Este protocolo describe el muestreo convencional de microplásticos y la muestra analizada del suelo. El método consta de siete partes. Son el muestreo y la preparación del suelo, la flotación por densidad, la digestión de impurezas, la coloración, la filtración al vacío, la observación morfológica y la identificación de polímeros.
Aquí, presentamos dos procesos analíticos diferentes de los dos últimos pasos, que se pueden llevar a cabo de forma independiente entre sí dependiendo de la disponibilidad del instrumento. Recoja una muestra de suelo representativa utilizando un método de muestreo de cinco puntos de manera doble en un área estable. Utilice una barrena de suelo de acero inoxidable de 30 centímetros para la recolección.
Recoja e instale las muestras en un recipiente que no sea de plástico, por ejemplo, papel de aluminio. Seque la tierra a temperatura ambiente, lejos de la luz solar directa, o use un horno configurado a 40 grados centígrados y seque la tierra durante un mínimo de 24 horas hasta que esté completamente seca. Si se dispone de un secador de suelo, utilícelo para procesar varias muestras de suelo al mismo tiempo que el filtro dentro de las cámaras individuales minimiza el riesgo de contaminación cruzada.
Una vez seco, muele la tierra si es necesario. Utilice implementos limpios que no sean de plástico. Muele y guarda la tierra seca.
Use un colador de metal de dos a cinco milímetros. Usando una báscula pequeña de dos densidades, coloque un grano fino de más o menos 0,05 de la muestra de suelo sobre papel de pesaje sin plástico o papel de aluminio. Las muestras se pueden almacenar en más de tres contenedores, por ejemplo, viales de vidrio.
Transfiera la muestra de tierra seca finamente molida a un vaso de precipitados de vidrio limpio de 600 mililitros A.Agregue 230 mililitros de solución de cloruro de sodio saturado al vaso de precipitados A.Garantice el etiquetado preciso de todos los recipientes de almacenamiento y vasos de precipitados. Coloque el vaso de precipitados A en una placa de agitación magnética en un agitador magnético de vidrio. Agite la solución durante 30 minutos a 260 revoluciones por minuto.
Una vez que esté completamente homogeneizado, retire el agitador magnético de la solución y enjuague con una solución saturada de cloruro de sodio para evitar que las partículas de plástico salgan de la solución. Coloque el vaso de precipitados sobre una superficie plana sin luz solar directa y déjelo reposar toda la noche hasta que se haya producido una separación de densidad completa. Una vez que el contenido del vaso de precipitados A se haya separado completamente, transfiera cuidadosamente el sobrenadante a un nuevo vaso de vidrio B.Enjuague las paredes internas del vaso de precipitados A con una solución saturada de cloruro de sodio.
Añada cuatro molares de solución de hidróxido de sodio a la muestra en el vaso de precipitados B para alcanzar un volumen fijo de 500 mililitros. Agite la solución durante 30 minutos a 260 revoluciones por minuto. A continuación, retire la barra agitadora magnética y coloque el vaso de precipitados sobre una superficie plana lejos de la luz solar directa y déjelo reposar toda la noche.
Una vez que el contenido de panadero B se ha separado por completo. Transfiera el sobrenadante del vaso de precipitados B a un nuevo vaso de precipitados C.Enjuague la pared interna del vaso B con agua destilada para garantizar la máxima transferencia de partículas. Añada la nueva solución de tamaño rojo previamente preparada al vaso de precipitados C para obtener una concentración final de 0,5 molar.
Revuelva la solución con una varilla de vidrio hasta que esté completamente homogeneizada. A continuación, deje que la solución se incube durante 30 minutos en el muelle cubriendo el vaso de precipitados con papel de aluminio. Primero, configure el sistema de filtración al vacío de la siguiente manera.
Embudo de vidrio, abrazadera de metal, base de filtración al vacío, vaso de precipitados de recolección, manguera de conexión, trampa de humedad y bomba de vacío. Retire con cuidado las membranas nuevas de su recipiente de almacenamiento con unas pinzas. Coloque la membrana del filtro en el centro y plana en la parte superior de la base de filtración al vacío.
Garantice una conexión segura alineando la base de filtración al vacío con un embudo de vidrio, sujetándolos con una abrazadera de metal. Active la filtración al vacío y vierta lentamente el líquido del vaso C en el embudo de vidrio. Enjuague el vaso de precipitados C varias veces con agua destilada para maximizar la recuperación de partículas.
Cubra el embudo de vidrio con papel de aluminio para minimizar la contaminación. Enjuague el costado del embudo de vidrio con agua destilada después de la filtración de la muestra para garantizar una pérdida mínima de partículas. Arranque la bomba de vacío y recupere con cuidado la membrana del filtro de la placa con la pinza.
Y coloque cada membrana en una placa de Petri de vidrio individual. Agregue las membranas completamente secas antes de cerrar la placa de Petri y envolverla en papel de aluminio. Guárdelo en un lugar seco y oscuro hasta nuevo análisis.
Si se requiere la ubicación exacta de la partícula fluorescente en las membranas para la identificación posterior del polímero, por ejemplo, mediante el uso de FTIR, consulte los pasos a continuación. Use un bolígrafo de gel negro para marcar suavemente la posición inicial de 10 marcas en la membrana del filtro siguiendo la forma de T. Active el instrumento de fluorescencia de la siguiente manera, el huésped, las fuentes fluorescentes, el monitor y el microscopio de fluorescencia.
Encienda el instrumento y configure el LED de las fuentes al brillo máximo. Utilice el campo brillante, el DF y la luz fluorescente, el botón de cambio FL para tomar imágenes DF y FL respectivamente. El software DP2-BSW para el registro de observaciones de muestras, pero solo la definición del microscopio para hacer que la pantalla sea más nítida.
Tome las imágenes de campo claro en la posición BF y gírelas en la posición FL y el filtro fluorescente para tomar fotografías en la base. Asegúrese de que la secuencia de observación del campo de visión vaya del uno al 10. Asegúrese de que las imágenes BF y FL se tomen en la misma posición.
Para la identificación de polímeros mediante LDIR, realice los pasos del microscopio como se indica a continuación. Configure el sistema de microscopio de la siguiente manera. La cámara, los filtros, la etapa de aumento y microscopio, y la computadora.
Envuelva los soportes de la membrana del filtro con pañuelos desechables libres de polvo. A continuación, fije las membranas en el soporte y deslícelas sobre la platina del microscopio. Asegúrese de que la cámara esté conectada y que el aumento del microscopio sea adecuado para el tipo de muestra y consistente en todas las muestras del mismo conjunto.
Para cuantificar las partículas en las imágenes grabadas, siga las instrucciones paso a paso proporcionadas en el manuscrito. Si se utiliza FTIR para identificar partículas de polímero, consulte los pasos a continuación. Encienda el espectrómetro FTIR LUMOS y el poste de software correspondiente, por ejemplo, observación y registro.
Rellene con nitrógeno líquido para activar la máquina. Limpie la sonda antes de duplicar cada muestra. Identifique las partículas para monitorear a través de la grabación de pantalla en tiempo real.
Ajuste la posición y la nitidez manipulando el balancín. Lleve la plataforma operativa al centro y capture el espectro de fondo del aire actual. Mida de tres a cinco puntos fijos en el fragmento objetivo y, a continuación, coloque la sonda de acuerdo con la ubicación de estos puntos fijos.
En la página de resultados, guarde los datos originales. Resuelva el espectro y compare el espectro con un espectro de plástico en la biblioteca estándar para conferir el índice de calidad de calor de la muestra. Si se utiliza LDIR para la identificación de partículas de polímero, siga los pasos que se indican a continuación.
Coloque la membrana del filtro en un nuevo vial de vidrio de 20 mililitros. Agrega 20 mililitros de etanol puro. Cierre herméticamente el vial y envuelva la tapa con parafilm para evitar fugas.
Sonicar muestras en un baño ultrasónico durante un mínimo de una hora hasta que todas las partículas se hayan resuspendido. La membrana puede lixiviar el color, pero esto no interferirá con la identificación del polímero. Retire y deseche la membrana.
Coloque el vial de vidrio con la solución de etanol en una planta de agitación magnética y agregue un pequeño agitador de vidrio magnético al vial. Deje que el etanol se evapore a menos de cinco mililitros ajustando la temperatura a 100 grados centígrados y revolviendo a baja velocidad para mantener las partículas en suspensión. Para preparar la muestra para su análisis en el LDIR, agite las muestras lentamente hasta que todas las partículas estén suspendidas homogéneamente en la solución y prepare rápidamente 10 microlitros de la muestra en el portaobjetos y deje que el etanol se evapore.
Repita este paso dos veces más para analizar tres réplicas por muestra en cada portaobjetos. La diapositiva LDIR se inserta en el instrumento y el nombre de la muestra se introduce en el software conectado. Posteriormente, el instrumento inicia un escaneo automático.
El análisis resultante proporciona datos detallados sobre la composición química de las partículas individuales, la distribución de los diferentes polímeros dentro de la muestra, así como el tamaño de las partículas. El procesamiento posterior de los datos se detalla en la sección 8 del protocolo, por ejemplo, mediante el uso de la imagen J, así como en la sección de cálculo del resultado en el manuscrito. Para validar el rango de recuperación de esta metodología, se analizaron muestras de tres colchones sólidos diferentes, dióxido de silicona, SD, arcilla de bentonita, BT y suelo, en conjuntos de tres repeticiones.
Supongamos que todas las partículas microplásticas son esferas uniformes. Eso significa que las muestras sólidas secas de cinco gramos incluyen alrededor de 48.740 artículos. A partir del software image J, se puede revisar la información sobre el número de partículas en una sola muestra, y con estas tres fórmulas se puede calcular la tasa de recuperación final de los microplásticos.
He aquí algunos resultados de este experimento. En primer lugar, la tasa de recuperación de microplásticos de diferentes matrices sólidas. Las tasas medias de recuperación son del 84%83% y 90% de BT, SD y suelo, respectivamente.
Se ha eliminado la interferencia del resultado de la muestra en blanco y la identificación química. En promedio, el 86% de las partículas de PE se recuperaron con éxito. El fondo es el resultado del tipo de polímero de estas muestras.
Se demuestra que, además del polietileno, también se detecta la resina fenólica, el cloruro de polivinilo, la poliamida y el polipropileno. Este resultado puede deberse a una dosis menor de la muestra durante la transferencia del sobrenadante, la filtración o una identificación incorrecta. Estas contaminaciones podrían haberse originado en los dispositivos de filtración, el equipo de laboratorio, la deposición atmosférica o el agua destilada.
Hay algunas imágenes que fueron tomadas con diferentes métodos de identificación de polímeros. Estas dos imágenes se basan en el método FTIR y se toman en la misma área de las membranas a la luz del día y a la luz fluorescente. Las partículas que parecen transparentes en la figura A mientras que parpadean en verde en la figura B se consideran probablemente material plástico.
Este es un caso típico que muestra la comparación del espectro entre la partícula que se está detectando y el diagrama de espectro estándar. El espectro de partículas PE coincidió con los espectros de la biblioteca más cercana con una calidad de coincidencia del 98%Estas imágenes se tomaron con los métodos LDIR. El patrón y la distribución reales se muestran en la figura A y en cierta información detallada como la composición química de las partículas individuales.
La calidad de la coincidencia y el tamaño de las partículas se muestran en la Figura B.La contaminación por microplásticos en el medio ambiente terrestre es un tema científico que ha recibido cada vez más atención en la última década. Sin embargo, solo se ha cuantificado el sistema de suelo de toma de microplásticos reciente y el método de detección de microplásticos del suelo no se ha estandarizado. Este protocolo describe la metodología para el muestreo, la separación y la identificación química de partículas microplásticas.
Para mejorar la facilidad operativa y la adopción generalizada, el método es de bajo costo y los materiales están fácilmente disponibles. Este protocolo muestra potencial como marco de referencia, presentando un enfoque integral adecuado para varios tipos de suelo, asegurando una cuantificación precisa y el análisis de microplásticos.
