L'évaluation de la fonction cardiaque et la morphologie du myocarde en utilisant de petits Inversion Recovery Look-casier animale (SALLI) IRM chez les rats

Résumé

Contraste amélioré l'imagerie par résonance magnétique cardiaque (CMR) permet complet In vivo Évaluation du cœur dans les petits modèles animaux de maladies cardiovasculaires. Ici, nous détaillons les procédures à effectuer CMR imagerie, la reconstruction et l'analyse en utilisant Petit Inversion Recovery Lock-Locker animale (SALLI) chez le rat.

Résumé

L'imagerie par résonance magnétique du petit animal est un outil important pour étudier la fonction cardiaque et des changements dans le tissu myocardique. Les fréquences cardiaques élevées de petits animaux (200 à 600 battements / min) ont déjà limité le rôle de l'imagerie CMR. Petit récupération d'inversion Look-Locker animale (SALLI) est une séquence de cartographie T1 pour les petits animaux de surmonter ce problème ^1. Cartes T1 fournissent des informations quantitatives sur les altérations des tissus et de la cinétique de l'agent de contraste. Il est également possible de détecter les processus du myocarde diffuses telles que la fibrose interstitielle ou un œdème ^1-6. En outre, à partir d'un seul ensemble de données d'image, il est possible d'examiner la fonction cardiaque et la cicatrisation du myocarde en générant ciné et l'inversion récupération préparés fin de gadolinium amélioration de type IRM ^1.

La vidéo présentée montre, étape par étape, les procédures à effectuer des petits imagerie CMR animal. Ici, il est présenté avec une Sprague-Dawl santéey rat, mais naturellement elle peut être étendue à des petits modèles animaux cardiaques.

Introduction

La myocardite est une cause majeure d'insuffisance cardiaque aiguë, la mort subite, et une cardiomyopathie dilatée chronique ^7. CMR a été établi que la technique de référence pour la mesure de la fonction et à l'analyse des tissus in vivo. Techniques et les améliorations en matière d'imagerie imagerie novatrices pourraient non seulement améliorer le diagnostic de myocardite, mais aussi aider l'étude de la physiopathologie et l'identification de la vitesse des cibles thérapeutiques ^8-10. Imagerie du petit animal est un outil important pour l'étude des maladies cardio-vasculaires. Techniques couramment utilisées dans les essais cliniques CMR, comme la fin de gadolinium (LGE) ne peuvent pas facilement être transférés à petit CMR animaux en raison des taux élevés de coeur de l'animal, mais pourraient déjà être présentés ^11. La petite reprise d'inversion Look-Locker animale (SALLI) approche génère des données d'image multi-modales fixe permettant l'évaluation globale de fois la fonction cardiaque et de la morphologie (Figures 1 ae 3). Ici, nous montrons, dans le détail, la procédure et la configuration pour imagerie du petit animal avec un protocole typique SALLI. En particulier, nous montrons la reconstruction et l'analyse des ensembles de données d'imagerie T1.

Protocole

1. Préparation

1.1. Anesthésie des rats

1. Placer le rat dans une chambre remplie au préalable avec de l'isoflurane (en fonction de la taille de la chambre d'environ 3 minutes à 5%) pour anesthésier le rat.
2. Une fois anesthésié, retirez le rat et le peser.
3. Placez le nez du rat dans le masque d'anesthésie (isoflurane 2-3% en oxygène 1 L / min) pour maintenir l'anesthésie. Pendant l'anesthésie avec l'isoflurane, les fréquences cardiaques de rats diminuent à 300-340 bpm (380-420 bpm chez la souris).

1.2. Insérez une veine de la queue canule

1. Laver la queue du rat avec de l'eau tiède (38 ° C) et du savon pour permettre aux vaisseaux sanguins pour être plus facilement visibles.
2. Cathétériser soit veine, qui peut être facilement visible sur la face latérale de la queue. L'utilisation d'un cathéter iv G 22-24, commencer tentatives d'environ 1/3 de la distance entre la pointe.
3. Si les premiers efforts ont échoué, réessayez plus proximale.
4. Prenez sam de sangsonnes pour l'analyse de l'hématocrite (nécessaire pour calculer la fraction du volume extracellulaire = ECV).
5. Fixer le cathéter iv avec de la colle de peau et de ruban adhésif.

1.3. Le positionnement des électrodes

1. Nettoyez toutes les coussinets avec un tampon d'alcool saturé ou avec de l'eau et du savon.
2. Quatre électrodes sont nécessaires, une pour chaque pied.
3. Fixez les électrodes sur le milieu de la patte et fixez-les avec du ruban adhésif.
4. Twist ou tresser les câbles ECG autour de l'autre afin de minimiser la formation de boucles qui causer des interférences avec le signal ECG.

2. Numérisation

2.1. Le positionnement de l'animal et de surveillance

1. Placez le rat en décubitus dorsal ou sujettes sur le tube de l'imagerie et de positionner le coeur au centre de la bobine.
2. Disposer le rat de sorte que son nez se repose dans le cône qui délivre isoflurane (2-3% en oxygène 1 L / min). Le rat est autorisé à respirerlibrement dans l'ensemble de la procédure d'imagerie.
3. Placer la sonde du thermomètre à l'orifice anal et le fixer sur la table avec du ruban adhésif.
4. La température corporelle est maintenue à 38 ± 1 ° C par un système de chauffage à eau chaude. Le tapis chauffant est placé sous l'aspect inférieur de l'animal, qui s'étend à l'extérieur de la bobine. S'il vous plaît voir la représentation schématique du dispositif expérimental IRM (figure 2) pour plus de détails.
5. Connecter les électrodes ECG, une fois que le signal ECG est stable commencer imagerie.

2.2. Paramètres de protocole scan / Imaging

1. Dans cette étude, un système Philips Ingenia 3.0T IRM clinique avec une bobine de solénoïde avec un diamètre intérieur de 70 mm a été utilisée [configuration système requise MR sont un petit trou (par exemple 16 cm) ou gros calibre (taille humaine, par exemple 65 cm) avec dédiée petit animal bobine, les capacités de déclenchement ECG pour le rythme cardiaque jusqu'à 500/min, l'approvisionnement en oxygène et un système d'évacuation des gaz anesthésiques].
2. Commencez par une enquête pour localiser le coeur au centre du champ IRM de vue.
3. Une fois que la position est correcte, continuer avec deux chambres et quatre chambre ciné vues IRM pour déterminer la géométrie de l'empilement des images de l'axe court.
4. Pour SALLI, la position mi-cavité tranche de l'axe court sur les images en deux et à quatre chambre (PreSALLI). Une combinaison de la durée d'acquisition 4000 ms et 4000 ms Durée de relaxation permet un recouvrement suffisant de l'aimantation le long de l'axe z et évite la surchauffe des gradients. Pour permettre l'analyse fonctionnelle, phases devraient être fixés à au moins 12, avec sous-échantillonnage temporel de facteur 2 pour accélérer l'acquisition.
5. Injecter l'agent de contraste à base de gadolinium dans le cathéter à demeure, sans déplacer le rat. Attendez cinq minutes.
6. Commencez à planifier SALLI comme multislice pile de l'axe court, composé d'au moins 7 tranches (tranche épaisseur 2,4 mm). Positionner les tranches de telle sorte que la plus distale est en dessous de la pointe du coeur et til haut niveau est juste en aval des valves cardiaques. Faire en sorte que les axes courts sont perpendiculaires à la cloison. Presque toutes les 30 minutes (environ trois Sallis) d'injecter une nouvelle dose de produit de contraste.
7. Lorsque l'acquisition de l'image est terminée, retirez le rat à partir du scanner et lui permettre de se remettre de l'anesthésie.

3. Reconstruction de l'image

reconstruction de l'image peut être effectué soit en ligne en utilisant les paramètres de reconstruction prédéfinis ou hors ligne à l'aide d'un outil dédié à la reconstruction de l'image:

3.1. Reconstruction en ligne

1. Différents paramètres peuvent être définis, notamment:

• Pour la cartographie T1: emplacement et la largeur de la fenêtre de reconstruction à l'intérieur du cycle cardiaque (par exemple de 50 à 100 ms pour atteindre systolique carte T1 à 300/min taux de coeur)
• Pour IR-préparés (LGE) images: l'emplacement et la largeur du temps d'inversion (TI) fenêtre et nombre d'images à wi reconstruitmince que la fenêtre (par exemple TI 100-300 ms, 5 images, de générer 5 images LGE avec TI 100-150-200-250-300 msec).

3.2. Hors ligne reconstruction

1. Lorsque vous utilisez un logiciel dédié (GyroTools, Zürich, Suisse) pour la reconstruction de l'image, extraire les trois ensembles de données (Cine MR, récupération inversion et cartes T1) d'une manière plus interactive.
2. Ajustez la définition de bout en systole ou à la fin de diastole pour le T1 en sélectionnant l'image de ciné correspondant.
3. Visualiser des cartes T1 sous forme de cartes de couleur. Trouvez les valeurs exactes en passant la souris sur une zone d'intérêt. Les images peuvent être stockées dans différents formats d'image pour une analyse plus poussée (par exemple, le calcul de l'ECV de pré-et post-contraste valeurs T1 du myocarde et une piscine de sang) ^12.

Résultats

Ici, nous démontrons les résultats d'une saine Sprague Dawley. Avec une installation animal bien préparés, nous avons décrit précédemment, il est possible d'obtenir un signal ECG stable. Semblable à des protocoles d'IRM cardiaques humaines, nous commençons par une enquête pour localiser le cœur. Si la position du rat dans la bobine est correcte, nous continuons avec une vue à deux chambres et une vue à quatre chambre à détecter la géométrie de la pile SALLI.

La t...

Discussion

Nous présentons ici une méthode pour générer des multi-modalité (ciné MR, inversion-récupération et T1 cartes) IRM chez les petits animaux. La recherche du petit animal joue un rôle de plus en plus important dans la recherche de la maladie cardio-vasculaire, et CMR est un outil puissant qui nous permet d'étudier la composition fonction, la structure et le tissu du myocarde. Toutefois, les petites CMR animal a un certain nombre de défis uniques en raison de la fréquence cardiaque élevée et la petite tai...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adhesive Tape (Silkafix)	Lohmann und Rauscher	34327
Gadopentetat-Dimeglumin (Magnevist)	Bayer	G-00012163	2mmol/Kg
Introcan Safety-W (G24)	B. Braun	4254503-01
Red Dot, Neonatal Monitoring Electrode with Pre-Attached Lead Wire	3M	2269T
Skin glue (Histoacryl)	B. Braun	1050052
Scales (Typ 440)	Kern	95088
Skin desinfection (Softasept N)	B. Braun Petzold	360250
Thermometer	LumaSense Technologies	Luxtron 812