Este trabajo contó con el apoyo de subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (31871170, 32170950 y 31970915), la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Guangdong (2021A1515010804 y 2023A1515010899), la Fundación de Ciencias Naturales de Guangdong para el Proyecto de Cultivo Mayor (2018B030336001) y la Subvención de Guangdong: Tecnologías clave para el tratamiento de trastornos cerebrales (2018B030332001).

Todos los ratones se obtuvieron comercialmente y se mantuvieron en un ciclo de 12 h de luz/12 h de oscuridad (luz encendida a las 08:00 a.m. hora local) a una temperatura ambiente de 22-25 °C y una humedad relativa de 50%-60%. Los ratones tenían acceso a un suministro continuo de comida y agua. Todos los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las Directrices para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Universidad Normal del Sur de China y aprobadas por el Comité Institucional de Ética Animal. Para los experimentos se utilizaron ratones machos C57BL/6J de entre 3 y 5 meses de edad.
1. Montaje del sistema de microaccionamiento
<ol><li>Conecte dos placas diseñadas por computadora usando dos estupefactos y un tornillo que sujete el microaccionamiento móvil y conecte el conector a una placa (Figura 1A, Bi-iii). Accione el microaccionamiento girando un tornillo (0,5 mm/círculo).</li>
	<li>Asegúrese de que el microaccionamiento pueda transportar dos juegos de ocho tubos guía (~3 cm de largo, ~50 μm de diámetro interno, ~125 μm de diámetro externo) para cada lado de la región MC y, a continuación, córtelo a la misma longitud (al menos 15 mm; Figura 1Biv, v).</li>
	<li>Cortar 16 hilos de Nicromo (~5 cm de largo) con un diámetro de 35 μm, y luego cargarlos sucesivamente en los tubos guía, seguido de aplicar el pegamento para fijarlos (Figura 1Bi, vi, vii).</li>
	<li>Pele el aislamiento del cable, enrede sucesivamente cada cable expuesto a cada pin desde el conector siguiendo el mapa de canales, así como los electrodos de referencia y tierra, y luego aplique lentamente pintura conductora en cada pin (Figura 1Bviii-x).</li>
	<li>Cubra las clavijas con resina epoxi (Figura 1Axi, xii) y luego realice el chapado en oro a través de un probador de impedancia para reducir la impedancia de las puntas de los electrodos a ~ 350 kOhm (Figura 1Bxiii, xiv). Ajuste los parámetros del probador de impedancia de la siguiente manera: −10,08 μA de corriente continua durante 1 s con solución chapada en oro, incluidos 5 mM PtCl4.</li>
	<li>Finalmente, mueva el microaccionamiento hacia la parte superior girando un tornillo. Compruebe el tamaño total del sistema de microaccionamiento modificado como se muestra en la Figura 1A (aproximadamente 15 mm de largo, 10 mm de ancho, 20 mm de alto, ~1 g de peso). Verifique las especificaciones detalladas de la placa diseñada por computadora y el componente móvil en la Figura 1Ai, ii.</li>
</ol>2. Implantación de la guía de electrodos
<ol><li>Esterilice los kits de cirugía, use guantes estériles y póngase una bata blanca estéril de médico antes de que comience la operación.</li>
	<li>Para controlar el dolor, utilice una inyección subcutánea (s.c.) de meloxicam inyectable (5 mg/kg) para el ratón en una cámara de inducción. A continuación, anestesiar al ratón mediante una inyección intraperitoneal (i.p.) de pentobarbital (80 mg/kg) en una cámara de inducción18,19. Aplique una dosis suplementaria de pentobarbital (20 mg/kg/h) si el reflejo de pellizco del dedo del pie aún está presente.</li>
	<li>Fije el ratón en un aparato estereotáxico y mantenga su temperatura rectal a 37 °C utilizando un controlador de temperatura.</li>
	<li>Aplique el ungüento ocular de tetraciclina en ambos ojos del ratón y vuelva a cambiar los guantes estériles antes de la cirugía.</li>
	<li>Afeitar el pelaje del ratón y desinfectar el sitio quirúrgico con tres rondas alternas de exfoliante betadine y alcohol usando un aplicador estéril con punta de algodón en círculos concéntricos comenzando en el centro y moviéndose hacia afuera (Figura 2i, ii). Haz una pequeña incisión en la línea media (~15 mm) para exponer su cráneo. Inmediatamente, aplique la lidocaína al 1% localmente en los músculos del cuello para aliviar el dolor. Luego, retire el tejido residual con unas tijeras y limpie el cráneo con bastoncillos de algodón recubiertos de solución salina (Figura 2iii).</li>
	<li>Con un microelectrodo de vidrio lleno de tinta, marque las ubicaciones deseadas de la MC bilateral para la implantación (Figura 2iv, v). Con base en un estudio previo 20, las localizaciones de la CM bilateral son las siguientes: 0,74 mm anterior al bregma y1,25 mm lateral a la línea media.</li>
	<li>Implante cuatro tornillos de acero inoxidable (0,8 mm de diámetro) para proteger el sistema de microaccionamiento, y luego vincule todos los tornillos con los electrodos de referencia y rectificados, seguido de una cubierta con cemento dental mixto para formar paredes (Figura 2vi-xi).</li>
	<li>Taladre con cuidado dos agujeros pequeños (~1,5 mm2) con un taladro de cráneo en los lados izquierdo y derecho del cráneo coordinado en las regiones MC (Figura 2xii). Utilizar las coordenadas estereotáxicas de la MC bilateral: 0,74 mm anterior a la bregma, 1,25 mm lateral a la línea media y 0,5 mm ventral a la duramadre.</li>
	<li>Retire la duramadre de los orificios con cuidado con pinzas finas (Figura 2xiii).</li>
	<li>Inserte el sistema de microaccionamiento en el centro de los orificios utilizando un micromanipulador a 10 μm/s (Figura 2xiv-xvii).</li>
	<li>Llene la vaselina en las paredes de cemento dental después de terminar la inserción del sistema de microaccionamiento (Figura 2xviii).</li>
	<li>Unir la placa inferior del sistema de microaccionamiento y las paredes de cemento dental con el cemento dental mezclado (Figura 2xix)</li>
	<li>Lave la incisión con solución salina seguida de un tratamiento local con un gel que contenga clorhidrato de lincomicina y clorhidrato de lidocaína para aliviar el dolor postquirúrgico.</li>
	<li>Enrolle la cinta conductora de lámina de cobre alrededor del sistema de microaccionamiento implantado (Figura 2xx).</li>
	<li>Mueva el ratón a una jaula mantenida a 31-33 °C y controle la recuperación del ratón de la anestesia.</li>
	<li>Deje que los ratones se recuperen durante 1 semana con una alimentación separada. Revise y trate la incisión con 3 días de aplicación continua de un gel que contenga clorhidrato de lincomicina y clorhidrato de lidocaína.</li>
</ol>3. Grabación multicanal en el MC bilateral en ratones que se mueven libremente
<ol><li>Sostén la cabeza de un ratón despierto con ligereza y cuidado. Mueva hacia abajo las guías de electrodos (~0,1 mm de profundidad) girando el tornillo de la parte móvil del sistema de microaccionamiento (Figura 1Aii) con al menos 1 día de anticipación.</li>
	<li>Sostenga la cabeza del ratón despierto con suavidad y cuidado. Conecte el centro de la cabecera y un globo de helio (lleno con aproximadamente 0,02 L de helio) con una rosca para compensar el peso de la cabecera y el sistema de microaccionamiento (Figura 3A, B).</li>
	<li>Capture señales en bruto utilizando los electrodos de grabación y los sistemas multicanal mediante muestreo a 30 kHz en el software de grabación y, a continuación, digitalice utilizando un convertidor digital-analógico (DA) de los sistemas multicanal.</li>
	<li>Extraiga las señales LFP de los datos sin procesar remuestreando a 10 kHz en el software de grabación y, a continuación, utilice un filtro de muesca del software de grabación para eliminar el ruido de línea de 50 Hz.</li>
	<li>Registre datos sin procesar en un estado estable desde un mouse que se mueve libremente durante al menos 60 s. Después de terminar la grabación, retire lentamente la conexión entre el headstage y el sistema de microunidad y devuelva el mouse a su jaula de inicio.</li>
	<li>Almacene los datos registrados en la computadora y analícelos fuera de línea (Figura 4 y Figura 5).</li>
	<li>Después de terminar el experimento, realice la eutanasia según las pautas del instituto y luego confirme la ubicación de los electrodos utilizando la fuente de alimentación a una salida de 3 V para realizar una lesión electrolítica de 1 minuto, seguido de realizar un análisis histológico. Corte el cerebro del ratón en rodajas de 30 μm con un micrótomo de congelación, recoja las secciones de MC y luego capture las imágenes con un microscopio (Figura 3C, D).</li>
</ol>4. Clasificación y análisis de picos
<ol><li>Haga clic en Archivo > Abrir archivos > Nev en el software de clasificación de picos para abrir los datos de picos muestreados a 30 kHz (Figura 4Ai).</li>
	<li>Haga clic en Información para seleccionar el canal sin ordenar y, a continuación, seleccione Ordenar > Cambiar método de ordenación > Usar K-Means. Presione el botón Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting para obtener las unidades ordenadas (Figura 4Aii, iii).</li>
	<li>Haga clic en Archivo > Guardar como, guarde los datos de picos ordenados con una extensión de nombre de archivo .nev y seleccione Archivo > exportar datos por forma de onda para exportar los resultados de PCA con una extensión de nombre de archivo .txt (Figura 4Aiv).</li>
	<li>Haga clic en Archivo > Importar datos > archivo Blackrock en el software para el análisis de datos neurofisiológicos para abrir el archivo de picos ordenado (Figura 4Bi).</li>
	<li>Haga clic en Análisis > Autocorrelogramas para obtener el autocorrelograma de la unidad seleccionada y, a continuación, establezca los parámetros de la siguiente manera: el valor de X Mínimo a −0,05 s, el valor X Máximo a 0,05 s y el valor de Bin a 0,001 (Figura 4Bii, iii).</li>
	<li>Cargue los datos de picos ordenados, haga clic en Análisis > histogramas de intervalo entre picos para obtener el histograma de intervalo entre picos y, a continuación, establezca los parámetros de la siguiente manera: el valor del intervalo mínimo en 0 s, el valor del intervalo máximo en 0,1 s y el valor Bin en 0,001 (Figura 4Biv, v).</li>
	<li>Haga clic en Análisis > Correlatos cruzados para obtener el correlograma cruzado entre dos eventos unitarios ordenados y, a continuación, establezca los eventos y parámetros de referencia de la siguiente manera: el valor mínimo de X en −0,1 s, el valor máximo de X en 0,1 s y el valor de Bin en 0,001 (Figura 4Bvi, vii).</li>
	<li>Haga clic en Resultados > Resultados numéricos para guardar los resultados del autocorrelograma, el histograma de intervalo entre picos y el correlograma cruzado con .xls extensiones de nombre de archivo (Figura 4Bviii, ix). Analice los datos y dibuje el gráfico.</li>
</ol>5. Análisis de LFP
<ol><li>Haga clic en File Import Data > Blackrock File en el software para el análisis de datos neurofisiológicos para abrir los datos de señal continua muestreados a 10 kHz (Figura 5Ai).</li>
	<li>Haga clic en Análisis > espectro para continuo para analizar el espectro de potencia para el LFP del canal seleccionado. Establezca los parámetros de la siguiente manera: el número de valores de frecuencia en 8.192, el valor de los conos múltiples en 3-5, la normalización del porcentaje de la densidad espectral de potencia total (PSD) y el rango de frecuencia de 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aii, iii).</li>
	<li>Haga clic en Análisis > coherencia para continuo para analizar la coherencia de dos LFP desde los lados izquierdo y derecho del MC. Establezca el canal de referencia y los parámetros de la siguiente manera: Calcule los valores de coherencia, el número de valores de frecuencia en 8.192, el valor de los conos múltiples en 3-5 y el rango de frecuencia de 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aiv, v).</li>
	<li>Haga clic en Análisis > Corr. con Variables Cont. para analizar la correlación entre dos LFP de los lados izquierdo y derecho del MC. Establezca el canal de referencia (datos LFP) y los parámetros de la siguiente manera: el valor mínimo X a −0,1 s, el valor máximo X a 0,1 s y el valor Bin a 0,001 (Figura 5Avi, vii).</li>
	<li>Haga clic en Resultados > Resultados numéricos para guardar los resultados de la PSD, la coherencia y la correlación con una extensión de nombre de archivo .xls (Figura 5Aviii, ix).</li>
	<li>Seleccione el canal para el que se deben extraer las trazas representativas para cada banda de frecuencia, haga clic en Editar > Filtrado Digital de Variables Continuas para obtener cada banda de frecuencia y, a continuación, configure los parámetros de la siguiente manera: la Respuesta de Frecuencia del Filtro como Paso de Banda, la Implementación del Filtro en la respuesta de impulso infinito (IIR) Butterworth, y el valor de Orden de Filtro en 2. Por último, establezca el rango de frecuencia de interés (Figura 5Bi-iv). NOTA: Los rangos de frecuencia utilizados aquí fueron los siguientes: oscilaciones delta (δ, 1-4 Hz), theta (θ, 5-12 Hz), beta (β, 13-30 Hz), gamma baja (γ baja, 30-70 Hz) y gamma alta (γ alta, 70-100 Hz).</li>
	<li>Analiza los datos y dibuja el gráfico.</li>
</ol>6. Correlaciones entre el pico y la LFP
<ol><li>Haga clic en Archivo > Importar datos > archivo Blackrock en el software para el análisis de datos neurofisiológicos para abrir los datos de señal continua y los datos de pico.</li>
	<li>Haga clic en Análisis > Análisis de coherencia para analizar la coherencia entre los picos y el LFP del canal seleccionado. Establezca la variable de referencia (sincronización de picos) y los parámetros de la siguiente manera: Calcule los valores de coherencia, el número de valores de frecuencia en 512, el valor de los conos múltiples en 3-5 y el rango de frecuencia de 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Ci, ii).</li>
	<li>Haga clic en Resultados > Resultados numéricos para guardar el resultado de la coherencia del campo de pico con una extensión de nombre de archivo .xls (Figura 5Ciii, iv).</li>
	<li>Analiza los datos y dibuja el gráfico.</li>
</ol>

Registro electrofisiológico extracelular en la corteza motora de ratones

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchronization+of+cortical+activity+and+its+putative+role+in+information+processing+and+learning.">Synchronization of cortical activity and its putative role in information processing and learning.</a> Annual Review of Physiology. 55, 349-374 (1993).</li><li>Arroyo-Garc&#237;a, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+spike-gamma+coupling+of+area+CA3+fast-spiking+interneurons+as+the+earliest+functional+impairment+in+the+App(NL-G-F)+mouse+model+of+Alzheimer's+disease.">Impaired spike-gamma coupling of area CA3 fast-spiking interneurons as the earliest functional impairment in the App(NL-G-F) mouse model of Alzheimer's disease.</a> Molecular Psychiatry. 26 (10), 5557-5567 (2021).</li><li>Ozawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experience-dependent+resonance+in+amygdalo-cortical+circuits+supports+fear+memory+retrieval+following+extinction.">Experience-dependent resonance in amygdalo-cortical circuits supports fear memory retrieval following extinction.</a> Nature Communications. 11 (1), 4358 (2020).</li><li>Vinck, M., Batista-Brito, R., Knoblich, U., Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arousal+and+locomotion+make+distinct+contributions+to+cortical+activity+patterns+and+visual+encoding.">Arousal and locomotion make distinct contributions to cortical activity patterns and visual encoding.</a> Neuron. 86 (3), 740-754 (2015).</li><li>Beck, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=long-term+dopamine+depletion+causes+enhanced+beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+of+parkinsonian+rats.">long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats.</a> Experimental Neurology. 286, 124-136 (2016).</li><li>Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+activity+in+the+subthalamic+nucleus-globus+pallidus+network+to+cortical+electroencephalogram.">Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram.</a> Journal of Neuroscience. 20 (2), 820-833 (2000).</li><li>Magill, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+functional+connectivity+within+the+rat+striatopallidal+axis+during+global+brain+activation+in+vivo.">Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo.</a> Journal of Neuroscience. 26 (23), 6318-6329 (2006).</li><li>Rapeaux, A. B., Constandinou, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantable+brain+machine+interfaces:+First-in-human+studies,+technology+challenges+and+trends.">Implantable brain machine interfaces: First-in-human studies, technology challenges and trends.</a> Current Opinion in Biotechnology. 72, 102-111 (2021).</li><li>Tort, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+cross-frequency+couplings+of+local+field+potential+oscillations+in+rat+striatum+and+hippocampus+during+performance+of+a+T-maze+task.">Dynamic cross-frequency couplings of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (51), 20517-20522 (2008).</li><li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), e3568 (2012).</li><li>Lansink, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+split+microdrive+for+simultaneous+multi-electrode+recordings+from+two+brain+areas+in+awake+small+animals.">A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).</li><li>Sato, T., Suzuki, T., Mabuchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+multi-electrode+array+design+for+chronic+neural+recording,+with+independent+and+automatic+hydraulic+positioning.">A new multi-electrode array design for chronic neural recording, with independent and automatic hydraulic positioning.</a> Journal of Neuroscience Methods. 160 (1), 45-51 (2007).</li><li>van Daal, R. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+Neuropixels+probes+for+chronic+recording+of+neuronal+activity+in+freely+behaving+mice+and+rats.">Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats.</a> Nature Protocols. 16 (7), 3322-3347 (2021).</li><li>Unakafova, V. A., Gail, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+open-source+toolboxes+for+processing+and+analysis+of+spike+and+local+field+potentials+data.">Comparing open-source toolboxes for processing and analysis of spike and local field potentials data.</a> Frontiers in Neuroinformatics. 13, 57 (2019).</li><li>Mao, L., Wang, H., Qiao, L., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+Nrf2+enhances+the+upregulation+of+nuclear+factor-kappaB+activity,+tumor+necrosis+factor-alpha,+and+matrix+metalloproteinase-9+after+spinal+cord+injury+in+mice.">Disruption of Nrf2 enhances the upregulation of nuclear factor-kappaB activity, tumor necrosis factor-alpha, and matrix metalloproteinase-9 after spinal cord injury in mice.</a> Mediators of Inflammation. 2010, 238321 (2010).</li><li>Jin, Z., Zhang, Z., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise-linked+irisin+prevents+mortality+and+enhances+cognition+in+a+mice+model+of+cerebral+ischemia+by+regulating+Klotho+expression.">Exercise-linked irisin prevents mortality and enhances cognition in a mice model of cerebral ischemia by regulating Klotho expression.</a> Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 1697070 (2021).</li><li>Ding, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spreading+of+TDP-43+pathology+via+pyramidal+tract+induces+ALS-like+phenotypes+in+TDP-43+transgenic+mice.">Spreading of TDP-43 pathology via pyramidal tract induces ALS-like phenotypes in TDP-43 transgenic mice.</a> Acta Neuropathologica Communications. 9 (1), 15 (2021).</li><li>Cao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gamma+oscillation+dysfunction+in+mPFC+leads+to+social+deficits+in+neuroligin+3+R451C+knockin+mice.">Gamma oscillation dysfunction in mPFC leads to social deficits in neuroligin 3 R451C knockin mice.</a> Neuron. 97 (6), 1253-1260 (2018).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La grabación multicanal en ratones que se mueven libremente se ha considerado una tecnología útil en los estudios de neurociencia, pero sigue siendo bastante difícil para los principiantes registrar y analizar las señales. En el presente estudio, proporcionamos pautas simplificadas para la fabricación de sistemas de microaccionamiento y la implantación de electrodos, así como procedimientos simplificados para capturar y analizar las señales eléctricas a través del software de clasificación de picos y...

El potencial de campo local (LFP), un componente importante de las señales extracelulares, refleja la actividad sináptica de grandes poblaciones de neuronas, que forman el código neuronal para múltiplescomportamientos. Se considera que los picos generados por la actividad neuronal contribuyen a la LFP y son importantes para la codificación neuronal2. Se ha demostrado que las alteraciones en los picos y los LFP median en varias enfermedades cerebrales, como la enfermedad de Alzheimer, así como en emociones como el miedo, etc.3,4. Vale la pena señalar que muchos estudios han destacado que la actividad de la espícula difiere significativamente entre los estados despiertos y anestesiados en animales5. A pesar de que los registros en animales anestesiados ofrecen la oportunidad de evaluar las LFP con artefactos mínimos en estados de sincronización cortical altamente definidos, los resultados difieren en cierta medida de lo que se puede encontrar en sujetos despiertos 6,7,8. Por lo tanto, es más significativo detectar la actividad neuronal en escalas de tiempo largas y grandes escalas espaciales en diversas enfermedades en un estado cerebral despierto utilizando electrodos implantados en el cerebro. Este manuscrito proporciona información para principiantes sobre cómo hacer el sistema de micro-accionamiento y configurar los parámetros utilizando un software común para calcular las señales de pico y LFP de una manera rápida y sencilla para comenzar el registro y el análisis.
Aunque el registro no invasivo de las funciones cerebrales, como el uso de electroencefalogramas (EEG) y potenciales relacionados con eventos (ERP) registrados en el cuero cabelludo, se ha utilizado ampliamente en estudios en humanos y roedores, los datos de EEG y ERP tienen propiedades espaciales y temporales bajas y, por lo tanto, no pueden detectar las señales precisas producidas por la actividad sináptica dendrítica cercana dentro de un área específica del cerebro1. En la actualidad, aprovechando la grabación multicanal en animales conscientes, la actividad neuronal en las capas más profundas del cerebro puede registrarse de forma crónica y progresiva mediante la implantación de un sistema de microaccionamiento en el cerebro de primates o roedores durante múltiples pruebas de comportamiento 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . En resumen, los investigadores pueden construir un sistema de microaccionamiento que se puede utilizar para el posicionamiento independiente de los electrodos o tetrodos para apuntar a diferentes partes del cerebro10,11. Por ejemplo, Chang et al. describieron técnicas para registrar picos y LFPs en ratones mediante el ensamblaje de un micro-drive ligero y compacto12. Además, las sondas de silicio micromecanizadas con componentes accesorios hechos a medida están disponibles comercialmente para registrar múltiples neuronas individuales y LFP en roedores durante tareas de comportamiento13. Aunque se han utilizado varios diseños para ensamblar sistemas de microaccionamiento, estos todavía tienen un éxito limitado en términos de complejidad y peso de todo el sistema de microaccionamiento. Por ejemplo, Lansink et al. mostraron un sistema de microaccionamiento multicanal con una estructura compleja para la grabación de una sola región cerebral14. Sato et al. informaron de un sistema de microaccionamiento multicanal que mostraba una función de posicionamiento hidráulico automático15. Las principales desventajas de estos sistemas de microaccionamiento son que son demasiado pesados para que los ratones se muevan libremente y son difíciles de montar para los principiantes. Aunque se ha demostrado que el registro extracelular multicanal es una tecnología adecuada y eficiente para medir la actividad neuronal durante las pruebas de comportamiento, no es fácil para los principiantes registrar y analizar las señales adquiridas por el complejo sistema de microaccionamiento. Dado que es difícil iniciar todo el proceso de operación del registro extracelular multicanal y el análisis de datos en ratones que se mueven libremente16,17, en el presente artículo se presentan pautas simplificadas para introducir el proceso detallado de fabricación del sistema de microaccionamiento utilizando componentes y configuraciones comúnmente disponibles; también se proporcionan los parámetros del software común para calcular las señales de pico y LFP de una manera rápida y sencilla. Además, en este protocolo, el ratón puede moverse libremente gracias al uso de un globo de helio, lo que contribuye a compensar el peso de la cabecera y el sistema de micropropulsión. En general, en el presente estudio, describimos cómo construir fácilmente un sistema de micro-accionamiento y optimizar los procesos de registro y análisis de datos.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2.54 mm pin header</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>1 x 5</td>
			<td>Applying for the movable micro-drive which can slide on its stulls.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Illustrator CC 2017</td>
			<td>Adobe</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To optimize images from GraphPad.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BlackRock Microsystems</td>
			<td>Blackrock Neurotech</td>
			<td>Cerebus</td>
			<td>This systems includes headsatge, DA convert, amplifier and computer.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass nut</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 brass nut</td>
			<td>The nut fixes the position of screw.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass screw</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 11 mm brass screw</td>
			<td>A screw that hold the movable micro-drive.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J</td>
			<td>Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>12 weeks of age.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>15 mL; BS-150-M</td>
			<td>To store mice brain with sucrose sulutions.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conducting paint</td>
			<td>Structure Probe, Inc.</td>
			<td>7440-22-4</td>
			<td>To improve the lead-connecting quality between connector pins and Ni-wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive copper foil tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1181</td>
			<td>To reduce interferenc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>2 x 10P</td>
			<td>To connect the headtage to micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power supply</td>
			<td>Maisheng</td>
			<td>MS-305D</td>
			<td>A power device for&#160; electrolytic lesion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement</td>
			<td>Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To fix the electrode arrays on mouse&#39;s skull after finishing the implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital analog converter</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>128-Channel</td>
			<td>A device that converts digital data into analog signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy resin</td>
			<td>Alteco</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover pins.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To summarize data after analysis.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye scissors</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or cutting the Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or assembling the mirco-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezing microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM3050 S</td>
			<td>&#160;Cut the mouse&#8217;s brain into slices</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fused silica capillary tubing</td>
			<td>Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd.</td>
			<td>TSP050125</td>
			<td>To&#160; serve as the guide tubes for Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microelectrode</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>BF100-50-10</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation using the filled ink.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism 7</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To analyze and visualize the results.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guide-tube</td>
			<td>Polymicro technologies</td>
			<td>1068150020</td>
			<td>To load Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headstage</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A tool of transmitting signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helium balloon</td>
			<td>Yili Festive products Co., Ltd.</td>
			<td>24 inch</td>
			<td>To offset the weight of headstage and micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ink</td>
			<td>Sailor Pen Co.,LTD.</td>
			<td>13-2001</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine tincture</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To disinfect mouse&#39;s scalp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lincomycin in Hydrochloride and Lidocaine&#160; hydrochloride gel</td>
			<td>Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd.</td>
			<td>10g</td>
			<td>A drug used to reduce inflammation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Vicki Biotechnology Co., Ltd.</td>
			<td>71125-38-7</td>
			<td>To reduce postoperative pain in mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulators</td>
			<td>Scientifica</td>
			<td>Scientifica IVM Triple</td>
			<td>For electrode arrays implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>ECLIPSE Ni-E</td>
			<td>&#160;Capture the images of brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nanoZ impedance tester</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>nanoZ</td>
			<td>To measure impedance or performing electrode impedance spectroscopy (EIS) for multichannel microelectrode arrays.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>A tool for analyzing the electrophysiological data.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer&#160;</td>
			<td>Plexon, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A software.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni-chrome wire</td>
			<td>California Fine Wire Co.</td>
			<td>M472490</td>
			<td>35 &#956;m Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>A tool for sorting the recorded multi-units.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB board</td>
			<td>Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Computer designed board.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3761</td>
			<td>To anesthetize mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>57-33-0</td>
			<td>To anesthetize the mouse.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Longer</td>
			<td>BT100-1F</td>
			<td>A device used for perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyformaldehyde&#160;</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A500684-0500</td>
			<td>The main component of fixative solution for fixation of mouse brains&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PtCl4</td>
			<td>Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd.</td>
			<td>13454-96-1</td>
			<td>Preparation for gold plating liquid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To clean the mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver wire</td>
			<td>Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd.</td>
			<td>2 mm diameter</td>
			<td>Applying for ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skull drill</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>78001</td>
			<td>To drill carefully two small holes on mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel screws</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 2</td>
			<td>To protect the micro-drive system and link the ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68513</td>
			<td>To perform the stereotaxic coordinates of bilateral motor cortex.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Damao</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>To dehydrate the mouse brains&#160; after perfusion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>Henkel AG &#38; Co.</td>
			<td>PSK5C</td>
			<td>To fix the guide tube and Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>TCAT-2</td>
			<td>To maintain mouse&#39;s rectal temperature at 37&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetracycline eye ointment</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To protect the mouse&#39;s eyes during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td>Rapala</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To link ballon and headstage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td>Unilever plc</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover the gap between electrode arrays and mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multichannel extracellular recording in freely moving mice

El protocolo tiene como objetivo descubrir las propiedades de la activación neuronal y los potenciales de campo local (LFP) en ratones que se comportan y llevan a cabo tareas específicas mediante la correlación de las señales electrofisiológicas con el comportamiento espontáneo y/o específico. Esta técnica representa una herramienta valiosa para estudiar la actividad de la red neuronal que subyace a estos comportamientos. El artículo proporciona un procedimiento detallado y completo para la implantación de electrodos y el consiguiente registro extracelular en ratones conscientes que se mueven libremente. El estudio incluye un método detallado para implantar las matrices de microelectrodos, capturar las señales de LFP y pico neuronal en la corteza motora (MC) utilizando un sistema multicanal, y el posterior análisis de datos fuera de línea. La ventaja del registro multicanal en animales conscientes es que se puede obtener y comparar un mayor número de neuronas y subtipos neuronales spiking, lo que permite evaluar la relación entre un comportamiento específico y las señales electrofisiológicas asociadas. En particular, la técnica de registro extracelular multicanal y el procedimiento de análisis de datos descrito en el presente estudio se pueden aplicar a otras áreas del cerebro cuando se realizan experimentos en ratones que se comportan.

The local field potential (LFP), an important component of extracellular signals, reflects the synaptic activity of large populations of neurons, which form the neural code for multiple behaviors1. Spikes generated by neuronal activity are considered to contribute to the LFP and are important for neural coding2. Alterations in spikes and LFPs have been proven to mediate several brain diseases, such as Alzheimer&#39;s disease, as well as emotions such as fear, etc.3,4. It is worth noting that many studies have highlighted that spike activity significantly differs between awake and anesthetized states in animals5. Although recordings in anesthetized animals offer an opportunity to assess LFPs with minimal artifacts in highly defined cortical synchronization states, the results differ to some extent from what can be found in awake subjects6,7,8. Thus, it is more meaningful to detect neural activity over long time scales and large spatial scales in various diseases in an awake brain state using electrodes implanted in the brain. This manuscript provides information for beginners on how to make the micro-drive system and set the parameters using common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way in order to get the recording and analysis started.
Although the non-invasive recording of brain functions, such as by using electroencephalograms (EEGs) and event-related potentials (ERPs) recorded from the scalp, has been used extensively in human and rodent studies, EEG and ERP data have low spatial and temporal properties and, thus, cannot detect the precise signals produced by nearby dendritic synaptic activity within a specific brain area1. Currently, by taking advantage of multichannel recording in conscious animals, neural activity in the deeper layers of the brain can be recorded chronically and progressively by implanting a micro-drive system into the brains of primates or rodents during multiple behavioral tests1,2,3,4,5,6,7,8,9. Briefly, researchers can construct a micro-drive system that can be used for the independent positioning of the electrodes or tetrodes to target different parts of the brain10,11. For example, Chang et al. described techniques to record spikes and LFPs in mice by assembling a light and compact micro-drive12. In addition, micro-machined silicon probes with custom-made accessory components are commercially available for recording multiple single neurons and LFPs in rodents during behavioral tasks13. Although various designs have been used for assembling micro-drive systems, these still have limited success in terms of the complexity and weight of the whole micro-drive system. For example, Lansink et al. showed a multichannel micro-drive system with a complex structure for recording from a single brain region14. Sato et al. reported a multichannel micro-drive system displaying an automatic hydraulic positioning function15. The main disadvantages of these micro-drive systems are that they are too heavy for mice to move freely and are difficult to assemble for beginners. Although multichannel extracellular recording has been shown to be a suitable and efficient technology for measuring neural activity during behavioral tests, it is not easy for beginners to record and analyze the signals acquired by the complex micro-drive system. Given that it is difficult to get the entire operation process of the multichannel extracellular recording and data analysis started in freely moving mice16,17, this present article presents simplified guidelines to introduce the detailed process of making the micro-drive system using commonly available components and settings; the parameters in the common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way are also provided. Additionally, in this protocol, the mouse can move freely due to the use of a helium balloon, which contributes to offsetting the weight of headstage and micro-drive system. Generally, in the present study, we describe how to easily build a micro-drive system and optimize the processes of recording and data analysis.

Autor destacado: Avances en la grabación extracelular multicanal para estudiar la actividad neuronal en ratones que se mueven libremente 

Grabación extracelular multicanal en ratones que se mueven libremente

We aim to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signal with behaviors. Multichannel extracellular recording by the micro-drive system has been shown to be a suitable and a efficient technology for neural activity during behavioral tests. Multichannel recording in free-moving mice has been deemed to be a useful technology in neuroscience studies, but it's still quite challenging for beginners to acquire and analyze the signals.We introduced how to perform the multichannel extracellular recording in freely-moving mice with a more steady and lightweight micro-drive system, and optimize the processes of recording and data analysis for the beginners. We are going to increase the number of channels and reduce the volume of micro-driver system in a new version.

Se aplicó un filtro de paso alto (250 Hz) para extraer los picos de varias unidades de las señales sin procesar (Figura 6A). Además, se verificaron las unidades registradas del MC de un ratón normal ordenado por PCA (Figura 7A-D), y se registraron el ancho del valle y la duración de la forma de onda de las unidades en el MC del ratón. Los resultados mostraron que tanto la anchura del valle como la duración de la forma de ...

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El protocolo describe la metodología de registro extracelular en la corteza motora (MC) para revelar propiedades electrofisiológicas extracelulares en ratones conscientes que se mueven libremente, así como el análisis de datos de potenciales de campo local (LFP) y picos, lo que es útil para evaluar la actividad neuronal de la red que subyace a los comportamientos de interés.

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by ...

Nuestro objetivo es descubrir las propiedades de la activación neuronal y la red de potenciales de campo local en ratones que se comportan y llevan a cabo tareas específicas mediante la correlación de la señal electrofisiológica con los comportamientos. Se ha demostrado que el registro extracelular multicanal mediante el sistema de microaccionamiento es una tecnología adecuada y eficiente para la actividad neuronal durante las pruebas de comportamiento. La grabación multicanal en ratones que se mueven libremente se ha considerado una tecnología útil en los estudios de neurociencia, pero sigue siendo bastante difícil para los principiantes adquirir y analizar las señales.Presentamos cómo realizar el registro extracelular multicanal en ratones que se mueven libremente con un sistema de microaccionamiento más estable y ligero, y optimizar los procesos de registro y análisis de datos para los principiantes. Vamos a aumentar el número de canales y reducir el volumen del sistema de microcontroladores en una nueva versión.

multichannel-extracellular-recording-in-freely-moving-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multichannel Extracellular Recording in Freely Moving Mice

1.9K vistas.  South China Normal University. Nuestro objetivo es descubrir las propiedades de la activación neuronal y la red de potenciales de campo local en ratones que se comportan y llevan a cabo tareas específicas mediante la correlación de la señal electrofisiológica con los comportamientos. Se ha demostrado que el registro extracelular multicanal mediante el sistema de microaccionamiento es una tecnología adecuada y eficiente para la actividad neuronal durante las pruebas de comportamiento. La grabación multicanal en raton...

Video: Autor destacado: Avances en la grabación extracelular multicanal para estudiar la actividad neuronal en ratones que se mueven libremente 

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signals with spontaneous and/or specific behavior. This technique represents a valuable tool in studying the neuronal network activity underlying these behaviors. The article provides a detailed and complete procedure for electrode implantation and consequent extracellular recording in free-moving conscious mice. The study includes a detailed method for implanting the microelectrode arrays, capturing the LFP and neuronal spiking signals in the motor cortex (MC) using a multichannel system, and the subsequent offline data analysis. The advantage of multichannel recording in conscious animals is that a greater number of spiking neurons and neuronal subtypes can be obtained and compared, which allows the evaluation of the relationship between a specific behavior and the associated electrophysiological signals. Notably, the multichannel extracellular recording technique and the data analysis procedure described in the present study can be applied to other brain areas when conducting experiments in behaving mice.

The protocol describes the methodology of extracellular recording in the motor cortex (MC) to reveal extracellular electrophysiological properties in freely moving conscious mice, as well as the data analysis of local field potentials (LFPs) and spikes, which is useful for evaluating the network neural activity underlying behaviors of interest.

Investigación

Neurociencias

Micro-Drive System Assembly and Electrode Array Implantation for Multichannel Recording in Mice

Begin by assembling the Microdrive system. Connect two computer-designed boards using two stulls and a screw that holds the movable Microdrive, and attach the connector to one board. Ensure the Microdrive can carry two sets of eight guide tubes for each side of the motor cortex or MC region.Cut the guide tubes to the same length. Cut 16 nichrome wires, each measuring approximately five centimeters long and 35 micrometers in diameter. Load the wires into the guide tubes and apply glue to fix them.Strip the wire insulation and twine each exposed wire to each pin from the connector following the channel map and the reference and ground electrodes, then slowly coat conducting paint onto each pin. Cover the pins using epoxy resin, then perform gold plating via an impedance tester to reduce the impedance of the electrode tips to approximately 350 kiloohms. For electrode array implantation, fix the anesthetized mouse in a stereotaxic apparatus and use a temperature controller to maintain its rectal temperature at 37 degrees Celsius.Then make a small midline incision to expose the skull. Remove the residual tissue using scissors and clean the skull with sterile saline-soaked cotton buds. Using a glass microelectrode filled with ink, mark the desired locations of the bilateral MC for implantation.Next, using a skull drill, carefully drill two small holes on both the left and right sides of the coordinated skull in the MC regions. Gently remove the dura mater from the holes with fine forceps. Then insert the Microdrive system into the center of the holes, using a micromanipulator at 10 micrometers per second.After finishing the insertion, fill the petroleum jelly into the dental cement walls and join the bottom plate of the Microdrive system and the dental cement walls with the mixed dental cement.

Montaje del sistema Micro-Drive e implantación de una matriz de electrodos para la grabación multicanal en ratones

Multichannel Recording in the Bilateral MC in Free-Moving Mice and Neurophysiological Data Analysis

For the multi-channel recording, move down the electrode arrays by twisting the screw on the movable part of the micro-drive system one day in advance. Hold the head of an awake mouse lightly and carefully. Then, link the center of the head stage and a helium balloon with a thread to offset the weight of the head stage and the micro-drive system.Capture raw signals using the recording electrodes and multi-channel systems by sampling at 30 kilohertz in the recording software. Then digitize using a digital analog converter from the multi-channel systems. Extract the local field potential, or LFP signals, from the raw data by re-sampling at 10 kilohertz.Then, using a notch filter, remove the 50-hertz line noise. For spike sorting and analysis, in the spike sorting software, click on File, then Open, and nev files to open the spike data sampled at 30 kilohertz. Click on Info to select the unsorted channel.Then choose Sort, Change Sort Method, and Use K-Means. Press the button Valley Seeking Sort, then K-Means Sorting to obtain the sorted units. Next, in the neurophysiological data analysis software, open the sorted spike file by clicking on File, Import Data, and BlackRock File.To obtain the autocorrelogram for the selected unit, click on Analysis, then Autocorrelograms, and set the parameters. Load the sorted spike data. Then, click on Analysis, and Interspike Interval Histograms to obtain the interspike interval histogram, and then set the desired parameters.Click on Analysis, then Crosscorrelograms to obtain the crosscorrelogram between two sorted unit events. And then set the reference events and parameters. For LFP analysis, click on File, Import Data, and BlackRock File, to open the continuous signal data sampled at 10 kilohertz.Then, by clicking Analysis and Spectrum for Continuous, analyze the power spectrum for the LFP from the selected channel. Next, click on Analysis, then Coherence for Continuous to analyze the coherence for two LFPs from the left and right sides of the MC.Then, click on Analysis, followed by Correlation with Continuous Variables to analyze the correlation between two LFPs from the left and right sides of the MC.Once done, click on Results, then Numerical Results to save the Power Spectrum Density, Coherence, and Correlation with a xls file name extension. To analyze correlations between the spike and LFP, click on File, then Import Data and BlackRock File to open the continuous signal data and spike data.Then, click on Analysis and Coherence Analysis to analyze the coherence between the spikes and LFP from the selected channel. Finally, click on Results, then Numerical Results to save the results of the spike field coherence with a xls file name extension. The valley width and waveform duration of the units in the MC of the mouse showed that both the valley width and waveform duration of the MC putative pyramidal neurons in mice are higher than those of the putative interneurons.The crosscorrelogram between putative pyramidal neurons and interneurons indicated that the putative pyramidal neurons spiking occurs before the putative interneurons with a window of 18 milliseconds. In the LFP analysis, the LFPs of the left and right MC in normal mice were similar in the power spectrum, suggesting synchronized activities between the left and right MC.Further, the coherence and correlation between the left and right MC were calculated. The curve of spike field coherence in the MC of a normal mouse showed a stronger low gamma coherence for the putative interneurons compared to the pyramidal neurons.