en tubos de ensayo con tapones de rosca forrado de teflón.</li>
		<li>Homogeneizado de células en cada tubo de ensayo y añadir metanol a 1 mL. Nota: La cantidad de homogeneizado celular como matriz varía según cada experimento. Si habitualmente se analizan las especies SM en muestras procedentes de las células en una placa de cultivo de 10 cm, la cantidad de homogeneizado celular en cada tubo de ensayo debe ser cercano de las células en una placa de cultivo de 10 cm.</li>
		<li>Extracto de la fracción lipídica total como se describe en pasos 1.1.6-1.1.14.</li>
		<li>Preparar control de calidad (QC) muestras para validar el método ya descrito en pasos 1.2.1-1.2.3. Preparar tres muestras de control de calidad con diferentes concentraciones del compuesto estándar (d18:1 /(D9) 18:1 SM): en un plazo de 3 x el límite inferior de la curva estándar (control de calidad-baja, control de calidad-L), uno cerca del centro (centro de control de calidad, control de calidad-M) y uno cerca del límite superior de la curva estándar (control de calidad-alto, control de calidad-H).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. SM análisis por LC-ESI-MS/MS
<ol><li>Preparación de la fase móvil<ol>
<li>Mezclar los disolventes (metanol/acetonitrilo/ddH2O = 2/2/1 (v/v/v) para la fase acuosa y el isopropanol para la fase orgánica) en botellas con tapones de rosca forrado de teflón de cristal y someter a ultrasonidos durante 5 minutos en un sonicador de baño tipo.</li>
		<li>Añadir ácido fórmico (concentración final 26,4 mmol/L) y NH4OH (14.9 mmol/L) en cada fase móvil.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis cualitativo de SM por LC-ESI-MS3<ol>
<li>Activar el sistema de cromatografía líquida (HPLC) de alto rendimiento, poner tubos de entrada en las botellas de vidrio que contienen fases móviles y purgar la linea HPLC. Enlazar una columna HPLC de18 C (1,5 mm diámetro interior x 100 mm de longitud, partícula tamaño 3.0 μm) con el sistema HPLC, mantener la temperatura en el horno de la columna a 50 ° C y la columna con la fase móvil acuosa en 100 μl/min poner las muestras en una gradilla de muestras en el autosampl de la condición ER.</li>
		<li>Configure los parámetros de la triple cuadrupolo quadrupole sistema de espectrometría de masas de trampa iónica lineal para MS3 análisis indicados en la tabla 1 y tabla 2 , así como el precursor de la primero y la segundo los iones de la especie SM de interés.<ol>
<li>Haga doble clic en el icono del software de adquisición de datos, haga doble clic en la configuración de' Hardware', seleccione 'LC + QTRAP4500 + válvula' y haga clic en 'Activar perfil'.</li>
			<li>Crear una nueva subcarpeta haciendo clic en 'Nuevo subproyecto' y 'OK'.</li>
			<li>Haga clic en la pestaña 'archivo', seleccione 'Nuevo' y seleccione 'Método de adquisición' y 'OK'. Haga clic en el icono de 'Masa espec' y 'MS' ficha seleccione escanear tipo como 'MS/MS/MS (MS3)', tasa de lectura como 10.000 Da/s polaridad como 'Negativos' y 'Duración' como todo tiempo para ser analizado (min). Establecer la m/z de la 'Parada (Da)' y 'Start (Da)' como la gama que se analizarán. Establecer la m/z de los iones precursores 1 º y 2 º del objetivo especies de SM de interés. Nota: Para analizar múltiples especies de SM, destacan la '-MS3' icono, click derecho, seleccione 'Copiar este experimento' y luego poner la m/z de los iones precursores 1 y 2 de otras especies de SM.</li>
			<li>Seleccione la ficha 'MS avanzado' y establecer cada parámetro como se indica a continuación: modo de escaneo como 'Perfil', el tamaño de paso como 0.12 (Da), resolución Q1 y Q3 'Unidad' y 'Iluminada', respectivamente, umbral de intensidad como 0, tiempo de fraguado como 50 (ms), pausa entre rangos de masa como 1,5 ms, seleccione ' dinámica completar ', barrera de entrada Q3 como 8 V y el tiempo de excitación como 25 ms.</li>
			<li>Haga clic en el botón 'Editar parámetros' en la pestaña de 'MS' y seleccione la 'fuente Gas' ficha configurar los parámetros de la cortina gas, colisión, ionspray voltaje, temperatura, iones fuente gas1 y gas2 como se indica en la tabla 1. Luego seleccione la ficha 'Compuesto' configure los parámetros del potencial desclusterización, potencial de entrada, energía de la colisión, energía de la excitación y energía de la colisión separado como se indica en la tabla 2.</li>
			<li>Destacar 'Integrado Valco Valve' y seleccionar 'Nombre de la posición de paso 0' como A y 'B' como posición total 5,0 min de tiempo. También establecer 'A' como posición total tiempo min 70,0.</li>
			<li>Destacar el 'Sistema de Shimadzu LC'. Seleccione la ficha 'Bomba' y programar el modo de bombeo como flujo binario, flujo total 0,28 mL/min, como máximo de límites de presión como 20,0 MPa. Seleccione la ficha 'Automático' y ajuste el volumen de enjuague como 200 μL, carrera 52 mm, enjuague velocidad 35 μl/s, velocidad de 5.0 μL/s de muestreo de la aguja, purga tiempo 25,0 min., enjuague inmersión tiempo como 5 s y el modo de enjuague como 'Antes y después de la aspiración'.<ol>
<li>Además, permite la unidad, la temperatura más fría 4 ° c y el movimiento de la aguja de control vial como 52 mm. Seleccione la ficha 'Horno', activar el horno fijar la temperatura del horno y temperatura máxima 50 ° C y 85 ° C, respectivamente.</li>
				<li>Seleccione la ficha 'Controlador' y marque la casilla 'Encendido'. Seleccione la ficha 'Programa' y establecer así los gradientes de solventes: solventes A / B en una proporción de 100/0 por 5 min, programa lineales alteraciones a 80/20 durante 4 min, 35/65 sobre 50 minutos, 25/75 y más 1 minuto luego , mantener durante 10 minutos, luego linealmente a 100/0 de 25/75 sobre 4 minutos. Guarde el método.</li>
			</ol>
</li>
		</ol>
</li>
		<li>Crear el archivo por lotes<ol>
<li>Haga doble clic en el icono de 'Construir la adquisición lote', haga clic en 'Añadir Set', ' Añadir ', establecer el número de muestras nuevas y haga clic en 'Aceptar'.</li>
			<li>Haga clic en el botón ' método Editor' y seleccione el método que se utilizará. Si se utilizan múltiples métodos en un archivo por lotes, seleccione la casilla de 'Uso múltiples métodos' y seleccione el método de adquisición para cada muestra. Cambiar el nombre de 'Nombre' de la muestra, el número apropiado para' frasco', poner y la cantidad de volumen de inyección. Guarde el archivo por lotes.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Obtener el producto de3 MS espectros de iones de las especies de SM de interés por el análisis por LC-ESI-MS3<ol>
<li>Seleccione la opción de 'Enviar' en el archivo por lotes, resaltar la línea de las muestras a analizar y haga clic en el botón 'Enviar'.</li>
			<li>Haga clic en la '' vista Quene', icono 'Equilibrado', seleccione el método de adquisición a utilizar, establecer tiempo como 1 min y haga clic en 'Aceptar'.</li>
			<li>Desactivar 'Instrumento de reserva para Tuning' haciendo clic en el icono correspondiente. Luego ejecutar secuencia de lote haciendo clic en el icono de 'Sample Start'.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Asignar a cada MS3 espectros de iones producto de la SM comparando la masa para cargar cociente (m/z) del producto espectros de iones y la masa exacta del esfingoide LCB y N-molécula de acil de interés. Determinar el número de carbonos y dobles enlaces en el esfingoide LCB y N-molécula de acil según los iones del producto correspondiente.<ol>
<li>Confirme que está seleccionada la carpeta correspondiente sub-proyecto, haga doble clic en el icono 'Abrir el archivo de datos' y seleccionar las muestras a analizar. Arrastrar el pico en el cromatograma de cada destino especies de SM y haz luego doble clic. Se presentarán los obtenidos MS3 producto ion espectros dentro de la zona arrastrada.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis cuantitativo de la SM por LC-ESI-MS/MS<ol>
<li>Establecer las fases móvil y columna HPLC como se describe en el paso 2.1 y 2.2.1.</li>
		<li>Configure los parámetros de la triple cuadrupolo quadrupole sistema de espectrometría de masas de trampa iónica lineal de reacción múltiple monitoreo análisis (MRM) que se enumeran en la tabla 1 y tabla 2.<ol>
<li>Realizar los procedimientos como se describe en paso 2.2.2.1 2.2.2.2.</li>
			<li>Haga clic en la pestaña 'archivo', seleccione 'Nuevo' y seleccione 'Método de adquisición' y 'OK'. Haga clic en el icono de 'Masa espec' y 'MS' ficha seleccione escanear tipo como 'MRM', polaridad como 'Positivo'. Establecer 'Duración' como todo el tiempo a analizar. Configurar el m/z de [M + H]+ y 184 'Q1 masa (Da)' como 'Q3 masa (Da)' del objetivo especies de SM de interés, respectivamente. Establecer 'Time' como 'ID' como el nombre del destino especies SM 10 ms.</li>
			<li>Seleccione la ficha 'MS avanzado' y ajustar cada parámetro como sigue: de la resolución Q1 y Q3 como 'Unidad', el umbral de intensidad 0, tiempo de fraguado como 0 (ms) y pausa entre rangos de masa como ms 5.</li>
			<li>Haga clic en el botón 'Editar parámetros' en la pestaña de 'MS' y seleccione la ficha 'Fuente Gas' poner el parámetro de cortina gas, colisión, ionspray voltaje, temperatura, iones fuente gas1 y gas2 como se indica en la tabla 1. Continuación, seleccione la ficha 'Compuesto' poner los parámetros de desclusterización potencial, potencial de entrada, energía de la colisión y colisión célula salida potencial como se indica en la tabla 2.</li>
			<li>Coloque la válvula como se describe en el paso 2.2.2.6.</li>
			<li>Establezca la condición de la LC como se describe en el paso 2.2.2.7. Guarde el método.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Crear el archivo por lotes como se describe en el paso 2.2.3.</li>
		<li>Obtener los datos MRM de cada especie SM LC-ESI-MS/MS de análisis como se describe en el paso 2.2.4.</li>
		<li>Los datos de MRM usando el software para integración de datos y obtener los datos de área de pico para el cromatograma de iones extraídos de cada especie de SM.<ol>
<li>Haga doble clic en el icono del software para integración de datos en análisis cuantitativo, haga clic en la pestaña de 'Edición' y selecciona usuario integración por defecto. Establecer ancho liso Gaussiano como 1,0 punto y haga clic en 'Aceptar'. Haga clic en la pestaña de 'Edición' y seleccione 'Nueva tabla de resultados'. Seleccionar la muestra a ser integrado, haga clic en un botón de la flecha y haga clic en 'Siguiente'. Seleccione 'Crear nuevo método' establecer el nombre del método y haga clic en 'Siguiente'. Haga clic en 'Siguiente' y marque la casilla de d18:1 /(D31) 16:0 SM tal como está, haga clic en 'Siguiente' y haga clic en 'Finalizar'.</li>
			<li>Haga clic en 'Muestra la revisión de pico' y confirmar que los picos del cromatograma se reconocen apropiadamente. Cabe señalar que el tiempo de retención de d18:1 /(D31)-16:0 SM es generalmente menor en ~ 0,3 min en comparación con el de la SM de 34-1 (generalmente se compone de d18:1 / 16:0 SM).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Cuantificar cada especie SM según la relación del pico de cada especie de SM a la d18:1 /(D31) 16:0 estándar interno de SM.<ol>
<li>Haga clic en la pestaña 'Archivo', seleccione 'Exportar', seleccione 'Tabla de resultados', confirmar el formato como 'MultiQuant', columnas como exportación de todas las columnas, filas como 'Exportar todos los registros excepto los explícitamente ocultos' y haga clic en 'OK'.</li>
			<li>Abra el archivo exportado en el software Excel. Normalizar la zona del objetivo especies de SM por la zona de es (d18:1 /(D31)-16:0 SM). Luego multiplique por la cantidad teórica del es de la muestra inyectada para calcular la cantidad de objetivo especies de SM en la muestra inyectada.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Construir la curva estándar<ol>
<li>Obtener los datos MRM de d18:1 /(D9)-18:1 SM y d18:1 /(D31) 16:0 SM en las muestras para la construcción de la curva estándar por LC-ESI-MS/MS de análisis como se describe en el paso 2.3.1-2.3.4.</li>
		<li>Obtener los datos de la zona del pico de d18:1 /(D9)-18:1 SM y d18:1 /(D31) 16:0 SM como se describe en el paso 2.3.5.</li>
		<li>Calcular la cantidad de d18:1 /(D9)-18:1 SM en la muestra inyectada como se describe en paso 2.3.6.</li>
		<li>Construir la línea de tendencia estableciendo el eje x y eje y como la cantidad nominal y la cantidad calculada de d18:1 /(D9)-18:1 SM y obtener la fórmula de la línea de tendencia.</li>
	</ol></li>
	<li>Validar el método cuantitativo utilizando el software Excel<ol>
<li>Para la validación del método, cuantificar la cantidad de d18:1 /(D9)-18:1 SM y d18:1 /(D31) 16:0 SM en el control de calidad de muestras mediante el análisis de cada control de calidad de la muestra por lo menos tres veces en un día y repetir al menos 3 días, como se describe en paso 2.3.1-2.3.4.</li>
		<li>Obtener los datos de área de pico y calcular la cantidad de d18:1 /(D9)-18:1 SM en la muestra inyectada como se describe en paso 2.3.5 y 2.3.6.</li>
		<li>Según la curva de calibración obtenida, calcule la cantidad de d18:1 /(D9)-18:1 SM en la muestra inyectada.</li>
		<li>Evaluación de la precisión<ol>
<li>Calcular la media y la desviación estándar de la cantidad de d18:1 /(D9)-18:1 SM obtenida en el paso 2.5.3 en el dataset del intra-día y el día utilizando el software de Excel.</li>
			<li>La media obtenida en el paso 2.5.4.1 es dividida por la desviación estándar y expresada en %.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Evaluación de la exactitud<ol>
<li>Calcular la exactitud de cada datos como sigue: [(Calculado importe obtenido en el paso 2.5.3.) / (Cantidad nominal) - 1] × 100(%)</li>
			<li>Calcule el promedio del valor absoluto de la precisión en el conjunto de datos del intra-día y entre días.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen ningún conflicto de interés.

En el presente método cualitativo, hemos obtenido MS3 iones del producto de un proceso estadístico y un N-molécula de acil. Es fundamental para asignar correctamente un SPC y una N-molécula de acil. Para ello, debe señalarse que también se pueden detectar otras moléculas de Fosforilcolina que contiene como MS3 iones del producto. Diacil-fosfatidilcolina (PC) y del plasmalógeno del PC están abundantemente presentes en células de mamífero y su hidrofobicidad es similar a l...

Esfingomielina (SM) es un sphingolipid comun en células de mamíferos. SM es sintetizada intracelularmente1 y presente como un precursor para otros esfingolípidos como un esfingosina-1-fosfato y una ceramida, que tienen papeles cruciales en inmune celular trata y homeostasis de la barrera, respectivamente2, de la piel 3. Así, el análisis preciso del metabolismo del SM es importante dilucidar las funciones fisiológicas y patológicas de los ESFINGOLIPIDOS.
SM se compone de una ceramida y una Fosforilcolina vinculado con el grupo 1-hidroxilo de la ceramida, que se compone además de una esfingosina y un N-molécula de acil. Una variedad en los números de carbono y doble enlace en la esfingosina y la N-molécula de acil da lugar a la especie número de ceramida (y SM). Los avances recientes en LC-ESI-MS/MS ha permitido análisis cuantitativo y cualitativo de la SM4,5. En el análisis cualitativo, el número de carbono y de dobles enlaces de un esfingoide LCB de SM fue identificadas mediante la asignación de espectros de iones producto de LCB. Sin embargo, la información estructural de la N-molécula de acil directamente no se obtuvo porque no se han divulgado sus correspondientes iones producto y por lo tanto N-grupos acilo se dedujeron por análisis diferencial entre los iones precursores y iones del producto correspondiente a LCB en ambos iones positivos y negativos modos4,5. En este informe, presentamos un método para detectar los iones producto de LCB y N-molécula de acil simultáneamente en MS3 modo de triple cuadrupolo y espectrometría de masas de trampa iónica lineal cuadrupolo, que facilita la precisión estructural especulación de cada especie de SM6.
Los efectos de la supresión (o mejora) de ion causados por la matriz en muestras biológicas dificultan la exacta cuantificación en el análisis por LC-ESI-MS, y por lo tanto, es deseable para construir curvas de calibración para todos los analitos de interés en la matriz idéntica de la muestra biológica. Sin embargo, esta estrategia no es factible porque es casi imposible preparar todas las especies de SM en muestras biológicas, especialmente en análisis completo. Por lo tanto, es práctico construir una curva de calibración y determinar el rango cuantitativo mediante una especie de SM representante de tacon en las muestras biológicas. Utilizamos dos especies de SM isotópicamente etiquetados para la construcción de una curva de calibración; uno fue utilizado para el estándar interno y el otro de un compuesto estándar. Se detectó una pequeña cantidad de especie SM isotópicamente etiquetada como un compuesto estándar tacon en muestras biológicas y obtuvo con éxito una curva de calibración y la gama cuantitativa6.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>ThermoFisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>100 mm tissue culture dish</td><td>IWAKI</td><td>3020-100</td><td></td></tr><tr><td>Cell scraper</td><td>IWAKI</td><td>9000-220</td><td></td></tr><tr><td>Siliconized 2.0 mL tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-681-321</td><td></td></tr><tr><td>Test tube</td><td>IWAKI</td><td>TST SCR 16-100</td><td></td></tr><tr><td>Teflon-lined screw cap</td><td>IWAKI</td><td>9998CAP415-15</td><td></td></tr><tr><td>Disposable glass tube</td><td>IWAKI</td><td>9832-1310</td><td></td></tr><tr><td>CAPCELL PAK C18 ACR 3 &amp;micro;m 1.5 mm I.D. x 100 mm</td><td>Shiseido</td><td>92223</td><td>Guard cartridge is inserted into cartridge holder, and linked to C18 column</td></tr><tr><td>CAPCELL C18 MGII S-3 2.0 mm x 10 mm GUARD CARTRIDGE</td><td>Shiseido</td><td>12197</td><td></td></tr><tr><td>Cartridge holder</td><td>Shiseido</td><td>12415</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitrile</td><td>Wako</td><td>018-19853</td><td></td></tr><tr><td>2-Propanol (Isopropyl Alcohol)</td><td>Wako</td><td>161-09163</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Wako</td><td>134-14523</td><td></td></tr><tr><td>Formic acid</td><td>Wako</td><td>066-00466</td><td></td></tr><tr><td>28% Ammonia water</td><td>Wako</td><td>016-03146</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator (bath type)</td><td>SHARP</td><td>UT-206H</td><td></td></tr><tr><td>Vortex mixer for glass test tube</td><td>TAITEC</td><td>Mix-EVR</td><td></td></tr><tr><td>1.4 mL glass vial</td><td>Tomsic</td><td>500-1982</td><td>Samples are stored in 1.4 mL glass vial sealed with screw cap and 8 mm septum at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>8 mm septum</td><td>Tomsic</td><td>200-3322</td><td>When samples are analyzed, screw caps are replaced with screw caps with slit septum</td></tr><tr><td>Screw cap for 1.4 mm glass vial</td><td>Tomsic</td><td>500-2762</td><td></td></tr><tr><td>Screw cap with slit septum</td><td>Shimadzu GLC</td><td>GLCTV-803</td><td></td></tr><tr><td>PVDF 0.22 &amp;micro;m filter</td><td>Millipore</td><td>SLGVR04NL</td><td></td></tr><tr><td>Triple quadrupole and quadrupole linear ion trap mass spectrometry</td><td>SCIEX</td><td>QTRAP4500</td><td></td></tr><tr><td>The software for data acquisition and analysis of product ion spectra</td><td>SCIEX</td><td>Analyst</td><td></td></tr><tr><td>The software for data integration in quantitative analysis</td><td>SCIEX</td><td>MultiQuant</td><td></td></tr><tr><td>HPLC system</td><td>Shimadzu</td><td>Nexera</td><td></td></tr><tr><td>Glass bottle</td><td>Sansyo</td><td>85-0002</td><td></td></tr><tr><td>d18:1/24:0 sphingomyelin</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>860592P</td><td></td></tr><tr><td>Sphingosylphosphorylcholine</td><td>Merck</td><td>567735</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>ThermoFisher&amp;nbsp;</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>ThermoFisher&amp;nbsp;</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin and streptomycin</td><td>Sigma</td><td>P4333</td><td></td></tr><tr><td>Eagle&amp;rsquo;s minimum essential medium</td><td>Sigma</td><td>M4655</td><td></td></tr></tbody></table>

quantitative and qualitative method for sphingomyelin by lc-ms using two stable isotopically labeled sphingomyelin species

Se presenta un método de analizar la esfingomielina (SM) cualitativamente y cuantitativamente por cromatografía líquido-electrospray ionización-tandem espectrometría de masas (LC-ESI-MS/MS). SM es un sphingolipid común compuesto por una Fosforilcolina y una ceramida como la componente hidrofílico e hidrofóbico, respectivamente. Un número de especies de SM está presente en células de mamífero debido a una variedad en el esfingoide larga cadena base (LCB) y un N-molécula de acil en la ceramida. En este informe, se muestra un método para estimar la cantidad de carbono y de dobles enlaces en un LCB y un N-molécula de acil basado en sus correspondientes iones producto de experimentos de MS/MS/MS (MS3). Además, se presenta un método de análisis cuantitativo de SM utilizando dos estable isotópicamente etiquetada SM especies, lo que facilita determinar el rango utilizado en la cuantificación de SM. El presente método será útil en la caracterización de una variedad de especies de SM en muestras biológicas y productos industriales tales como cosméticos.

Químicamente sintetizados d18:1 / SM (figura 1A) y d18:1 24:0 / 24:0 SM en las muestras de lípidos extraídas de las células HeLa (figura 1B) se analizaron por LC-ESI-MS empleando a3 [M + HCOO]– y [M-CH3]- como iones del precursor de la primera y segunda, respectivamente. Tenga en cuenta que la intensidad del espectro de desmetilado-sphingosylphosp...

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Quantitative and Qualitative Method for Sphingomyelin by LC-MS Using Two Stable Isotopically Labeled Sphingomyelin Species

Método cuantitativo y cualitativo de la esfingomielina por LC-MS con dos estable isotópicamente etiquetada especies de esfingomielina

Aquí, presentamos un protocolo para cuantificar y calificar cada especie de esfingomielina mediante monitoreo de reacción múltiple y modo MS/MS/MS, respectivamente.

We present a method of analyzing sphingomyelin (SM) qualitatively and quantitatively by liquid chromatography-electrospray Ionization-tandem mass ...

quantitative-qualitative-method-for-sphingomyelin-lc-ms-using-two

Research

JoVE Journal

Biochemistry

9.7K vistas.  Teikyo University. Aquí, presentamos un protocolo para cuantificar y calificar cada especie de esfingomielina mediante monitoreo de reacción múltiple y modo MS/MS/MS, respectivamente.

Video: Quantitative and Qualitative Method for Sphingomyelin by LC-MS Using Two Stable Isotopically Labeled Sphingomyelin Species

An Optimized Protocol for Electrophoretic Mobility Shift Assay Using Infrared Fluorescent Dye-labeled Oligonucleotides

Electrophoretic Mobility Shift Assays (EMSA) are an instrumental tool to characterize the interactions between proteins and their target DNA sequences. Radioactivity has been the predominant method of DNA labeling in EMSAs. However, recent advances in fluorescent dyes and scanning methods have prompted the use of fluorescent tagging of DNA as an alternative to radioactivity for the advantages of easy handling, saving time, reducing cost, and improving safety. We have recently used fluorescent EMSA (fEMSA) to successfully address an important biological question. Our fEMSA analysis provides mechanistic insight into the effect of a missense mutation, G73E, in the highly conserved HMG transcription factor SOX-2 on olfactory neuron type diversification. We found that mutant SOX-2G73E protein alters specific DNA binding activity, thereby causing olfactory neuron identity transformation. Here, we present an optimized and cost-effective step-by-step protocol for fEMSA using infrared fluorescent dye-labeled oligonucleotides containing the LIM-4/SOX-2 adjacent target sites and purified SOX-2 proteins (WT and mutant SOX-2G73E proteins) as a biological example.

We describe here an optimized protocol of fluorescent Electrophoretic Mobility Shift Assays (fEMSA) using purified SOX-2 proteins together with infrared fluorescent dye-labeled DNA probes as a case study to tackle an important biological question.

Un protocolo optimizado para el ensayo de cambio de movilidad electroforética utilizando oligonucleótidos marcados con colorante fluorescente infrarrojo

Electrophoretic Mobility Shift Assays (EMSA) are an instrumental tool to characterize the interactions between proteins and their target DNA sequences. ...

Investigación

Bioquímica

An Efficient Method for the Isolation of Highly Purified RNA from Seeds for Use in Quantitative Transcriptome Analysis

Plant seeds accumulate large amounts of storage reserves comprising biodegradable organic matter. Humans rely on seed storage reserves for food and as industrial materials. Gene expression profiles are powerful tools for investigating metabolic regulation in plant cells. Therefore, detailed, accurate gene expression profiles during seed development are required for crop breeding. Acquiring highly purified RNA is essential for producing these profiles. Efficient methods are needed to isolate highly purified RNA from seeds. Here, we describe a method for isolating RNA from seeds containing large amounts of oils, proteins, and polyphenols, which have inhibitory effects on high-purity RNA isolation. Our method enables highly purified RNA to be obtained from seeds without the use of phenol, chloroform, or additional processes for RNA purification. This method is applicable to Arabidopsis, rapeseed, and soybean seeds. Our method will be useful for monitoring the expression patterns of low level transcripts in developing and mature seeds.

We have succeeded in establishing a method for RNA isolation from plant seeds containing large amounts of oils, proteins, and polyphenols, which have inhibitory effects on high-purity RNA isolation. Our method is suitable for monitoring the expression of genes with low level transcripts in seeds.

Un método eficiente para el aislamiento de ARN altamente purificada a partir de semillas para uso en el Análisis Cuantitativo de transcriptoma

Plant seeds accumulate large amounts of storage reserves comprising biodegradable organic matter. Humans rely on seed storage reserves for food and as ...

A Method for Measuring Metabolism in Sorted Subpopulations of Complex Cell Communities Using Stable Isotope Tracing

Mammalian cell types exhibit specialized metabolism, and there is ample evidence that various co-existing cell types engage in metabolic cooperation. Moreover, even cultures of a single cell type may contain cells in distinct metabolic states, such as resting or cycling cells. Methods for measuring metabolic activities of such subpopulations are valuable tools for understanding cellular metabolism. Complex cell populations are most commonly separated using a cell sorter, and subpopulations isolated by this method can be analyzed by metabolomics methods. However, a problem with this approach is that the cell sorting procedure subjects cells to stresses that may distort their metabolism.
To overcome these issues, we reasoned that the mass isotopomer distributions (MIDs) of metabolites from cells cultured with stable isotope-labeled nutrients are likely to be more stable than absolute metabolite concentrations, because MIDs are formed over longer time scales and should be less affected by short-term exposure to cell sorting conditions. Here, we describe a method based on this principle, combining cell sorting with liquid chromatography-high resolution mass spectrometry (LC-HRMS). The procedure involves analyzing three types of samples: (1) metabolite extracts obtained directly from the complex population; (2) extracts of "mock sorted" cells passed through the cell sorter instrument without gating any specific population; and (3) extracts of the actual sorted populations. The mock sorted cells are compared against direct extraction to verify that MIDs are indeed not altered by the cell sorting procedure itself, prior to analyzing the actual sorted populations. We show example results from HeLa cells sorted according to cell cycle phase, revealing changes in nucleotide metabolism.

This article describes a method for studying cellular metabolism in complex communities of multiple cell types, using a combination of stable isotope tracing, cell sorting to isolate specific cell types, and mass spectrometry.

Un método para medir el metabolismo en muestras ordenadas subpoblaciones de Comunidades celulares complejas utilizando isótopos estables de Búsquedas

Mammalian cell types exhibit specialized metabolism, and there is ample evidence that various co-existing cell types engage in metabolic cooperation. ...

Cellular Lipid Extraction for Targeted Stable Isotope Dilution Liquid Chromatography-Mass Spectrometry Analysis

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including numerous stereoisomers1,2. These metabolites can be formed from free or esterified fatty acids. Many of these oxidized metabolites have biological activity and have been implicated in various diseases including cardiovascular and neurodegenerative diseases, asthma, and cancer3-7. Oxidized bioactive lipids can be formed enzymatically or by reactive oxygen species (ROS). Enzymes that metabolize fatty acids include cyclooxygenase (COX), lipoxygenase (LO), and cytochromes P450 (CYPs)1,8. Enzymatic metabolism results in enantioselective formation whereas ROS oxidation results in the racemic formation of products.
While this protocol focuses primarily on the analysis of AA- and some LA-derived bioactive metabolites; it could be easily applied to metabolites of other fatty acids. Bioactive lipids are extracted from cell lysate or media using liquid-liquid (l-l) extraction. At the beginning of the l-l extraction process, stable isotope internal standards are added to account for errors during sample preparation. Stable isotope dilution (SID) also accounts for any differences, such as ion suppression, that metabolites may experience during the mass spectrometry (MS) analysis9. After the extraction, derivatization with an electron capture (EC) reagent, pentafluorylbenzyl bromide (PFB) is employed to increase detection sensitivity10,11. Multiple reaction monitoring (MRM) is used to increase the selectivity of the MS analysis. Before MS analysis, lipids are separated using chiral normal phase high performance liquid chromatography (HPLC). The HPLC conditions are optimized to separate the enantiomers and various stereoisomers of the monitored lipids12. This specific LC-MS method monitors prostaglandins (PGs), isoprostanes (isoPs), hydroxyeicosatetraenoic acids (HETEs), hydroxyoctadecadienoic acids (HODEs), oxoeicosatetraenoic acids (oxoETEs) and oxooctadecadienoic acids (oxoODEs); however, the HPLC and MS parameters can be optimized to include any fatty acid metabolites13.
Most of the currently available bioanalytical methods do not take into account the separate quantification of enantiomers. This is extremely important when trying to deduce whether or not the metabolites were formed enzymatically or by ROS. Additionally, the ratios of the enantiomers may provide evidence for a specific enzymatic pathway of formation. The use of SID allows for accurate quantification of metabolites and accounts for any sample loss during preparation as well as the differences experienced during ionization. Using the PFB electron capture reagent increases the sensitivity of detection by two orders of magnitude over conventional APCI methods. Overall, this method, SID-LC-EC-atmospheric pressure chemical ionization APCI-MRM/MS, is one of the most sensitive, selective, and accurate methods of quantification for bioactive lipids.

This protocol will demonstrate the extraction and analysis of free and esterified bioactive fatty acids from cells. Fatty acids are accurately quantified using stable isotope dilution, chiral liquid chromatography, electron capture atmospheric chemical ionization multiple reaction monitoring mass spectrometry (SID-LC-ECAPCI-MRM/MS).

Extracción de los lípidos celulares orientadas por dilución de isótopos estables análisis de espectrometría de cromatografía de líquidos-Mass

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including ...

Bioingeniería

Lipid Droplet Isolation for Quantitative Mass Spectrometry Analysis

Lipid droplets are vital to the replication of a variety of different pathogens, most prominently the Hepatitis C Virus (HCV), as the putative site of virion morphogenesis. Quantitative lipid droplet proteome analysis can be used to identify proteins that localize to or are displaced from lipid droplets under conditions such as virus infections. Here, we describe a protocol that has been successfully used to characterize the changes in the lipid droplet proteome following infection with HCV. We use Stable Isotope Labeling with Amino Acids in Cell Culture (SILAC) and thus label the complete proteome of one population of cells with &#34;heavy&#34; amino acids to quantitate the proteins by mass spectrometry. For lipid droplet isolation, the two cell populations (i.e.&#160;HCV-infected/&#34;light&#34; amino acids and uninfected control/&#34;heavy&#34; amino acids) are mixed 1:1 and lysed mechanically in hypotonic buffer. After removing the nuclei and cell debris by low speed centrifugation, lipid droplet-associated proteins are enriched by two subsequent ultracentrifugation steps followed by three washing steps in isotonic buffer. The purity of the lipid droplet fractions is analyzed by western blotting with antibodies recognizing different subcellular compartments. Lipid droplet-associated proteins are then separated by SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE) followed by Coomassie staining. After tryptic digest, the peptides are quantified by liquid chromatography-electrospray ionization-tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS). Using this method, we identified proteins recruited to lipid droplets upon HCV infection that might represent pro- or antiviral host factors. Our method can be applied to a variety of different cells and culture conditions, such as infection with pathogens, environmental stress, or drug treatment.

Lipid droplets are important organelles for the replication of several pathogens, including the Hepatitis C Virus (HCV). We describe a method to isolate lipid droplets for quantitative mass spectrometry of associated proteins; it can be used under a variety of conditions, such as virus infection, environmental stress, or drug treatment.

Aislamiento gotas de lípidos para el análisis cuantitativo de Espectrometría de Masas

Lipid droplets are vital to the replication of a variety of different pathogens, most prominently the Hepatitis C Virus (HCV), as the putative site of ...

LC-MS Analysis of Human Platelets as a Platform for Studying Mitochondrial Metabolism

Perturbed mitochondrial metabolism has received renewed interest as playing a causative role in a range of diseases. Probing alterations to metabolic pathways requires a model in which external factors can be well controlled, allowing for reproducible and meaningful results. Many studies employ transformed cellular models for these purposes; however, metabolic reprogramming that occurs in many cancer cell lines may introduce confounding variables. For this reason primary cells are desirable, though attaining adequate biomass for metabolic studies can be challenging. Here we show that human platelets can be utilized as a platform to carry out metabolic studies in combination with liquid chromatography-tandem mass spectrometry analysis. This approach is amenable to relative quantification and isotopic labeling to probe the activity of specific metabolic pathways. Availability of platelets from individual donors or from blood banks makes this model system applicable to clinical studies and feasible to scale up. Here we utilize isolated platelets to confirm previously identified compensatory metabolic shifts in response to the complex I inhibitor rotenone. More specifically, a decrease in glycolysis is accompanied by an increase in fatty acid oxidation to maintain acetyl-CoA levels. Our results show that platelets can be used as an easily accessible and medically relevant model to probe the effects of xenobiotics on cellular metabolism.

Here we show isolated human platelets can be used as an accessible ex vivo model to study metabolic adaptations in response to the complex I inhibitor rotenone. This approach employs isotopic tracing and relative quantification by liquid chromatography-mass spectrometry and can be applied to a variety of study designs.

LC-MS El análisis de las plaquetas humanas como una plataforma para el estudio del metabolismo mitocondrial

Perturbed mitochondrial metabolism has received renewed interest as playing a causative role in a range of diseases. Probing alterations to metabolic ...

Medio ambiente

Mass Spectrometric Analysis of Glycosphingolipid Antigens

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes such as embryonic development, signal transduction, and immune receptor recognition1-2. They contain complex sugar moieties in the form of isomers, and lipid moieties with variations including fatty acyl chain length, unsaturation, and hydroxylation. Both carbohydrate and ceramide portions may be basis of biological significance. For example, tri-hexosylceramides include globotriaosylceramide (Gal&alpha;4Gal&beta;4Glc&beta;1Cer) and isoglobotriaosylceramide (Gal&alpha;3Gal&beta;4Glc&beta;1Cer), which have identical molecular masses but distinct sugar linkages of carbohydrate moiety, responsible for completely different biological functions3-4. In another example, it has been demonstrated that modification of the ceramide part of alpha-galactosylceramide, a potent agonist ligand for invariant NKT cells, changes their cytokine secretion profiles and function in animal models of cancer and auto-immune diseases5. The difficulty in performing a structural analysis of isomers in immune organs and cells serve as a barrier for determining many biological functions6.
Here, we present a visualized version of a method for relatively simple, rapid, and sensitive analysis of glycosphingolipid profiles in immune cells7-9. This method is based on extraction and chemical modification (permethylation, see below Figure 5A, all OH groups of hexose were replaced by MeO after permethylation reaction) of glycosphingolipids10-15, followed by subsequent analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF/MS) and ion trap mass spectrometry. This method requires 50 million immune cells for a complete analysis. The experiments can be completed within a week. The relative abundance of the various glycosphingolipids can be delineated by comparison to synthetic standards. This method has a sensitivity of measuring 1% iGb3 among Gb3 isomers, when 2 fmol of total iGb3/Gb3 mixture is present9.
Ion trap mass spectrometry can be used to analyze isomers. For example, to analyze the presence of globotriaosylceramide and isoglobtriaosylceramide in the same sample, one can use the fragmentation of glycosphingolipid molecules to structurally discriminate between the two (see below Figure 5). Furthermore, chemical modification of the sugar moieties (through a permethylation reaction) improves the ionization and fragmentation efficiencies for higher sensitivity and specificity, and increases the stability of sialic acid residues. The extraction and chemical modification of glycosphingolipids can be performed in a classic certified chemical hood, and the mass spectrometry can be performed by core facilities with ion trap MS instruments.

A specific and sensitive method to gain insight into the expression profile of glycosphingolipid antigens in immune organs and cells is described. The method takes advantage of the ion trap mass spectrometry allowing step-wise fragmentation of glycosphingolipid molecules for structural analysis in comparison to chemically synthesized standards.

Análisis espectrométrico de masas de Antígenos glicoesfingolípido

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes ...

Inmunología e Infección

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of biological membranes, energy storage and production, cellular signaling, vesicular transport of proteins, organelle biogenesis, and regulated cell death. Because the budding yeast Saccharomyces cerevisiae is a unicellular eukaryote amenable to thorough molecular analyses, its use as a model organism helped uncover mechanisms linking lipid metabolism and intracellular transport to complex biological processes within eukaryotic cells. The availability of a versatile analytical method for the robust, sensitive, and accurate quantitative assessment of major classes of lipids within a yeast cell is crucial for getting deep insights into these mechanisms. Here we present a protocol to use liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) for the quantitative analysis of major cellular lipids of S. cerevisiae. The LC-MS/MS method described is versatile and robust. It enables the identification and quantification of numerous species (including different isobaric or isomeric forms) within each of the 10 lipid classes. This method is sensitive and allows identification and quantitation of some lipid species at concentrations as low as 0.2 pmol/&#181;L. The method has been successfully applied to assessing lipidomes of whole yeast cells and their purified organelles. The use of alternative mobile phase additives for electrospray ionization mass spectrometry in this method can increase the efficiency of ionization for some lipid species and can be therefore used to improve their identification and quantitation.

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

We present a protocol using liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry to identify and quantify major cellular lipids in Saccharomyces cerevisiae. The described method for a quantitative assessment of major lipid classes within a yeast cell is versatile, robust, and sensitive.

Análisis cuantitativo del lipidomo celular de Saccharomyces Cerevisiae utilizando cromatografía líquida junto con espectrometría de masas en tándem

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of ...

Preparation of Human Tissues Embedded in Optimal Cutting Temperature Compound for Mass Spectrometry Analysis

Sphingolipids are cellular components that have well-established roles in human metabolism and disease. Mass spectrometry can be used to determine whether sphingolipids are altered in a disease and investigate whether sphingolipids can be targeted clinically. However, properly powered prospective studies that acquire tissues directly from the surgical suite can be time consuming, and technically, logistically, and administratively challenging. In contrast, retrospective studies can take advantage of cryopreserved human specimens already available, usually in large numbers, at tissue biorepositories. Other advantages of procuring tissues from biorepositories include access to information associated with the tissue specimens including histology, pathology, and in some instances clinicopathological variables, all of which can be used to examine correlations with lipidomics data. However, technical limitations related to the incompatibility of optimal cutting temperature compound (OCT) used in the cryopreservation and mass spectrometry is a technical barrier for the analysis of lipids. However, we have previously shown that OCT can be easily removed from human biorepository specimens through cycles of washes and centrifugation without altering their sphingolipid content. We have also previously established that sphingolipids in human tissues cryopreserved in OCT are stable for up to 16 years. In this report, we outline the steps and workflow to analyze sphingolipids in human tissue specimens that are embedded in OCT, including washing tissues, weighing tissues for data normalization, the extraction of lipids, preparation of samples for analysis by liquid chromatography electrospray ionization tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS), mass spectrometry data integration, data normalization, and data analysis.

Sphingolipids are bioactive metabolites with well-established roles in human disease. Characterizing alterations in tissues with mass-spectrometry can reveal roles in disease etiology or identify therapeutic targets. However, the OCT-compound used for cryopreservation in biorepositories interferes with mass-spectrometry. We outline methods to analyze sphingolipids in human tissues embedded in OCT with LC-ESI-MS/MS.

Preparación de tejidos humanos incrustados en un compuesto de temperatura de corte óptima para el análisis de espectrometría de masas

Sphingolipids are cellular components that have well-established roles in human metabolism and disease. Mass spectrometry can be used to determine whether ...

Investigación sobre el cáncer

Cribado de estructuras lipídicas mediante marcaje de isótopos estables

Tracing de novo Lipids using Stable Isotope Labeling LC-TIMS-TOF MS/MS

Lipids are highly diverse, and small changes in lipid structures and composition can have profound effects on critical biological functions. Stable isotope labeling (SIL) offers several advantages for the study of lipid distribution, mobilization, and metabolism, as well as de novo lipid synthesis. The successful implementation of the SIL technique requires the removal of interferences from endogenous molecules. In the present work, we describe a high-throughput analytical protocol for the screening of SIL lipids from biological samples; examples will be shown of lipid de novo identification during mosquito ovary development. The use of complementary liquid chromatography trapped ion mobility spectrometry and mass spectrometry allows for the separation and lipids assignment from a single sample in a single scan (&lt;1 h). The described approach takes advantage of recent developments in data-dependent acquisition and data-independent acquisition, using parallel accumulation in the mobility trap followed by sequential fragmentation and collision-induced dissociation. The measurement of SIL at the fatty acid chain level reveals changes in lipid dynamics during the ovary development of mosquitoes. The lipids de novo structures are confidently assigned based on their retention time, mobility, and fragmentation pattern.

Autor destacado: Cuantificación de muestras lipidómicas complejas mediante el marcaje de isótopos estables

Presented here is a method for screening lipid structures through stable isotope labeling by using their retention time, mobility, and fragmentation.

Trazabilidad de lípidos de novo mediante el marcaje de isótopos estables LC-TIMS-TOF MS/MS

Lipids are highly diverse, and small changes in lipid structures and composition can have profound effects on critical biological functions. Stable ...

Método cuantitativo y cualitativo de la esfingomielina por LC-MS con dos estable isotópicamente etiquetada especies de esfingomielina

Resumen

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