Los protocolos anteriores para modelos de ratón de diálisis peritoneal sufren de limitaciones que impiden su uso a largo plazo. Estas limitaciones, como el enrollamiento y el desplazamiento del catéter, se abordan en este estudio. Esta técnica evita el mal funcionamiento del catéter PD por razones mecánicas, permitiendo su uso durante más tiempo para estudiar patologías, como la fibrosis peritoneal.
Esta técnica proporcionará un mejor modelo de ratón para investigar la patogénesis molecular y nuevas terapias de la fibrosis peritoneal. Una limitación clave de la EP en humanos. La EP es el pilar de la terapia de reemplazo renal en pacientes pediátricos con IRT.
Este modelo optimizado proporcionará un mejor banco de pruebas para investigar todos los problemas con la EP en humanos. La generación de un modelo animal tiene una curva de aprendizaje. Este video paso a paso ayudará a una persona a implementar esta técnica para generar un modelo duradero para la diálisis peritoneal con éxito.
Para comenzar, coloque el ratón C57 negro/6J de ocho a 12 semanas completamente anestesiado en posición lateral izquierda. Después de afeitar el ratón como se especifica en el manuscrito, desinfecte el área quirúrgica exponiendo el flanco derecho del ratón a la manta calefactora. Luego coloque la cortina quirúrgica estéril sobre el ratón.
Asigne el bolsillo del puerto de acceso un centímetro por encima de la cola del ratón. Sostenga el segmento de instalación con el índice no dominante y el pulgar sobre el área asignada cerca de la cola. Coloque el catéter por encima de la piel y calcule el lugar para la inserción del tubo del catéter dentro de la cavidad abdominal.
Luego marque el lugar asignado para la inserción del tubo, respetando la flexión mínima del tubo cerca de la línea media anterior. Perfore un orificio lateral sobre el marco de la sección del depósito con el etiquetador de orejas del ratón. Haga una incisión horizontal de un centímetro de ancho en la piel un centímetro por encima de la cola.
Luego, diseccione sin rodeos el plano subcutáneo de la capa muscular subyacente para hacer una bolsa para la colocación del catéter para garantizar que el puerto de instalación resida libremente en el bolsillo ideal del puerto. Más allá de la sutura 3-0 del orificio lateral personalizado. Fije el puerto de acceso al lecho muscular apretando la sutura pasada, manteniendo el curso de tubo cefalal.
Haga una incisión de un centímetro sobre el área formalmente marcada cerca de la línea media. Coloque una sutura suelta con una sutura absorbible redonda 4-0 alrededor del músculo inciso de la pared abdominal. Haga una incisión de un centímetro sobre la capa muscular cerca de la línea media derecha y pase el fieltro proximal del catéter dentro de la incisión.
Pase el tubo del catéter a través del tracto preparado. Apriete la sutura de la cuerda del bolso preparada alrededor del tubo, manteniendo el segundo fieltro fuera de la cuerda del bolso sobre la capa muscular, y cierre la piel con suturas absorbibles 3-0. Asegúrese de que el catéter colocado sea funcional.
Compruebe la función con una jeringa de un mililitro conectada a la aguja Huber específica para el puerto. Inyecte solución salina normal en el puerto de instalación. Después de confirmar un flujo suave con una tolerancia cero para la resistencia, cierre las incisiones de la piel alrededor del depósito del puerto con suturas absorbibles 3-0.
Ingrese al puerto con la aguja Huber e inyecte 100 microlitros de solución salina normal en el puerto para confirmar el curso de la patente. Luego inyecte 200 microlitros de lipopolisacárido, seguido de 100 microlitros de solución salina para el riego por tubo y asegúrese de que no haya resistencia. Después de siete días de inyecciones de LPS y dos semanas de implantación de catéter, planifique la biopsia peritoneal.
Después de confirmar el éxito de la anestesia, haga una incisión en la piel de la línea media desde la vejiga hasta la subxifoidea. Luego perfundir el plano subfascial con PBS frío. Asegúrese de que el avión esté completamente diseccionado sin alterar la integridad del peritoneo.
El análisis de las secciones teñidas con hematoxilina y eosina mostró un aumento sustancial en la matriz extracelular, o ECM, en el espacio subperitoneal. La ECM promedio en el espacio subperitoneal de los ratones de control fue la mitad de la de los ratones expuestos a LPS. La tinción tricrómica de Masson detecta la fibrosis, medida como densidad de intensidad normalizada al área superficial.
La vascularización alterada y el ensanchamiento del espacio subperitoneal se analizaron utilizando el marcador de células endoteliales CD31 y se midieron como densidad integrada en imágenes de campo de alta potencia seleccionadas al azar. En comparación con el control, los ratones inducidos por LPS mostraron un aumento de tres veces en la fibrosis subperitoneal, aproximadamente ocho a nueve veces de aumento en la vascularidad y un aumento de dos veces en el espacio subperitoneal, marcado como SP. Coloque el catéter por encima de la piel y marque el punto para la inserción del catéter, evitando la flexión del tubo.
La inserción debe estar cerca de la línea media interior. Proporcionar el método de colocación del catéter de DP murina más duradero permitirá a los investigadores diseñar y ejecutar experimentos a largo plazo para sondear y atacar la falla de la membrana peritoneal.
