Immunoprécipitation de la chromatine test pour l&#39;identification de Arabidopsis interactions protéine-ADN<em&gt; In Vivo</em

Résumé

Immunoprécipitation de la chromatine est une technique puissante pour l'identification des sites d'ADN d'Arabidopsis protéines de liaison in vivo. Cette procédure comprend la réticulation de la chromatine et la fragmentation, une immunoprécipitation avec des anticorps sélectifs contre la protéine d'intérêt, et l'analyse qPCR de l'ADN lié. Nous décrivons un test simple de ChIP optimisé pour les plantes d'Arabidopsis.

Résumé

Intricate gene regulatory networks orchestrate biological processes and developmental transitions in plants. Selective transcriptional activation and silencing of genes mediate the response of plants to environmental signals and developmental cues. Therefore, insights into the mechanisms that control plant gene expression are essential to gain a deep understanding of how biological processes are regulated in plants. The chromatin immunoprecipitation (ChIP) technique described here is a procedure to identify the DNA-binding sites of proteins in genes or genomic regions of the model species Arabidopsis thaliana. The interactions with DNA of proteins of interest such as transcription factors, chromatin proteins or posttranslationally modified versions of histones can be efficiently analyzed with the ChIP protocol. This method is based on the fixation of protein-DNA interactions in vivo, random fragmentation of chromatin, immunoprecipitation of protein-DNA complexes with specific antibodies, and quantification of the DNA associated with the protein of interest by PCR techniques. The use of this methodology in Arabidopsis has contributed significantly to unveil transcriptional regulatory mechanisms that control a variety of plant biological processes. This approach allowed the identification of the binding sites of the Arabidopsis chromatin protein EBS to regulatory regions of the master gene of flowering FT. The impact of this protein in the accumulation of particular histone marks in the genomic region of FT was also revealed through ChIP analysis.

Introduction

Au cours des dernières années, un large éventail d'outils génétiques, moléculaires et génomiques ont été développés dans le espèce modèle Arabidopsis thaliana. Cette technologie a facilité énormément le progrès dans la compréhension comment le développement de la plante est réglementé. Parmi les processus développementaux étudiés en utilisant Arabidopsis comme un modèle, le contrôle génétique de la période de floraison a été largement analysé. Ces études ont montré que les plantes modulent très précisément le moment de la floraison, en réponse à des signaux endogènes tels que les hormones et l'âge de la plante, et également à des signaux environnementaux tels que la photopériode et la température qui synchronisent floraison avec le cycle naturel des saisons ^{1, 2.} L'isolement et la caractérisation de mutants d'Arabidopsis avec des altérations dans le temps de la floraison a été déterminant pour dévoiler un réseau complexe de gènes qui régulent la période de floraison, en réponse à des facteurs endogènes et environnementaux. Ces circuits sont génétiquesintégré au niveau de quelques gènes maîtres qui agissent comme des interrupteurs de la floraison, et le moment exact de l'initiation florale dépend de l'équilibre de la floraison et de la promotion de réprimer les activités qui travaillent en amont des gènes intégrateurs floraux ^1,3.

La caractérisation fonctionnelle des gènes identifiés pour leur rôle dans le contrôle de la floraison initiation, aidé par l'utilisation récente des approches génomiques, ont révélé le rôle central de la régulation transcriptionnelle dans la modulation du temps de la floraison. En fait, la plupart des gènes maîtres de floraison encodage facteurs de transcription ^4. En outre, un certain nombre de complexes de protéines de remodelage de la chromatine influence l'expression des gènes de base de la floraison. Un certain nombre de mutants d'Arabidopsis isolés pour leur temps de floraison altérée avéré porteurs de mutations dans les gènes codant pour une variété de modificateurs de la chromatine. Rénovateurs de la chromatine différents qui introduisent modifications post-traductionnelles dans histone queues, repositionner nucléosomes par rapport à l'ADN ou des histones canoniques échangent par des variantes des histones sont nécessaires à la bonne régulation de la floraison chez Arabidopsis ^5,6. Certaines de ces activités de remodelage de la chromatine catalyser le dépôt ou le retrait des modifications covalentes telles que l'acétylation ou méthylation des histones dans les résidus spécifiques. Ces marques des histones sont spécifiquement reconnus par des effecteurs spécialisées qui recrutent d'autres complexes de remodelage de la chromatine, des facteurs de transcription ou des composants de la machinerie transcriptionnelle de réguler l'activité transcriptionnelle des gènes de floraison.

Immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) permet l'identification de l'ADN in vivo sites de liaison pour des protéines d'intérêt (Figure 1). Cette procédure tire parti de la capacité de certains produits chimiques pour réticuler les protéines à l'ADN. Les complexes de protéines-ADN résultants peuvent être ensuite immunoprécipitées en utilisant des anticorps spécifiques against facteurs de transcription, des protéines de liaison à la chromatine, ou des modifications particulières et des epitopes hétérologues (communément appelés "tags") fixés à la protéine de choix. L'ADN purifié à partir de ces immunoprécipités peut être utilisé comme un modèle dans quantitatives réactions PCR (qPCR) pour évaluer l'enrichissement des séquences particulières d'intérêt. De cette manière, les sites de liaison de facteurs de transcription ou la distribution des marques d'histone dans des gènes particuliers peuvent être établis ^7,8. En outre, combiné avec Next Generation Sequencing (NGS) qui permet le séquençage massivement parallèle, la technologie des puces a rendu possible l'identification du génome entier des sites de liaison de facteurs de transcription ainsi que des paysages épigénomiques dévoilement de modifications des histones. En outre, l'analyse simultanée de l'expression génique permet de surveiller la façon dont la liaison des régulateurs de transcription ou le dépôt de marques particulières des histones en corrélation avec la transcription activity ⁹ de gènes.

L'utilisation de protocoles de puce dans Arabidopsis a permis d'évaluer l'impact d'une variété de régulateurs de transcription sur l'organisation de la chromatine des gènes maîtres de la floraison et de la façon dont ces changements structurels influent sur ​​l'expression des gènes ^5,6. Résultats précédents ont montré que le locus Arabidopsis BOLTING TOT EN JOURS COURTS (EBS) agit comme un répresseur de la floraison et les mutants dans ce spectacle de gène d'une accélération de la floraison et la régulation positive du gène maître de la floraison FT. En outre, les mutations de perte de fonction dans FT suppriment complètement la floraison phénotype précoce des plantes ebs de mutants, indiquant que FT est nécessaire pour la floraison prématurée des mutants ebs et que EBS est nécessaire à la répression de ce gène maître de la floraison ^{10 , 11.} EBS code pour une protéine contenant PHD qui peuvent se lier spécifiquement histone H3 di- et triméthylée en the lysine 4 résidus (H3K4me2 / 3), ce qui suggère un rôle pour EBS dans la répression de la chromatine médiée par FT ^12. L'utilisation de l'approche de ChIP démontré que l'Arabidopsis contenant PHD-protéine EBS ^10,11 lie régions régulatrices du gène FT intégrateur floral pour réprimer son expression ^12. Des données supplémentaires obtenues grâce à l'utilisation de la technologie à puce ont montré que cette protéine est nécessaire pour maintenir de faibles niveaux de l'acétylation des histones, une caractéristique de la transcription active, dans la chromatine de ce gène maître de la floraison au cours des étapes initiales du développement d'Arabidopsis. Ces observations, ainsi que des données d'expression génétique et le gène, démontrer que cette PHD-contenant des protéines d'Arabidopsis a un rôle central dans le réglage fin de la période de floraison en modulant l'expression du gène de l'intégrateur floral FT ^12. Le travail présenté ici fournit un procédé optimisé utile non seulement pour l'analyse des histones, mais aussi pour d'autreschromatine des protéines associées, et avec une efficacité accrue et une réduction du temps expérimental. En outre, ce rapport illustre comment l'utilisation de protocoles de puce a fourni de nouvelles informations sur la relation entre les changements de modifications de la chromatine et les états de la transcription de gènes de plantes, et comment ces mécanismes de l'impact du contrôle de l'expression du gène de la chromatine médiation sur le début de la floraison chez Arabidopsis.

Protocole

1. réticulation du matériel végétal (1 h)

1. Cultiver les lignées d'Arabidopsis utilisés dans l'expérience (de type sauvage - WT - contre les mutants, et / ou lignées exprimant la version étiqueté de votre protéine d'intérêt par rapport lignées exprimant la balise pas fusionnés à toute protéine) pendant 12-18 jours sur de grandes boîtes de Pétri (150 mm) avec du milieu MS-agar (1 L: sels de Murashige & Skoog 1x, 10 g de saccharose, 0,5 g de MES, pH 5,7 (KOH), 1% de gélose). Alternativement, cultiver des plantes sur des pots contenant 3: 1 mélange de terre et de vermiculite.
   ATTENTION! Le formaldéhyde est toxique par inhalation, par contact avec la peau et par ingestion, et doit être manipulé dans une hotte chimique de porter un équipement de protection individuelle approprié. Les étapes 1.2 à 1.6 doit être effectué sous la hotte.
2. Faire des petits trous dans le couvercle des tubes de 50 ml avec une aiguille de brûleur chauffe-laboratoire. Ajouter 40 ml de PBS 1x tampon et 1,08 ml de formaldéhyde à une concentration finale de 1% (37% de stock solution). Recueillir 1,5 g de matière végétale dans ces tubes de 50 ml. Gardez les tubes sur la glace lors de la réticulation.
3. Fermer les tubes de 50 ml avec le couvercle. Placer les tubes dans un dessiccateur et appliquer le vide. Vide infiltrer le tissu pendant 10 min, puis relâchez attentivement le vide, pour empêcher barattage jusqu'à la solution. Mélanger l'échantillon. Répéter deux fois. Après infiltration, observer le matériel végétal et confirmer qu'il devient légèrement translucide et ont tendance à couler au fond du tube (Figure 2).
4. Ajouter 2,5 ml de 2 M de glycine pour obtenir une concentration finale de 0,125 M. Appliquer vide pendant 5 min. La glycine agit comme un inhibiteur compétitif de formaldéhyde réticulation.
5. Jeter la solution de formaldéhyde-glycine PBS en inversant le tube fermé de 50 ml, avec des trous dans le couvercle.
6. Rincer les plantules deux fois avec PBS 1x et une fois avec de l'eau de jeter la solution de lavage comme décrit dans l'étape 1.5. Séchez-les sur une serviette en papier et geler dans nitroge liquiden.
   NOTE: Le tissu congelé peut être conservé à -80 ° C pendant plusieurs semaines.

2. Préparation des anticorps (1 jour)

NOTE: Pour l'immunoprécipitation, l'utilisation de billes magnétiques conjuguées à des anticorps via une protéine G ou la protéine A de liaison à forte affinité pour le domaine constant de la chaîne lourde d'anticorps est recommandée. Les complexes ADN-protéines peuvent se fixer de manière non spécifique à la surface des conjugués anticorps-perles. Pour cette raison, il est nécessaire d'effectuer des contrôles sans anticorps spécifiques pour quantifier la liaison de fond non spécifique.

1. Pour chaque immunoprécipitation, préparer 15 pi de billes magnétiques dans un tube de 1,5 ml. La quantité de perles dépend de la quantité de la chromatine utilisés pour l'immunoprécipitation et également sur les anticorps.
2. Pour laver, ajouter 1 ml de Immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) tampon de dilution pour les perles, mélanger par rotation et placez le 1,5 ml microcentrifugeuse tuêtre dans un rack magnétique. Attendez environ 1 min de laisser les perles attachent à l'aimant. Avec les 1,5 ml microtubes encore dans le rack, retirez le surnageant par pipetage. Répéter deux fois.
   NOTE: Pour chaque ligne de l'usine deux ensembles d'immunoprécipitation sont nécessaires: l'un avec des perles et des anticorps (AB) et un second pas d'anticorps (Pas-Ab) de contrôle avec des billes magnétiques seulement.
3. Remettre en suspension les billes dans 200 pl de tampon de dilution ChIP. Ajouter la quantité requise de l'Ab spécifique à l'un des deux tubes préparés pour chaque ligne de l'usine (la dilution exacte diffère pour chaque Ab et doit être optimisé expérimentalement ou, dans le cas d'anticorps commerciaux, suivez les instructions du fabricant). Utilisez cet exemple pour l'immunoprécipitation. Ajouter la même quantité de IgG non spécifique à l'autre tube, qui sera utilisé comme contrôle négatif.
4. Incuber O / N sur une roue tournant à 4 ° C pour laisser l'anticorps joindre aux billes.

3. Extraction de la chromatine (4 h)

1. Broyer soigneusement le matériel végétal congelé dans l'azote liquide en utilisant un mortier et un pilon jusqu'à ce que la poudre devient verte homogène et de la lumière. Transférer la poudre dans un nouveau tube de 50 ml.
2. Pour les étapes 3.2 - 3.6, le travail sous la hotte. Ajouter 30 ml de tampon d'extraction (1 ExB 1), et bien mélanger à tremper la poudre de tissu. De cette étape sur, conserver les échantillons à 4 ° C en tout temps. Le tissu congelé et les restes d'azote liquide pourrait causer le tampon de geler. Assurez-vous de décongeler le tissu congelé complètement en inversant les tubes 4-5 fois toutes les 2 min.
3. Décochez la boue en le faisant passer à travers un tissu de filtration avec une taille de pores de 22-25 um dans un nouveau tube de 50 ml et centrifuger à 1000 g pendant 20 min à 4 ° C.
   NOTE: Dans cette étape, les noyaux et tous les organites se sédimenter. ExB 1 contient suffisamment de saccharose pour fournir une haute densité et empêcher la rupture de la structure des organites.
4. Retirer délicatement le surnageant par décantation. A ce stage, observer une pastille verte d'environ 2 ml.
5. Reprendre le culot dans 5 ml de ExB 2. La remise en suspension de la pastille sera difficile à ce stade. Centrifugeuse à 1000 g pendant 10 min à 4 ° C.
   REMARQUE: ExB 2 contient 1% de Triton X-100 pour aider à éclater les chloroplastes ouverte et enlever la chlorophylle.
6. Reprendre le culot dans 300 pi de tampon d'extraction 3 (ExB 3).
7. Dans un tube de micro propre, ajouter 600 pi de ExB 3. Prenez le culot remis en suspension de l'étape 3.6 et soigneusement couche sur le dessus de l'ExB propre 3.
8. Spin pendant 1 heure à 16 000 g à 4 ° C.
   NOTE: Cette étape permet d'enlever le détergent de l'échantillon.
9. Enlever le surnageant par aspiration avec une pipette. Reprendre le culot nucléaire dans 300 ul de tampon de sonication en pipettant doucement vers le haut et vers le bas pour éviter la formation de bulles, ce qui peut affecter l'efficacité du traitement par ultrasons. Pipetter prudemment toute la suspension sur et le transférer à un tube de 1,5 ml à centrifuger propre.
   NOTE: Cetampon contient SDS, pour lyser les noyaux et relâchez la chromatine.
10. Sonication de la suspension à lyser les noyaux de façon aléatoire et cisailler la chromatine en petits fragments. Utilisez conditions de sonication qui rendent la chromatine enrichie en fragments entre 200-800 pb (20-30 cycles avec les paramètres 30 sec ON / OFF 30 sec à 4 ° C pour le dispositif de sonication disponibles décrit dans la Table des matières / réactifs). Vérifier l'efficacité du traitement par ultrasons par séparation électrophorétique des fragments d'ADN obtenus sur gel d'agarose ^13, 2 pi de chargement chromatine traitée par ultrasons (figure 3).
    ATTENTION! Assurez-vous de porter des équipements de protection auditive lors de l'étape de sonication en cas l'appareil à ultrasons ne sont pas contenues dans une armoire insonorisée.
    Étape cruciale! La fragmentation de la chromatine dépend en grande partie de l'équipement de traitement par ultrasons. Les conditions de sonication doivent être ajustées pour parvenir à l'enrichissement dans les tailles des ADN appropriés. VoirFigure 3 pour un exemple de la façon d'optimiser la fragmentation de la chromatine.
11. Spin la solution une fois à 12000 g pendant 10 min à 4 ° C. Transférer le surnageant par pipetage à un tube de 1,5 ml à centrifuger propre. Jeter le culot. Prenez 1/10 du surnageant dans un nouveau tube de 1,5 ml, le marquer comme entrée et le gel à -20 ° C.
12. Diluer la chromatine 10x avec un tampon de dilution ChIP pour diluer SDS à une concentration finale de 0,1%.
    Note: Les échantillons peuvent être congelés et conservés à -20 ° C pendant plusieurs semaines.

4. immunoprécipitation de la protéine d'intérêt et de sauvetage de l'ADN (1 jour, 3 heures)

1. Laver les billes revêtues de l'étape 2.4 à partir de Ab trois fois avec 1 ml de tampon de dilution de ChIP pour éliminer l'excès d'anticorps de la manière décrite dans l'étape 2.2. Remettre en suspension dans 200 pi de tampon de dilution ChIP. Ajouter 50 pi de la chromatine isolée. Incuber O / N sur une roue tournant à 4 ° C.
   NOTE: Consultez les concentrations dsur de la chromatine dans microvolume spectrophotomètre UV-Vis. 50 ul de la chromatine isolée doivent contenir plus de 10 ug d'ADN.
2. Pour les étapes des travaux de 4,2-4,5 à 4 ° C. Laver les billes deux fois dans 1 ml de tampon de lavage faible teneur en sel comme décrit dans l'étape 2.2.
3. Laver les billes une fois dans 1 ml de tampon de lavage à haute sel.
4. Laver les billes une fois dans 1 ml de tampon de lavage LiCl.
5. Laver les billes deux fois dans 1 ml de tampon TE. Après le dernier lavage, assurez-vous de supprimer complètement le tampon TE gauche dans le tube par aspiration avec une pipette.
6. Sortez les échantillons d'entrée (étape 3.9). Transfert 5 pi de l'entrée dans un nouveau tube de 1,5 ml et continuer comme avec les échantillons de copeaux. Inverse de réticulation par addition de 200 ul de résine de 5% chélatrice échangeuse d'ions, et incuber pendant 10 min à 95 ° C en secouant toutes les 2-3 min. Isoler à 16.000 g pendant 30 sec et transférer soigneusement le surnageant dans un nouveau tube par pipetage.
   REMARQUE: Alors que le traProcédé de réticulation d'inversion conditionnelle comporte un rapport O / N incubation avec du NaCl, l'incubation avec une résine chélatante d'ions à 95 ° C permet de déréticulation et élution de l'ADN dans les 10 min efficace, rendant ainsi le protocole jour une plus courte.
7. Ajouter 2 ul de proteinase K (10 mg / ml) et incuber à 37 ° C pendant 30 min à digérer les protéines et de libérer l'ADN.
8. Arrêter la réaction par incubation à 95 ° C pendant 10 min.
9. Tourner rapidement à 16.000 g pendant 30 sec et transférer le surnageant dans un nouveau tube par pipetage.
10. Nettoyez l'ADN isolé en utilisant un kit de purification de fragments d'ADN standard.
    REMARQUE: Procédez selon les instructions du fabricant.
11. Transférer la colonne liaison à l'ADN à partir du kit à un nouveau tube de 1,5 ml à centrifuger. Eluer l'ADN purifié en ajoutant 20 pi d'eau exempte de DNase à l'axe de la colonne et tournant à 16 000 xg pendant 60 sec. Point d'arrêt: Les échantillons peuvent être conservés à -80 ° C pendant plusieurs semaines.

5. Mesure abondance des sites de liaison à l'ADN immunoprécipitée par qPCR (4 h)

REMARQUE: l'ADN isolé de la chromatine précipitée doit être analysé afin de déterminer les fragments d'ADN ont été ChIP-ed de la chromatine totale, en raison de sa liaison à la protéine d'intérêt.

1. Des amorces de conception pour les régions génomiques d'intérêt avec une température de fusion (Tm) de 60 ° C et une teneur en GC de 30% à 80%. Comme la chromatine est fragmenté par sonication, la longueur de la séquence amplifiée ne devrait pas être plus long que les nucleotides 150-200 (tableau 1).
   REMARQUE: Un outil utile pour la conception d'amorce est Primer 3 programme (http://bioinfo.ut.ee/primer3-0.4.0/). Des lignes directrices supplémentaires pour la conception d'amorce sont disponibles dans les rapports précédents ^{8, 14,15.}
2. Utilisez un programme BLAST pour vous assurer que les amorces sont spécifiques (en particulier les promoteurs peuvent partager des séquences de liaison TF similaire) et de tester l'usin d'efficacité primaireg dilutions 1:10 dans de l'eau de l'ADN d'entrée (étape 4.9). Certaines régions du génome seront purifiés mieux que d'autres. Il est donc important de concevoir des amorces de PCR et de les vérifier sur l'ADN d'entrée diluée.
3. Diluer l'ADN purifié à 1:10 avec de l'eau et la pipette 5 pi de l'ADN dilué dans un tube PCR pour chaque réaction.
   REMARQUE: Diluer seulement la quantité nécessaire, que l'ADN peut fixer aux parois des tubes de 1,5 ml à centrifuger. De multiples cycles de congélation-décongélation d'augmenter le nombre de molécules d'ADN ci-jointes. Pour chaque paire d'amorces, l'amplification dans l'entrée, Ab-puce et non-Ab ChIP doit être analysé.
4. Pour compléter le mélange de PCR, ajouter Sybr Green PCR Master Mix à une concentration finale de 1 x, et 0,5 uM de chaque amorce. Remplissez jusqu'à 20 pi avec de l'eau exempte de DNase.
5. Effectuer la réaction qPCR en suivant les instructions du fabricant mix master Sybr Green PCR.

Analyse des données 6.

NOTE: Parmi les exIsting façons d'analyser les données puce, deux sont les plus couramment utilisés. Le premier d'entre eux est la méthode d'enrichissement pli, également appelé comme 'enrichissement relatif »,« signal sur fond »ou« par rapport au témoin sans anticorps'. La deuxième méthode est désigné comme "% de l'entrée".

1. L'analyse des données par la méthode d'enrichissement pli.
   1. Créer une feuille de calcul avec des échantillons noms et les valeurs Ct premières qui ont été obtenus après réaction qPCR.
   2. Pour chaque échantillon, de soustraire sa valeur brute la valeur Ct Ct brut obtenu pour le contrôle Pas-Ab correspondant. NOTE: Après cette opération mathématique, la valeur Ct pour l'échantillon Pas-Ab est égale à 0.
   3. Calculer l'enrichissement fois en opération d'exponentiation avec base 2 et exposant (puissance) égal au reste négatif obtenu à l'étape 6.1.2 (tableau 2).
      pliez enrichissement = 2 ^{- (Ct (échantillon) - Ct (Pas-Ab))}
      NOTE: Dans ce méthod l'abondance d'un fragment d'ADN spécifique dans l'échantillon ChIP-ed est comparée à l'abondance de ce fragment dans le contrôle Pas-Ab. L'hypothèse de cette méthode est que le niveau de signal de fond est reproductible entre les différents jeux d'amorces, des échantillons, et de reproduire des expériences. Cependant, ce niveau de signal'noise' ne varient entre jeux d'amorces, des échantillons et des expériences.
2. L'analyse des données par% de méthode d'entrée.
   1. Créer une feuille de calcul avec des échantillons noms et les valeurs Ct premières qui ont été obtenus pour eux après la réaction qPCR.
   2. Ajustez les valeurs de Ct premières pour échantillons d'entrée en soustrayant une valeur de logarithme de base 2 de la fraction de la chromatine total extrait qui a été prise comme une entrée.
      NOTE: Dans ce protocole, la valeur soustraite est égal 3,32, comme 10% de la chromatine total a été pris comme une entrée dans ce protocole. _Connectez-2 (10) est égal à 3,32.
   3. Calculez% de l'apport en multipliant par 100 la valeur de l'opération d'exponentiation avec base 2 et exposant (puissance) correspondant au reste de valeurs d'entrée ajustés à partir des valeurs de Ct soustraites premières de l'échantillon (tableau 3).
      % D'entrée = 100 * 2 ^{(entrée ajusté - Ct (échantillon))}
      NOTE: Avec cette procédure, la relation entre l'abondance d'ADN spécifique dans l'échantillon ChIP-ed à la chromatine isolée (échantillon d'entrée) total est calculé. De plus amples détails sur l'analyse des données de la puce peuvent être trouvés dans Haring et al., ^8.

Résultats

Huit principales étapes peuvent être distinguées dans ce protocole de puce pour l'identification d'interactions in vivo protéine-ADN, y compris culture et la récolte de la matière végétale, la réticulation de la chromatine, l'isolement de la chromatine, la fragmentation de la chromatine, isolement sélectif des complexes entre l'ADN et la protéine d'intérêt par immunoprécipitation, la digestion des protéines, purification de l'ADN, et l'analyse qPCR (figure

Discussion

Le protocole décrit ci-ChIP est une technique reproductible et puissant pour analyser les interactions entre les protéines et les séquences d'ADN spécifiques in vivo dans des plantes Arabidopsis. Une identification réussie des sites de liaison pour les protéines d'intérêt exige une sélection adéquate des organes de la plante ou des stades de développement où les interactions pertinentes ont effectivement lieu. En outre, il est essentiel d'obtenir une fixation appropriée de la matière v...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
MES	Sigma	M8250
MS (Murashige and Skoog Basal Salt Mixture)	Sigma	M5524
Formaldehyde 37%	Sigma	F8775-25	Use under the fume hood
Protease inhibitor mix cOmplete ULTRA Tablets, Mini, EDTA-free, EASYpack	Roche	5892791001
Bioruptor Standard sonication device	Diagenode	B01010002 (UCD200TO)
Glycine	Sigma	50046
QIAquick PCR Purification Kit	Qiagen	28104
Dynabeads® magnetic beads coupled with protein A or protein G	Life Technologies	10003D/10001D	Check manufacturer’s manual for antibody affinity
Miracloth	Merck Millipore	475855
Triton™ X-100 Surfact-Amps™ Detergent Solution	Life Technologies	85112
(mouse, rat, rabbit…)-IgG	Diagenode	C15400001, C15420001, C15410206
Magnetic rack - DynaMag™-2	Life Technologies	12321D
H3K9/14ac polyclonal antibody - Premium	Diagenode	C15410200-10
Chelex® 100 Resin	Bio-Rad	142-2832
Proteinase K	Life Technologies	17916
Anti-Myc Tag Antibody, clone 4A6	Millipore	05-724
LightCycler® 480 SYBR Green I Master	Roche	4707516001