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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

This protocol describes the process of constructing an insect-machine hybrid system and carrying out wireless electrical stimulation of the flight muscles required to control the turning motion of a flying insect.

Résumé

La montée des appareils électroniques numériques de radio-activé a incité l'utilisation de petits enregistreurs et des stimulateurs neuromusculaires sans fil pour étudier le comportement en vol des insectes. Cette technologie permet le développement d'un système hybride insectes machine en utilisant une plate-forme d'insecte vivant décrit dans ce protocole. En outre, ce protocole présente la configuration du système et de vol des procédures expérimentales gratuits pour évaluer la fonction des muscles de vol dans un insecte untethered. Pour la démonstration, nous avons ciblé le troisième muscle axillaire sclérite (3AX) pour contrôler et obtenir tournant à gauche ou à droite d'un scarabée volant. Une électrode de fil d'argent mince a été implanté sur le muscle 3AX de chaque côté du dendroctone. Ceux - ci ont été connectées aux sorties d'un sac à dos sans fil ( à savoir, un stimulateur électrique neuromusculaire) monté sur le pronotum du dendroctone. Le muscle a été stimulé en vol libre en alternant le côté de stimulation (gauche ou droite) ou varier la stimulation fréquence. Le coléoptère se tourna vers le côté ipsilatéral lorsque le muscle a été stimulé et présentait une réponse graduée à une fréquence croissante. Le processus d'implantation et le volume étalonnage de la dimension système de caméra de capture de mouvement 3 doivent être réalisées avec soin pour éviter d'endommager le muscle et perdre la trace du marqueur, respectivement. Cette méthode est très bénéfique pour étudier vol des insectes, car il contribue à révéler les fonctions du vol musculaire d'intérêt en vol libre.

Introduction

An insect-machine hybrid system, often referred to as a cyborg insect or biobot, is the fusion of a living insect platform with a miniature mounted electronic device. The electronic device, which is wirelessly commanded by a remote user, outputs an electrical signal to electrically stimulate neuromuscular sites in the insect via implanted wire electrodes to induce user desired motor actions and behaviors. In the early stages of this research field, researchers were limited to conducting wireless recording of the muscular action of an insect, using simple analog circuits comprised of surface-mounted components1-3. The development of system-on-a-chip technology with radio frequency functionality enabled not only the wireless recording of neuromuscular signals but also the electrical stimulation of the neuromuscular sites in living insects. At present, a built-in radio microcontroller is small enough to be mounted on living insects without causing any obstructions to their locomotion4-13.

The development of the built-in radio microcontroller allows researchers to determine electrical stimulation protocols to induce desired motor actions to control the locomotion of the insect of interest. On the ground, researchers have demonstrated walking control by stimulating the neuromuscular sites of cockroaches4,12,14, spiders15, and beetles16,17. In the air, the initiation and cessation of flight were achieved using different methods such as the stimulation of the optic lobes (the massive neural cluster of a compound eye) in beetles7,9 and brain sub-regions in bees18, whereas turning control has been demonstrated by stimulating the antennae muscles and nervous system of the abdomens in moths11,19 and the flight muscles of beetles7,9,13. In most cases, a built-in radio microcontroller was integrated on a custom-designed printed circuit board to produce a miniature wireless stimulator (backpack), which was mounted on the insect of interest. This allows wireless electrical stimulation to be applied to a freely walking or flying insect. Such a microcontroller-mounted insect is what is referred to as an insect-machine hybrid system.

This study describes the experimental protocols for building an insect-machine hybrid system, wherein a living beetle is employed as the insect platform, and instructs on how to operate the robot and test its flight control systems. The third axillary sclerite (3Ax) muscle was chosen as the muscle of interest for electrical stimulation and demonstration of left or right turning control13. A pair of thin silver wire electrodes was implanted in both the left and right 3Ax muscles. Moreover, a backpack was mounted on the living beetle. The other ends of the wire electrode were connected to the output pins of the microcontroller. The backpack was small enough for the beetle to carry in flight. Thus, this allows an experimentalist to remotely stimulate the muscle of interest of an insect in free flight and investigate its reactions to the stimulations.

Protocole

1. Étude des animaux

  1. individuels arrière coléoptères torquata Mecynorrhina (6 cm, 8 g) dans des récipients en plastique séparés avec une literie de granulés de bois.
  2. Nourrir chaque beetle une tasse de gelée de sucre (12 ml) tous les 3 jours.
  3. Maintenir la température et l'humidité de la pièce d'élevage à 25 ° C et 60% respectivement.
  4. Testez la capacité de vol de chaque dendroctone avant l'implantation des électrodes minces de fil.
    1. jeter doucement un scarabée dans l'air. Si le dendroctone peut voler pendant plus de 10 secondes pendant 5 essais consécutifs, conclure que le dendroctone a des capacités de vol réguliers et l'employer pour des expériences de vol ultérieures. Pour reprendre le dendroctone, éteindre toutes les lumières dans la salle pour faire sombre. Cela provoque le dendroctone de mettre fin à un vol.
      Note: Un coléoptère commence spontanément à s'envoler lorsqu'il est libéré dans l'air. Il est préférable de conduire les expériences de vol dans une grande chambre fermée tel que celui représenté sur la figure 1 (16 x 8 x 4 m 3 avec un espace de capture de mouvement de 12,5 x 8 x 4 m 3), un scarabée volant se déplace très rapidement (environ 3-5 m / s) et dessine de grands arcs en tournant dans l'air.

2. Electrode Implantation

  1. Anesthésier le coléoptère en le plaçant dans un récipient en plastique rempli avec du CO 2 pendant 1 min 13,16,20-24.
  2. Ramollir la cire dentaire en le plongeant dans l'eau chaude pendant 10 secondes. Placez le dendroctone anesthésié sur un bloc de bois et l'immobiliser avec la cire dentaire ramolli. La cire dentaire refroidit naturellement et se solidifie en quelques minutes.
  3. Couper les fils d'argent isolés (127 um de diamètre nu, 178 um de diamètre lorsqu'il est revêtu d'perfluoroalkoxy) en longueurs de 25 mm à utiliser comme électrodes minces de fil pour l'implantation.
  4. Expose 3 mm d'argent nu par flambage l'isolant aux deux extrémités de chaque fil.
  5. Disséquer la surface supérieure de la cuticule de l'insecte à l'aide d'un ciseau à pointe fine pour créer un smaFenêtre ll d'environ 4 x 4 mm sur la metepisternum (figure 2c). Note: Un cuticule de couleur brune douce est ensuite exposée, comme le montrent les figures 2c - e. Le muscle 3AX est situé sous la cuticule molle.
  6. Percer deux trous sur la cuticule brune exposée à l' aide d' une broche d' insecte (taille 00) avec une distance de 2 mm entre les deux trous (figure 2d).
  7. Insérer deux fils-électrodes (dont une électrode active et une retour préparée à l'étape 2.4) avec précaution à travers les trous et les implanter dans chaque muscle 3AX à une profondeur de 3 mm.
  8. Fixer les électrodes implantées et les maintenir en place pour éviter le contact et les courts-circuits en laissant tomber la cire fondue sur les trous. Si nécessaire, la refusion de la cire sur la cuticule en touchant la cire d'abeille avec la pointe d'un fer à souder chaud. La cire se solidifie rapidement et renforce l'implantation.
    Remarque: Pour vérifier si l'implantation est correcte, les élytres de la betteraveLe peut être soulevé pour observer le mouvement du muscle 3AX lors de la stimulation électrique.

3. Assemblée Sac à dos sans fil

Note: Le sac à dos est composée d'un microcontrôleur intégré radio sur une couche Carte FR-4 4 (1,6 x 1,6 cm 2). Le sac à dos a été tirée par une microbatterie lithium-polymère (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). La masse totale du sac à dos, y compris la batterie était de 1,2 ± 0,26 g, ce qui est inférieur à la capacité de charge utile du coléoptère (30% de 10 g de poids corporel). Le sac à dos est pré-programmé pour recevoir les communications sans fil et a deux canaux de sortie.

  1. Nettoyer la surface du pronotum (enlever la couche de cire sur la cuticule) en utilisant un adhésif double face. Ensuite, fixez le sac à dos sur le pronotum du dendroctone avec un morceau de ruban adhésif double face.
  2. Relier les extrémités des électrodes implantées aux sorties du sac à dos.
  3. Envelopper de ruban rétroréfléchissant autour de la microbatterie pour produire un marqueur for caméras de capture de mouvement pour détecter.
  4. Fixer la microbatterie au sommet du sac à dos avec un morceau de ruban adhésif double face de telle sorte que la bande rétro-réfléchissante peut être détectée par des caméras de capture de mouvement.

4. Wireless Control System

Remarque: Dans ce cas, le système de commande sans fil à long terme comprend un récepteur pour la télécommande, un ordinateur portable pour exécuter le logiciel de contrôle de vol personnalisé, une station de base, le sac à dos, et le système de capture de mouvement.

  1. Connectez la station de base et le récepteur de la télécommande à l'ordinateur portable via les ports USB.
  2. Allumez le système de capture de mouvement et le connecter à l'ordinateur portable via un port Ethernet.
  3. Effectuer le calibrage de volume en agitant la baguette d'étalonnage (fourni par la société du fournisseur du système de capture de mouvement) pour couvrir entièrement l'espace de capture de mouvement.
    1. Ouvrez le logiciel de capture de mouvement à partir du bureau de l'ordinateur portable. Cliquez et drag pour sélectionner toutes les caméras dans le menu «Système» du panneau «Ressources».
    2. Cliquez sur le menu "Perspective 3D" et sélectionnez "Caméra" pour changer la vue de la caméra. Cliquez sur l'onglet "Caméra" sur le panneau "Outils" pour afficher la configuration de l'étalonnage. Cliquez sur "Démarrer" dans le menu "Créer caméra Masques" pour éliminer le bruit des caméras, puis «Stop» après le bruit est masqué en bleu.
    3. Cliquez et sélectionnez "5 Marker Wand & L-Frame" dans le menu "Wand" et le menu "L-Frame" dans l'onglet "Caméra". Réglez le "Count Wand" à 2500, cliquez sur "Démarrer" dans le menu "Caméras Étalonner" et agiter la baguette d'étalonnage à travers l'ensemble de l'espace de capture de mouvement. Le processus d'étalonnage arrête lorsque le nombre de baguette atteint 2.500.
    4. Répétez le processus d'étalonnage en cas d'erreur d'image (en bas de l'onglet "Caméra" du panneau "Tools") est supérieur à 0,3 fou tout autre appareil. Après la calibration, mettre la baguette sur le sol au milieu de l'espace de capture de mouvement et cliquez sur "Démarrer" dans le menu "Réglage d'origine du volume» pour définir l'origine de l'espace de capture de mouvement.
  4. Vérifiez la couverture du système de capture de mouvement à l'aide d'un mannequin d'essai pour enregistrer la trajectoire d'un marqueur agité par un utilisateur dans l'espace de capture de mouvement et de confirmer si le marqueur est détecté et suivi. Si le marqueur est souvent perdu lors de la détection, répéter le calibrage de volume jusqu'à ce que le test dummy réussit.
    1. Cliquez sur l'onglet "Capture" sur le panneau "Outils" puis "Démarrer" sur le menu "Capture" avant agitant le marqueur d'échantillon à travers l'ensemble de l'espace de capture de mouvement pour enregistrer sa trajectoire.
    2. Après l'enregistrement, cliquez sur "Exécute le pipeline Reconstruire" pour reconstruire les positions du marqueur et vérifier la qualité de l'enregistrement.
  5. Connecter les bornes de la microbatterie (attaché au sac à dos à l'étape 3.4) pour les broches d'alimentation du sac à dos.
  6. Test de la communication sans fil entre l'ordinateur portable et le sac à dos en utilisant le logiciel de contrôle de vol personnalisé. Cliquez sur la commande "Démarrer" sur le logiciel et vérifier l'état de connexion affichée.

Expérience 5. Free Flight

  1. Effectuer l'expérience de vol libre dans une arène de vol mesurant 16 x 8 x 4 m 3.
  2. Saisissez les paramètres appropriés au logiciel de commande de vol (tension, largeur d'impulsion, la fréquence et la durée de stimulation). Remarque: Pour la démonstration, nous avons fixé la tension à 3 V, la largeur d'impulsion de 3 ms et la durée de stimulation à 1 seconde et varier la fréquence de 60-100 Hz.
    1. Sur l'écran du logiciel, type 3 pour 3 V dans la boîte "tension", 1000 pour 1000 msec dans la "Durée Stimulation" boîte, 3 pour 3 ms dans la boîte "Pulse Width", et une fréquence souhaitée en Hz dans le " Fréquence "boîte on la fenêtre de commande.
  3. Relâchez le dendroctone du sac à dos monté dans l'air ce qui lui permet de voler librement dans l'arène de vol. déclencher manuellement la stimulation lorsque le dendroctone pénètre dans l'espace de capture de mouvement. Appuyez sur le bouton approprié de commande (gauche ou droite) de la télécommande pour stimuler le muscle cible sur le côté gauche ou à droite du scarabée.
    Remarque: Une fois que le bouton est enfoncé, le logiciel de commande de vol en cours d'exécution sur l'ordinateur portable génère la commande et l'envoie au sac à dos. Le sac à dos délivre alors le stimulus électrique au muscle d'intérêt (sur le côté gauche ou à droite).
  4. Observer la réaction du dendroctone en temps réel lors de la stimulation et de reconstruire les données en utilisant un logiciel graphique 3D.
    1. Sélectionnez l'un des essais enregistrés dans la liste de données de la fenêtre "Beetle d'affichage" et cliquez sur "Exporter Panda" pour copier les données de ce procès dans le dossier d'analyse et de lancer le module graphique 3D.
    2. Appuyez sur "N" surle clavier pour combiner le signal de stimulus à la trajectoire enregistrée. Appuyez sur I pour montrer la trajectoire du dendroctone avec les périodes de stimulation mis en évidence.

Résultats

La procédure électrode d'implantation est présentée à la figure 2 électrodes en fil d'argent mince ont été implantés dans le muscle 3AX du dendroctone à travers de petits trous percés sur la cuticule molle sur le muscle (figures 2d - e).. Cette cuticule molle se trouve juste au- dessus du muscle apodema basalar après avoir enlevé la partie antérieure de la metepisternum (figures 2d - c).

Discussion

Le processus d'implantation est importante, car elle affecte la fiabilité de l'expérience. Les électrodes doivent être insérées dans le muscle à une profondeur de 3 mm ou moins en fonction de la taille de l'insecte (en évitant le contact avec les muscles à proximité). Si les électrodes touchent les muscles à proximité, des actions et des comportements moteurs indésirables peuvent se produire en raison de la contraction des muscles voisins. Les deux électrodes doivent être bien alignées pour ...

Déclarations de divulgation

The authors declare that there are no conflicts of interest.

Remerciements

This material is based on the works supported by Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (The Japan Science and Technology Agency) joint grant (M4070198), and Singapore Ministry of Education (MOE2013-T2-2-049). The authors would like to thank Mr. Roger Tan Kay Chia, Prof. Low Kin Huat, Mr. Poon Kee Chun, Mr. Chew Hock See, Mr. Lam Kim Kheong and Dr. Mao Shixin at School of MAE for their support in setting up and maintaining the research facilities. The authors thank Prof. Michel Maharbiz (U.C. Berkeley) his advice and discussion, Prof. Kris Pister and his group (U.C. Berkeley) for their support in providing the GINA used in this study.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Mecynorrhina torquata beetleKingdom of Beetle Taiwan10 g, 8 cm, pay load capacity is 30% of the body mass
Aproval of importing and using by Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS code: 01069000, product code: ALV002).
Wireless backpack stimulatorCustomTI CC2431 micocontroler
The board is custom made based on the GINA board from Prof. Kris Pister’s lab. The layout of GINA board can be found at    https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA
Wii Remote controlNintendoBluetooth remote control to send the command to the operator laptop
BeetleCommander v1.8Custom. Maharbiz group at UC Berkeley and Sato group at NTUEstablish the wireless communication of the backpack and the operator laptop. Configure the stimulus parameters and log the positional data. Visualize the flight data.
GINA base stationKris Pister group at UC BerkeleyTI MSP430F2618 and AT86RF231
Motion capture systemVICONT1608 cameras for a flight arena of 12.5 m x 8 m x 4 m
Motion capture systemVICONT40s12 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m
Micro batteryFullriver 201013HS10C 3.7V, 10 mAh
Retro reflective tapeReflexiteV92-1549-010150V92 reflective tape, silver color
PFA-Insulated Silver Wire A-M systems786000127 µm bare, 177.8 µm coated, 3 mm bare silver flame exposed at tips
SMT Micro Header SAMTECFTSH-110-01-L-DV0.3 mm x 6 mm, bend to make a 3 mm long slider to secure the electrode into the PCB header.
BeeswaxSecure the electrodes
Dental WaxVertexImmobilize the beetle
Insect pinROBOZRS-6082-30Size  00; 0.3 mm Rod diameter; 0.03 mm tip width; 38 mm Length 
Make electrode guiding holes on cuticle
TweezersDUMONTRS-5015Pattern #5; .05 mm x .01 mm Tip Size; 110 mm Length
Dissecting and implantation
ScissorsROBOZRS-5620Vannas Micro Dissecting Spring Scissors; Straight; 3mm Cutting Edge; 0.1 mm Tip Width; 3" Overall Length 
Dissecting and implantation
Potable soldering ironDAIYODS241Reflow beeswax
Hotplate CORNINGPC-400DMelting beeswax and dental wax
Flourescent lampPhilipsTL5 14WLight the entire flight arena with 30 panels (60 x 60 cm2). Each panel has 3 lamps.
14 W, 549 mm x 17 mm 

Références

  1. Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust. J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).
  2. Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria. J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).
  3. Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).
  4. Sanchez, C. J., et al. Locomotion control of hybrid cockroach robots. J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).
  5. Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. , 164-167 (2008).
  6. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots. IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).
  7. Sato, H., et al. Remote Radio Control of Insect Flight. Front. Neurosci. 3, (2009).
  8. Daly, D. C., et al. A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control. IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).
  9. Maharbiz, M. M., Sato, H. Cyborg Beetles. Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).
  10. Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. , 39-42 (2010).
  11. Hinterwirth, A. J., et al. Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes. PloS ONE. 7 (12), (2012).
  12. Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. , 1470-1473 (2013).
  13. Sato, H., et al. Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation. Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).
  14. Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot. PLoS ONE. 10 (8), e0134348 (2015).
  15. Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. , 128-132 (2014).
  16. Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. , 4576-4582 (2015).
  17. Cao, F., et al. A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles. PLoS ONE. 9 (8), e105389 (2014).
  18. Zhao, H., et al. Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation. PLoS ONE. 9 (11), e113012 (2014).
  19. Tsang, W. M., et al. Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).
  20. Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).
  21. Cooper, J. E. Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates. ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).
  22. Miller, T. A. . Insect neurophysiological techniques. , (2012).
  23. Leary, S., et al. . AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , (2013).
  24. Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , 75-80 (2008).
  25. Mischiati, M., et al. Internal models direct dragonfly interception steering. Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).
  26. Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity. J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).
  27. Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).
  28. Sato, H., Maharbiz, M. M. Recent developments in the remote radio control of insect flight. Front. Neurosci. 4, (2010).
  29. Tien Van, T., et al. Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation. Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021 (2012).
  30. Sane, S. P., Dickinson, M. H. The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production. J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).
  31. de Croon, G. C., et al. Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly. Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003 (2012).
  32. Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot. Science. 340 (6132), 603-607 (2013).

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