Esta técnica es útil en la caracterización de la fisiología y patología pulmonar mediante la medición de las actividades metabólicas y la función respiratoria. El sistema de perfusión pulmonar aislada permite trabajar con un órgano funcional completo haciendo posible el estudio de una función fisiológica continua a la vez que recrea la ventilación y la perfusión. Este método podría proporcionar información sobre la caracterización de las capacidades no respiratorias de los tejidos pulmonares, como la actividad metabólica y las actividades de varios componentes como los macrófagos alveolares y el tejido endotelial.
Para empezar, ensamble el aparato de trabajo, asegurándose de que contenga la columna de acero principal montada en una placa base que sostiene el tórax artificial con el neumotacómetro y el transductor de peso ubicados sobre la columna y detrás de la bobina de precalentamiento con una trampa de burbujas. Conecte todos los transductores a la unidad electrónica central y prepare el sistema de ventilación además del aparato. Después de afeitar el sitio quirúrgico del conejo anestesiado, haga una incisión ventral en la línea mediana de tres a cinco centímetros desde el manubrio del esternón hasta el cuello.
Use las tijeras de operación para cortar los 2/3 anteriores de la tráquea entre los anillos del cartílago. Inserte una cánula traqueal de cinco milímetros a través de la membrana fibrosa traqueal y fije la cánula cuidadosamente con una sutura de seda 4-0. Coloque las pinzas o pinzas debajo de la tráquea para asegurarse de que la cánula no se doble contra la tráquea.
Conecte la bomba de respiración a la cánula traqueal, ajuste el volumen corriente a 10 mililitros por kilogramo e inicie la ventilación rápidamente después de la traqueotomía y antes de que se abra el tórax para mantener la presión positiva en los pulmones para prevenir el colapso pulmonar durante la cirugía. Para acceder a la cavidad torácica, use un bisturí o tijeras para abrir la pared del tórax y realizar una esternotomía medial hasta el tercio superior del tórax. Mantenga las mitades del tórax abiertas con dos retractores.
Localiza la vena cava superior e inferior y etiquétala con hilos. Antes de la exsanguinación del animal, identifique el ventrículo derecho e inyecte 1, 000 unidades internacionales por kilogramo de heparina. Inmediatamente después de la inyección, ligar la vena cava superior e inferior con el hilo pre-asado.
Cortar a través del manubrium sterni para extender la esternotomía medial hacia la cánula traqueal, liberando la tráquea en ambos lados del tejido de conexión. Ahora reseque la tráquea por encima de la cánula traqueal y tire suavemente de la cánula en un eje craneal / caudal. Después de la exsanguinación para cosechar el bloqueo cardiopulmonar, use disección digital directa o tijeras de resorte para separar el tejido conectivo y extraer los pulmones del tórax.
A continuación, diseccionar la vasculatura y el esófago. Levante los pulmones aislados del tórax y coloque cuidadosamente los pulmones sobre una gasa estéril en una placa de Petri. Para prevenir la atelectasia, ventile los pulmones mediante ventilación con presión positiva con presión espiratoria final positiva establecida en dos centímetros de columna de agua.
Cortar los ventrículos del corazón a nivel del surco auriculoventricular. Después de abrir los dos ventrículos, introduzca la cánula de la arteria pulmonar a través de la arteria pulmonar derecha y la cánula de la aurícula izquierda a través de la válvula mitral en la aurícula izquierda. Fije las cánulas con una sutura de seda 4-0 que incluya los tejidos circundantes en las ligaduras de la arteria pulmonar y la aurícula izquierda para evitar la distensión estructural.
Inyecte 250 mililitros de solución isotónica salina a través de la cánula arterial para eliminar la sangre restante del lecho vascular. Para la configuración de perfusión, coloque los pulmones aislados cuidadosamente en la cámara pulmonar. Conecte la tráquea al transductor en la cubierta de la cámara y conecte los recipientes canulados al sistema de perfusión, luego cierre y asegure la cámara con la cerradura giratoria.
A continuación, conecte la tapa de la cámara y cambie sobre la llave de paso para cambiar de ventilación de presión positiva a negativa. Perfunda los pulmones con 200 mililitros de perfusato libre de sangre artificial comenzando con el flujo a tres mililitros por minuto por kilogramo, luego aumente lentamente el flujo durante cinco minutos a cinco mililitros por minuto por kilogramo. Y durante los próximos cinco minutos, permita que el flujo alcance los ocho mililitros por minuto por kilogramo, seguido de un flujo máximo de 10 mililitros por minuto por kilogramo durante cinco minutos.
Ventilar los pulmones con aire humidificado a una frecuencia de 30 latidos por minuto, un volumen corriente de 10 mililitros por kilogramo y una presión espiratoria final de dos centímetros de columna de agua. Para lograr las condiciones de la zona tres, espere de 10 a 15 minutos para obtener un equilibrio caracterizado por un estado gravimétrico ISO, asegurando que la presión venosa sea estable en todo el registro. Asegúrese de que el peso del pulmón permanezca constante y que las presiones arterial y auricular izquierda sean estables para lograr condiciones de zona tres para abrir un número máximo de vasos pulmonares y mantener el contenido de lecho microvascular durante el experimento.
Para el control electrónico y procesamiento de señales, asegurar que el flujo respiratorio, los cambios de peso, la presión microvascular, el volumen corriente, la resistencia vascular, entre otros, estén registrados en una unidad electrónica central múltiple que integre las señales provenientes de los transductores y las muestre en el sistema de evaluación. Se evaluó la concentración de 5-HT y monoaminooxidasa implicada en el metabolismo pulmonar y la permeabilidad vascular. La concentración de 5-HT y monoaminooxidasa alcanzó su punto máximo después de 15 minutos de conservación y luego disminuyó durante las siguientes seis horas.
Después, los niveles de perfusión mostraron un aumento no estadísticamente significativo hasta las 24 horas. Las tasas de liberación de 5-HT y monoaminooxidasa indicaron que durante la primera hora de la preservación, los niveles de 5-HT aumentaron más que la monoaminooxidasa y disminuyeron dentro de las seis horas posteriores a ser recapturados por células endoteliales y plaquetas, así como catabolismo mediado por monoaminooxidasa. La actividad de la endopeptidasa neutra aumentó a las nueve horas y luego disminuyó y se mantuvo estable durante 12 a 24 horas.
La actividad de la enzima convertidora de angiotensina disminuyó después de cuatro horas, luego aumentó y se mantuvo estable a través del tiempo hasta las 24 horas. El efecto de la preservación pulmonar en la permeabilidad capilar se evaluó durante 24 horas, lo que indica que el pulmón perfundido sufrió un aumento progresivo del coeficiente de filtración capilar. Se comprobó el efecto de diferentes aditivos en la permeabilidad capilar del sistema de perfusión pulmonar aislada en diversas condiciones y se observó un aumento máximo de la permeabilidad con atropina.
La maniobra más importante es colocar correctamente los pulmones en una cámara pulmonar y conectar los vasos canulados al sistema de perfusión. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia las interacciones entre las sustancias circulatorias y los efectos de las sustancias inhaladas o perfundidas como en las pruebas de drogas y diversas patologías pulmonares.
