Este trabajo contó con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82130012 y 81830010) y los proyectos Nurture para la investigación básica del Hospital del Tórax de Shanghái (número de subvención: 2022YNJCQ03).

Los protocolos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Hospital del Tórax de Shanghái, afiliado a la Facultad de Medicina de la Universidad Jiao Tong de Shanghái (número de aprobación: KS23010) y cumplían con las normas éticas pertinentes. Para este experimento se prefieren ratones machos y hembras C57BL/6 de 4 a 8 semanas de edad.
1. Preparación de herramientas quirúrgicas, tampones y medios de cultivo
<ol><li>Herramientas quirúrgicas de autoclave (p. ej., tijeras quirúrgicas y pinzas estándar) a 121 °C durante 30 min. Desinfectar el instrumental microquirúrgico con alcohol al 75%.</li>
	<li>Prepare solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) suplementada con penicilina-estreptomicina al 1% v/v y otros 10 ml de PBS suplementados con penicilina-estreptomicina v/v al 10%. NOTA: En las siguientes secciones, si no se menciona específicamente, PBS se refiere a PBS estéril regular.</li>
	<li>Prepare el tampón Krebs Ringer HEPES BSA: 1% de albúmina sérica bovina (BSA), 20 mM HEPES disueltos en la solución Krebs Ringer.</li>
	<li>Preparar solución de digestión fresca: colagenasa tipo 1 (1 mg/mL) y dispasa II (4 mg/mL) disueltas en tampón Krebs Ringer HEPES BSA. Esterilice la solución con un filtro de 0,2 μm.</li>
	<li>Prepare un plato de 12 pocillos recubierto de colágeno.<ol><li>Diluir la solución de colágeno (1 mg/mL) con agua desionizada estéril hasta una concentración de 40 μg/mL. Añadir 1 mL de la solución de colágeno diluido en la superficie de cada pocillo para conseguir una concentración de 6-10 μg/cm2. Incubar el recubrimiento durante 1 h a temperatura ambiente.</li>
		<li>Retire la solución restante y enjuague cada pocillo 2 veces con 1 ml de PBS. Utilice la placa inmediatamente o séquela al aire en una campana de flujo laminar de clase II y almacene la placa recubierta a 2-8 °C. Al almacenar, selle las placas recubiertas con parafilm.</li>
	</ol></li>
	<li>Prepare el medio de cultivo: medio Dulbecco-Modified Eagles (DMEM) con alto contenido de glucosa, suero bovino fetal (FBS) al 10%, penicilina-estreptomicina al 1% v/v. Mantener a 4 °C durante un máximo de 2 semanas.</li>
	<li>Prepare el medio de inducción lipogénico: DMEM con alto contenido de glucosa, 10 % de FBS, 1 % v/v de penicilina-estreptomicina, 1 nM de triyodotironina, 1 μM de rosiglitazona, 1 μM de insulina, 0,5 mM de 3-isobutil-1-metilxantina (IBMX) y 1 μM de dexametasona. Mantener a 4 °C durante un máximo de 2 semanas.</li>
	<li>Prepare el medio de mantenimiento: DMEM con alto contenido de glucosa, 10 % de FBS, 1 % v/v de penicilina-estreptomicina, 1 nM de triyodotironina, 1 μM de rosiglitazona y 1 μM de insulina. Mantener a 4 °C durante un máximo de 2 semanas.</li>
</ol>2. Disección y aislamiento del tejido adiposo perivascular (PVAT)
<ol><li>Eutanasia del ratón por luxación cervical bajo anestesia con isoflurano al 2% o con sobredosis de dióxido de carbono. Pulverizar con alcohol al 75% para la desinfección de la piel.</li>
	<li>Coloque el ratón en posición supina (mirando hacia arriba).</li>
	<li>Levante la piel, haga una pequeña incisión y separe sin rodeos la piel y los músculos abdominales con unas tijeras quirúrgicas a lo largo de la línea media ventral desde la pelvis hasta el cuello. Exponga el corazón y los pulmones cortando el diafragma y las costillas a lo largo de ambos lados de la línea media.</li>
	<li>Extirpe con cuidado el hígado, el bazo, los intestinos y el riñón. Evite cortar la pared intestinal.</li>
	<li>Extirpar los pulmones y el esófago.</li>
	<li>Levante suavemente el corazón con fórceps en una mano y separe la aorta de la columna vertebral con unas tijeras quirúrgicas en la otra mano. Luego, coloque el corazón y la aorta en una placa de Petri de 60 mm con PBS que contenga 1% v/v de penicilina-estreptomicina.</li>
	<li>Retire las pinzas microquirúrgicas y las tijeras microquirúrgicas del alcohol y enjuague con 25 ml de PBS para eliminar el exceso de alcohol. Bajo un microscopio estereoscópico, extirpe el timo y otros tejidos del corazón y la aorta, luego extirpe el corazón, dejando la aorta con los PVAT.</li>
	<li>Transfiera la aorta con los PVAT a una placa de Petri limpia de 60 mm con PBS que contenga penicilina-estreptomicina al 1% v/v.</li>
	<li>Use pinzas microquirúrgicas para extirpar los PVAT, con un par de pinzas fijando la aorta y el otro tirando del tejido adiposo. Extirpar el tejido de la vasculatura tanto como sea posible mientras se minimiza el daño al tejido adiposo perivascular.</li>
	<li>Recoja el PVAT que rodea la aorta torácica en el tubo de microcentrífuga de 2 ml que contiene DMEM con alto contenido de glucosa suplementado con penicilina-estreptomicina al 1% v/v colocado en hielo.</li>
</ol>3. Aislamiento de la fracción vascular estromal (SVF)
<ol><li>Enjuague los tejidos recolectados secuencialmente con PBS que contenga 10% v/v de penicilina-estreptomicina y PBS que contenga 1% v/v de penicilina-estreptomicina. NOTA: A partir de este paso, todos los experimentos deben llevarse a cabo en condiciones estériles en una campana de flujo laminar de clase II.</li>
	<li>Transfiera los tejidos a una placa de Petri estéril de 60 mm, agregue 200 μL de solución de digestión y píquelos entrozos de 1 mm 3 con unas tijeras estériles.</li>
	<li>Transfiera la mezcla a un tubo de centrífuga de 15 ml con una punta de pipeta de plástico, el extremo ensanchado por un corte de tijera estéril, y agregue 6 ml de solución de digestión para iniciar la reacción de digestión. NOTA: Una reacción de digestión (3 ml de solución de digestión) es suficiente para los depósitos de PVAT de seis ratones.</li>
	<li>Incubar los tejidos a 37 °C en una incubadora con agitador orbital (frecuencia de 150 rpm para una mezcla eficaz) durante 30-45 min. Ata los tubos en una rejilla para que se agiten horizontalmente. Agitar vigorosamente hacia arriba y hacia abajo con la mano durante 10 s cada 5-10 min. NOTA: La digestión se puede interrumpir cuando se observa un líquido digestivo homogéneo y amarillento sin fragmentos de tejido.</li>
	<li>Cuele los tejidos digeridos a través de un colador celular de 70 μm en un tubo de centrífuga de 50 ml. Enjuague el filtro celular con un volumen igual de medio de cultivo para maximizar el rendimiento celular y detener la digestión.</li>
	<li>Transfiera el filtrado a un nuevo tubo de centrífuga de 15 ml y centrifugue a 1.800 × g durante 10 minutos. Invierta el tubo para desechar el sobrenadante y vuelva a suspender los gránulos en 5 mL de PBS. Centrifugar a 1.800 × g durante 5 min.</li>
	<li>Deseche el sobrenadante invirtiendo el tubo y vuelva a suspender los gránulos en un volumen adecuado de medio de cultivo. NOTA: Los gránulos celulares recolectados de cada seis ratones se resuspenden en 1 ml de medio de cultivo y se siembran en un pocillo de una placa de 12 pocillos.</li>
	<li>Siembre las células en una placa de 12 pocillos recubierta de colágeno e incube a 37 °C en una atmósfera húmeda con 5% deCO2 durante la noche.</li>
	<li>Al día siguiente, aspirar el medio de cultivo, lavar las células con PBS precalentado (37 °C) que contenga penicilina-estreptomicina al 1% v/v para eliminar los restos celulares y los glóbulos rojos, y volver a agregar 1 ml de medio de cultivo fresco en cada pocillo.</li>
</ol>4. Inducción adipogénica de preadipocitos derivados de SVF a partir de tejido adiposo periaórtico
<ol><li>Cambie el medio de cultivo cada dos días hasta que las células alcancen ~60-70% de confluencia. NOTA: Por lo general, las células tardan entre 3 y 4 días en alcanzar el 60-70% de confluencia.</li>
	<li>Cuando las células alcancen el 60-70% de confluencia, aspire el medio de cultivo y reemplácelo con un medio de inducción adipogénico marrón. Considere el día de inducción de la diferenciación adipogénica como el día 0 de la diferenciación.</li>
	<li>Después de 72 h (día 3 de diferenciación), refresque el medio con medio de mantenimiento. Cambie el medio de mantenimiento cada 2 días hasta que las células se utilicen para experimentos.</li>
	<li>Analice las células adipogénicas de manera adecuada, como la tinción Oil Red O14 y la Western blot15.</li>
</ol>

Cultivo de preadipocitos aislados de tejido adiposo perivascular murino

<ol>
	<li>Akoumianakis, I., Antoniades, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interplay+between+adipose+tissue+and+the+cardiovascular+system:+is+fat+always+bad.">The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad.</a> Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).</li><li>Huang, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thoracic+perivascular+adipose+tissue+inhibits+VSMC+apoptosis+and+aortic+aneurysm+formation+in+mice+via+the+secretome+of+browning+adipocytes.">Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes.</a> Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).</li><li>Xia, N., Li, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+perivascular+adipose+tissue+in+obesity-induced+vascular+dysfunction.">The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction.</a> British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).</li><li>Brown, N. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perivascular+adipose+tissue+in+vascular+function+and+disease:+a+review+of+current+research+and+animal+models.">Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).</li><li>Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+a+consensus+view+of+mammalian+adipocyte+stem+and+progenitor+cell+heterogeneity.">Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity.</a> Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).</li><li>Angueira, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defining+the+lineage+of+thermogenic+perivascular+adipose+tissue.">Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue.</a> Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).</li><li>Boucher, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rab27a+regulates+human+perivascular+adipose+progenitor+cell+differentiation.">Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation.</a> Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).</li><li>Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+roles+of+sympathetic+nerves+and+inflammation+in+perivascular+adipose+tissue.">Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue.</a> Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).</li><li>Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+isolate+adipose+tissue-derived+stem+cells.">Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells.</a> Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).</li><li>Senesi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+and+enzymatic+procedures+to+isolate+the+stromal+vascular+fraction+from+adipose+tissue:+preliminary+results.">Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).</li><li>Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stromal+vascular+fraction+technologies+and+clinical+applications.">Stromal vascular fraction technologies and clinical applications.</a> Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).</li><li>Suh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose-derived+cellular+and+cell-derived+regenerative+therapies+in+dermatology+and+aesthetic+rejuvenation.">Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation.</a> Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).</li><li>Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+potential+of+adipose+tissue-derivatives+in+modern+dermatology.">Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology.</a> Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).</li><li>Kraus, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+adipocyte+differentiation+in+cell+culture.">Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture.</a> Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).</li><li>Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cort&#233;s, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+and+imaging+of+brown+adipocytes+from+the+stromal+vascular+fraction+of+interscapular+adipose+tissue+from+newborn+mice.">Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).</li><li>Ma, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methotrexate+improves+perivascular+adipose+tissue/endothelial+dysfunction+via+activation+of+AMPK/eNOS+pathway.">Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway.</a> Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).</li><li>Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perivascular+adipose+tissue-derived+extracellular+vesicle+miR-221-3p+mediates+vascular+remodeling.">Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling.</a> FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).</li><li>Ruan, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perivascular+adipose+tissue-derived+complement+3+is+required+for+adventitial+fibroblast+functions+and+adventitial+remodeling+in+deoxycorticosterone+acetate-salt+hypertensive+rats.">Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).</li><li>Adachi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beiging+of+perivascular+adipose+tissue+regulates+its+inflammation+and+vascular+remodeling.">Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling.</a> Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).</li><li>Ye, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+and+functional+characteristics+of+the+thoracic+aorta+perivascular+adipocyte.">Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte.</a> Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).</li><li>Stanek, A., Bro&#380;yna-Tkaczyk, K., My&#347;li&#324;ski, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+obesity-induced+perivascular+adipose+tissue+(PVAT)+dysfunction+in+vascular+homeostasis.">The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis.</a> Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).</li><li>Queiroz, M., Sena, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perivascular+adipose+tissue+in+age-related+vascular+disease.">Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease.</a> Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).</li><li>Fitzgibbons, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Similarity+of+mouse+perivascular+and+brown+adipose+tissues+and+their+resistance+to+diet-induced+inflammation.">Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).</li><li>Chang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+perivascular+adipose+tissue+on+peroxisome+proliferator-activated+receptor-&#947;+deletion+in+smooth+muscle+cells+impairs+intravascular+thermoregulation+and+enhances+atherosclerosis.">Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-&#947; deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis.</a> Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).</li><li>Piacentini, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+expression+profiling+unveils+autoimmune+response+signatures+in+the+perivascular+adipose+tissue+of+abdominal+aortic+aneurysm.">Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).</li><li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+sequencing+reveals+perivascular+adipose+tissue+plasticity+in+response+to+angiotensin+II.">RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II.</a> Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).</li><li>Shi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ascending+aortic+perivascular+adipose+tissue+inflammation+associates+with+aortic+valve+disease.">Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease.</a> Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).</li><li>Fu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+crest+cells+differentiate+into+brown+adipocytes+and+contribute+to+periaortic+arch+adipose+tissue+formation.">Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).</li><li>Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fern&#225;ndez-Alfonso, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+differences+in+perivascular+adipose+tissue+impacting+vascular+homeostasis.">Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis.</a> Trends in Endocrinology &amp; Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).</li><li>Bar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+magnetic+resonance+imaging-based+detection+of+heterogeneous+endothelial+response+in+thoracic+and+abdominal+aorta+to+short-term+high-fat+diet+ascribed+to+differences+in+perivascular+adipose+tissue+in+mice.">In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice.</a> Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).</li></ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses, financieros o de otro tipo, que declarar.

Proponemos un enfoque práctico y factible para el aislamiento y la inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la FVS a partir de tejido adiposo periaórtico de ratón. Las ventajas de este protocolo son que es sencillo y económico. Un número adecuado de ratones es fundamental para un aislamiento exitoso, ya que un tejido insuficiente puede dar lugar a una baja densidad de SVF y a un mal estado de crecimiento, lo que en última instancia afecta a la eficiencia lipogénica. Además, la edad del ratón es un f...

Se cree que el tejido adiposo perivascular (PVAT), una estructura perivascular compuesta por una mezcla de adipocitos maduros y una fracción vascular estromal (SVF), interactúa con la pared del vaso adyacente a través de su secretoma paracrino1. Como regulador crítico de la homeostasis vascular, la disfunción de PVAT está implicada en la patogénesis de las enfermedades cardiovasculares 2,3,4. La SVF del tejido adipocito está formada por varias poblaciones celulares esperadas, entre las que se incluyen las células endoteliales, las células inmunitarias, las células mesoteliales, las células neuronales y las células madre y progenitoras adiposas (ASPC)5,6. Es bien sabido que las ASPC que residen en la SVF del tejido adiposo pueden dar lugar a adipocitos maduros5. Se infiere que la SVF es una fuente crítica de adipocitos maduros en PVAT. Varios estudios han demostrado que el PVAT-SVF puede diferenciarse en adipocitos maduros en condiciones específicas de inducción 6,7,8.
Actualmente, existen dos sistemas de aislamiento para aislar la SVF del tejido adiposo, uno es la digestión enzimática y el otro es no enzimático9. Los métodos enzimáticos suelen dar lugar a un mayor rendimiento de células progenitoras nucleadas10. Hasta la fecha, los beneficios de la SVF en la promoción de la regeneración vascular y la neovascularización en la cicatrización de heridas, enfermedades urogenitales y cardiovasculares han sido ampliamente demostrados11, especialmente en dermatología y cirugía plástica12,13. Sin embargo, las perspectivas de aplicación clínica de la SVF derivada de PVAT no han sido bien exploradas, lo que puede atribuirse a la falta de un método estandarizado para el aislamiento de SVF de PVAT. El objetivo de este protocolo es establecer un enfoque estandarizado para el aislamiento, cultivo e inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la FVSP a partir de la PVAT de ratón que rodea la aorta torácica, lo que permite una mayor investigación de la función de la PVAT. Este protocolo optimiza el procesamiento de tejidos y las técnicas de diferenciación celular para el cultivo de adipocitos periaórticos obtenidos de ratones jóvenes.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.2 &#956;m syringe filters</td>
			<td>PALL</td>
			<td>4612</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12-well plate&#160;</td>
			<td>Labselect</td>
			<td>11210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Labserv</td>
			<td>310109003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3,3&#39;,5-triiodo-L-thyronine (T3)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T-2877</td>
			<td>1 nM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Labselect</td>
			<td>CT-002-50A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-adiponectin</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab22554</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-COX IV</td>
			<td>CST</td>
			<td>4850</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-FABP4</td>
			<td>CST</td>
			<td>2120</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-PGC1&#945;</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab191838</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-PPAR&#947;</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>MA5-14889</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-UCP1</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab10983</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-&#945;-Actinin</td>
			<td>CST</td>
			<td>6487</td>
			<td>1:1,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>ST023-200g</td>
			<td>1%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes</td>
			<td>Shanghai Model Organisms Center, Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Strainer 70 &#181;m, nylon</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen from calf skin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C8919</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase, Type 1</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>LS004196</td>
			<td>1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexamethasone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D1756</td>
			<td>1 &#956;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D4693-1G</td>
			<td>4 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum&#160;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>16000-044</td>
			<td>10%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H4034-25G</td>
			<td>20 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High glucose DMEM</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30022.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IBMX&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I7018</td>
			<td>0.5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator with orbital shaker</td>
			<td>Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd.</td>
			<td>LYZ-103B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin (cattle)&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>11070-73-8</td>
			<td>1 &#956;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>RWD</td>
			<td>R510-22-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Krebs-Ringer&#39;s Solution</td>
			<td>Pricella&#160;</td>
			<td>PB180347</td>
			<td>protect from light&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical forceps</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>FS233</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissor</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>FS217</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oil Red O&#160;</td>
			<td>Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd</td>
			<td>A600395-0050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (Phosphate-buffered saline)</td>
			<td>Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd</td>
			<td>B548117-0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson ImmunoResearch&#160;</td>
			<td>115-035-146</td>
			<td>1:5,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson ImmunoResearch&#160;</td>
			<td>111-035-144</td>
			<td>1:5,000 working concentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosiglitazone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>R2408</td>
			<td>1 &#956;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard forceps</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>FS225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissor</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>FS001</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation, culture, and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mouse periaortic adipose tissue

El tejido adiposo perivascular (PVAT) es un depósito de tejido adiposo que rodea los vasos sanguíneos y exhibe los fenotipos de los adipocitos blancos, beige y marrones. Descubrimientos recientes han arrojado luz sobre el papel central de la PVAT en la regulación de la homeostasis vascular y en la participación en la patogénesis de las enfermedades cardiovasculares. Una comprensión integral de las propiedades y la regulación de PVAT es de gran importancia para el desarrollo de futuras terapias. Los cultivos primarios de adipocitos periaórticos son valiosos para estudiar la función de PVAT y la diafonía entre los adipocitos periaórticos y las células vasculares. En este trabajo se presenta un protocolo económico y factible para el aislamiento, cultivo e inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la fracción vascular estromal a partir de tejido adiposo periaórtico de ratón, que puede ser útil para modelar la adipogénesis o lipogénesis in vitro. El protocolo describe el procesamiento de tejidos y la diferenciación celular para el cultivo de adipocitos periaórticos de ratones jóvenes. Este protocolo proporcionará la piedra angular tecnológica en el banco para la investigación de la función de PVAT.

Perivascular adipose tissue (PVAT), a perivascular structure composed of a mixture of mature adipocytes and a stromal vascular fraction (SVF), is believed to interact with the adjacent vessel wall via its secretome paracrineally1. As a critical regulator of vascular homeostasis, PVAT dysfunction is implicated in the pathogenesis of cardiovascular diseases2,3,4. The SVF of adipocyte tissue consists of several expected cell populations, including endothelial cells, immune cells, mesothelium cells, neuronal cells, and adipose stem and progenitor cells (ASPCs)5,6. It is well known that ASPCs residing in the SVF of adipose tissue can give rise to mature adipocytes5. SVF is inferred to be a critical source of mature adipocytes in PVAT. Several studies have shown that PVAT-SVF can differentiate into mature adipocytes under specific induction conditions6,7,8.
Currently, there are two isolation systems for isolating SVF from adipose tissue, one is enzymatic digestion and the other is non-enzymatic9. Enzymatic methods typically result in a higher yield of nucleated progenitor cells10. To date, the benefits of SVF in promoting vascular regeneration and neovascularization in wound healing, urogenital, and cardiovascular diseases have been widely demonstrated11, especially in dermatology and plastic surgery12,13. However, the clinical application prospects of PVAT-derived SVF have not been well explored, which may be attributed to the lack of a standardized method for the isolation of SVF from PVAT. The objective of this protocol is to establish a standardized approach for the isolation, culture, and adipogenic induction of SVF-derived preadipocytes from mouse PVAT surrounding the thoracic aorta, enabling further investigation of PVAT function. This protocol optimizes tissue processing and cell differentiation techniques for culturing periaortic adipocytes obtained from young mice.

Autor destacado: La importancia del aislamiento, el cultivo y la inducción adipogénica de preadipocitos derivados de SVF a partir de tejido adiposo perivascular de ratón 

Aislamiento, cultivo e inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la fracción vascular estromal a partir de tejido adiposo periaórtico de ratón

We aim to establish a standardized approach for the isolation culture and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mass PVAT. This protocol enables us to conduct further investigations into PVAT function and into the communication between periaortic adipocytes and vascular cells in vitro. The main challenges we currently face in our experiments include the restricted of availability of PVAT and the requirements for additional human and the material resources when compared to using immortalized preadipocytes.Our protocol allows for the study of perivascular adipose tissue function and it's relationship with vascular cells. We also offers a basis for studying PVAT ring and genes, and heterogeneity, and provides a platform for exploring the important regulator of PVAT differentiation and the adipogenesis in vitro.

Utilizando este protocolo descrito anteriormente, aislamos cuidadosamente las PVAT que rodean las aortas torácicas de ratón (Figura 1A-D). Después de lavar y picar los PVAT en trozos pequeños con unas tijeras estériles (Figura 1E, F), los fragmentos de tejido se digirieron en una solución de digestión que contenía colagenasa tipo 1 (1 mg/mL) y dispasa II (4 mg/mL) y se incubaron a 37 °C en un agitador d...

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En este trabajo se describe el aislamiento, cultivo e inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la fracción vascular estromal a partir de tejido adiposo periaórtico de ratón, lo que permite estudiar la función del tejido adiposo perivascular y su relación con las células vasculares.

Perivascular adipose tissue (PVAT) is an adipose tissue depot that surrounds blood vessels and exhibits the phenotypes of white, beige, and brown ...

Nuestro objetivo es establecer un enfoque estandarizado para el cultivo de aislamiento y la inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la fracción vascular estromal a partir de PVAT masivo. Este protocolo nos permite llevar a cabo más investigaciones sobre la función de PVAT y sobre la comunicación entre los adipocitos periaórticos y las células vasculares in vitro. Los principales retos a los que nos enfrentamos actualmente en nuestros experimentos incluyen la disponibilidad restringida de PVAT y los requisitos de recursos humanos y materiales adicionales en comparación con el uso de preadipocitos inmortalizados.Nuestro protocolo permite el estudio de la función del tejido adiposo perivascular y su relación con las células vasculares. También ofrecemos una base para estudiar el anillo y los genes de PVAT, y la heterogeneidad, y proporciona una plataforma para explorar el importante regulador de la diferenciación de PVAT y la adipogénesis in vitro.

isolation-culture-adipogenic-induction-stromal-vascular-fraction

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue

1.2K vistas.  Shanghai Jiao Tong University School of Medicine. Nuestro objetivo es establecer un enfoque estandarizado para el cultivo de aislamiento y la inducción adipogénica de preadipocitos derivados de la fracción vascular estromal a partir de PVAT masivo. Este protocolo nos permite llevar a cabo más investigaciones sobre la función de PVAT y sobre la comunicación entre los adipocitos periaórticos y las células vasculares in vitro. Los principales retos a los que nos enfrentamos actualmente en nuestros experimentos incluyen la disponibilidad...

Video: Autor destacado: La importancia del aislamiento, el cultivo y la inducción adipogénica de preadipocitos derivados de SVF a partir de tejido adiposo perivascular de ratón 

Perivascular adipose tissue (PVAT) is an adipose tissue depot that surrounds blood vessels and exhibits the phenotypes of white, beige, and brown adipocytes. Recent discoveries have shed light on the central role of PVAT in regulating vascular homeostasis and participating in the pathogenesis of cardiovascular diseases. A comprehensive understanding of PVAT properties and regulation is of great importance for the development of future therapies. Primary cultures of periaortic adipocytes are valuable for studying PVAT function and the crosstalk between periaortic adipocytes and vascular cells. This paper presents an economical and feasible protocol for the isolation, culture, and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mouse periaortic adipose tissue, which can be useful for modeling adipogenesis or lipogenesis in vitro. The protocol outlines tissue processing and cell differentiation for culturing periaortic adipocytes from young mice. This protocol will provide the technological cornerstone at the bench side for the investigation of PVAT function.

Here, we describe the isolation, culture, and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mouse periaortic adipose tissue, allowing for the study of perivascular adipose tissue function and its relationship with vascular cells.

Investigación

Biología

Dissection and Isolation of Murine Perivascular Adipose Tissue (PVAT)

Begin by spraying the properly euthanized mouse with 75%alcohol to disinfect the skin. Then place the mouse in a supine position. Lift the skin of the animal's abdominal region, and using surgical scissors, make a small incision in it.Then using the scissors, bluntly separate the skin and abdominal muscles from the pelvis to the neck, along the ventral midline. Expose the heart and lungs by cutting the diaphragm and ribs along both sides of the midline. Next, carefully remove the liver, spleen, bowels, and kidney, avoiding damage to the intestinal wall.Following that, remove the lungs and esophagus. Now gently lift the heart using forceps held in one hand and separate the aorta from the spine with surgical scissors held in the other hand. Then place the heart and aorta in a 60 millimeter petri dish, containing antibiotic supplemented PBS.Retrieve the microsurgical forceps and microsurgical scissors from the alcohol, and rinse them in 25 milliliters of PBS to remove excess alcohol. Working under a stereo microscope, remove the thymus and other tissues from the heart and aorta. Then remove the heart, leaving the aorta with the perivascular adipose tissues or PVATs.Transfer the aorta along with the PVATs to a clean 60 millimeter petri dish containing antibiotic supplemented PBS. Using one pair of microsurgical forceps, hold the aorta, and using another pair, pull off the attached adipose tissues to separate the PVATs from the aorta. Remove as much vascular tissue as possible while causing minimal harm to the PVATs.Finally, transfer the collected PVATs into a two milliliter microcentrifuge tube, containing antibiotic supplemented, high glucose, DMEM, placed on ice.

Disección y aislamiento del tejido adiposo perivascular murino (PVAT)

Isolation of Stromal Vascular Fraction (SVF) from Perivascular Adipose Tissue (PVAT)

While working under a class two laminar flow hood, begin by sequentially washing the perivascular adipose tissues or PVATs collected from mice two times. First, using PBS containing 10%penicillin-streptomycin, and, next, using PBS supplemented with 1%penicillin-streptomycin. Transfer the rinsed tissues into a sterile 60-millimeter Petri dish and add 200 microliters of digestion solution to it.Using sterile scissors, mince the tissues into pieces having a dimension of one cubic millimeter. With the help of sterile scissors, cut a plastic pipette tip to broaden its end. Then transfer the minced tissue mix to a 15-milliliter centrifuge tube using the broad-ended pipette tip.Add six milliliters of the digestion solution to the tissues to initiate digestion. After tying the tube horizontally on a rack, incubate it at 37 degrees Celsius in an orbital shaker for 30 to 45 minutes. Every 5 to 10 minutes, remove the tube from the shaker in the incubator and manually shake it up and down vigorously.Pass the digested tissue mix through a 70-micron cell strainer into a 50-milliliter centrifuge tube. Rinse the strainer with an equal volume of culture medium to maximize cell yield and quench digestion. Transfer the filtrate to a new 15-milliliter centrifuge tube.Centrifuge the tube to isolate the stromal vascular fraction or SVF. Invert the tube to discard the supernatant and re-suspend the pellet in five milliliters of PBS. Centrifuge the tube again at 1, 800 G for five minutes before discarding the supernatant.Re-suspend the pellet in an appropriate volume of culture medium. Seed the cells into a collagen-coated 12-well plate and incubate overnight at 37 degrees Celsius in a humid atmosphere with 5%carbon dioxide. On the next day, remove cell debris and red blood cells by aspirating the culture medium and washing the cells with antibiotic-supplemented PBS pre-warmed to 37 degrees Celsius.Finally, add one milliliter of fresh culture medium to each well, and continue culturing the cells until they reach the desired stage of confluency.