Détection automatique de très organisé Oscillations Theta dans le murin EEG

Résumé

Theta activity in the hippocampus is related to specific cognitive and behavioral stages. Here, we describe an analytical method to detect highly-organized theta oscillations within the hippocampus using a time-frequency (i.e., wavelet analysis)-based approach.

Résumé

Theta activité est générée dans le système septohippocampique et peut être enregistré en utilisant des électrodes intrahippocampique profondes et électroencéphalographie implantable (EEG) radiotélémétriques ou système d'attache des approches. Pharmacologiquement, hippocampique thêta est hétérogène (voir la théorie dualiste) et peuvent être différenciées en type I et de type II thêta. Ces sous-types EEG individuels sont liés aux états cognitifs et comportementaux spécifiques, tels que l'excitation, l'exploration, l'apprentissage et la mémoire, les fonctions d'intégration plus élevés, etc. Dans les maladies neurodégénératives telles que la maladie d'Alzheimer, la structure et des altérations fonctionnelles du système septohippocampique peut entraîner une activité thêta avec facultés affaiblies / oscillations. Une analyse quantitative standard de l'EEG hippocampique comprend une rapide transformation de Fourier (FFT) à base de l'analyse de fréquence. Toutefois, cette procédure ne fournit pas de détails sur l'activité thêta en oscillations générales et hautement organisés thêta en particulier. Afin d'obtenir detainformations iLED sur les oscillations thêta hautement organisées dans l'hippocampe, nous avons développé une nouvelle approche analytique. Cette approche permet la quantification de temps et de coût-efficacité de la durée des oscillations thêta fortement organisées et leurs caractéristiques de fréquence.

Introduction

Theta activité dans le cerveau est liée à différents états cognitifs et fonctionnels, y compris l' éveil, l' attention, le mouvement volontaire, comportement exploratoire, le comportement de l' attention, l' apprentissage et la mémoire, l' intégration somatosensoriel, et des mouvements oculaires rapides (REM) dormir ^{1, 2.} Principalement, l'activité thêta comme une entité rythmique peut être produite dans différentes régions cérébrales et est hautement organisée et synchronisée comme thêta oscillations. Ci - dessous, nous allons nous concentrer sur l'analyse et la quantification de l' activité thêta / oscillations qui sont générés dans le système septohippocampique ^{3, 4.} Dans le septum, GABAergique, glutamatergiques, et les neurones cholinergiques projet à l'hippocampe et de contribuer à l'initiation et le maintien du thêta comportement oscillatoire. Il y a une discussion en cours sur l' opportunité oscillations hippocampique thêta sont initiées dans le septum, à savoir, Le modèle septal pacemaker-hippocampique suiveur, (théorie extrahippocampal) ou intrinsèquement au sein de l'hippocampe (théorie intrahippocampique) ^{5, 6, 7.}

Quelle que soit leur origine, les oscillations thêta hippocampique ont été au centre d'intérêt pendant des années, en particulier dans les modèles de souris transgéniques. Ces modèles permettent l'implantation d'électrodes EEG profondes et pour l'enregistrement des oscillations thêta hippocampique sous tâches cognitives et comportementales spécifiques ^8. oscillations thêta hippocampique sont hétérogènes dans la nature. Basé sur la théorie dite dualiste de thêta oscillations, on peut différencier les atropine-sensibles de type II thêta et atropine insensible type I thêta ^{9, 10, 11.} Ce dernier peut généralement être induite par M muscariniques ₁ / M _{3 récepteurs, par exemple, l' arécoline, pilocarpine et uréthane. Cependant, l'uréthane est un médicament multi-cibles qui, en plus de l'activation muscariniques, exerce également des effets complexes sur les autres entités du canal ionique. Pour le type II thêta, la voie muscariniques comprend l'activation de M 1 / M 3 et Gq / 11 (Ga) d'activation de la phospholipase C médiée β 04.01 (04.01 PLCβ), inositol trisphosphate ultérieure (InsP 3) , diacylglycerole (DAG), le Ca ^2+, et la protéine kinase C (PKC). Le rôle de PLCβ 1 et PLCβ 4 thetagenesis a été validée dans des études de knock-out en utilisant PLCβ1 ^{- / -} et PLCβ4 ^{- / -} souris présentant une perte complète ou une atténuation significative de thêta oscillation ^{12, 13, 14.} M additionnel 1, M 3 et M 5 cibles en aval (channels / courants) de la cascade de signalisation muscariniques comprennent divers conductances, tels que M-Type K ⁺ canal (K M) par l' intermédiaire dépendant de la tension K ⁺ canal (K v 7); lent après hyperpolarisation canal K ⁺ (Ks AHP); fuite canal K ⁺ (K fuite), probablement via TWIK-lié canal K ⁺ sensible à l' acide (TASK1 / 3); courant de cations (I CAT), probablement via le canal de fuite Na ⁺ (NALCN); et je h via hyperpolarisation et nucléotidiques gated canaux cycliques (HCN). En outre, les récepteurs M 2 / M 4 acétylcholine (CCRS) ont été signalés à interférer avec redresseur entrant K ⁺ canal 3.1 (K ir 3.1) et vers l' intérieur redresseur K ⁺ canal 3.2 (K ir 3.2) ^15.}

Actuellement, le logiciel d' analyse disponible dans le commerce permet rapide analyse de fréquence FFT, par exemple, l' analyse de la puissance (P, mV ²⁾ou une densité spectrale de puissance (PSD ² mV / Hz). Puissance ou de la densité spectrale de puissance (PSD) analyse de la gamme de fréquences thêta ne donne un aperçu global de son activité. Toutefois, afin d'obtenir un aperçu détaillé de l'activité thêta cognitif et lié le comportement, l'analyse des oscillations thêta hautement organisés est obligatoire. L'évaluation des oscillations thêta hautement organisés est d'une importance capitale dans le domaine des maladies neurodégénératives et neuropsychiatriques. La plupart des études sur les maladies expérimentales sont réalisées dans des modèles de souris transgéniques en utilisant des approches neurochirurgicales hautement sophistiqués pour enregistrer surface péridurale et EEGs intracérébrales profondes. Ces techniques comprennent les deux systèmes d'attache ¹⁶ et les configurations radiotélémétrique ^{17, 18.} oscillations thêta peuvent être enregistrées comme des oscillations thêta spontanées et liés au comportement dans des conditions d'enregistrement à long terme. En outre, thêta oscillations peuvent être recorded après induction pharmacologique, mais aussi suite à l'exposition des animaux à des tâches comportementales ou cognitives ou aux stimuli sensoriels, tels que la queue de pincement.

Les premières approches pour caractériser thêta oscillations ont été décrites par Csicsvari et al. ^19. Les auteurs ont conçu un outil semi-automatisé pour l'analyse de thêta à court terme (15 - 50 min) qui ne convient pas pour les enregistrements EEG de longue date. Notre méthode, décrite ici, permet l'analyse à long terme de l' enregistrement EEG> 48 h ^20. Csicsvari et al. ¹⁰ également fait référence au rapport thêta-delta, mais pas de seuil pour la détermination des oscillations thêta hautement organisés est fourni. Les définitions de la gamme delta et thêta correspondent à nos définitions de la gamme de fréquence. Comme il est pas explicitement mentionné, nous présumons qu'une méthode FFT est utilisée par Csicsvari et al. pour calculer la puissance des bandes de fréquences thêta-delta. Ceà nouveau se distingue nettement de notre procédé, étant donné que l'on calcule les amplitudes en ondelettes sur un grand nombre d'échelles de fréquence (Δ étapes (f) = 0,05 Hz), ce qui entraîne une précision beaucoup plus élevée. La durée de la période d'EEG individuellement analysées est similaire à notre définition.

Klausberger et al. ²¹ font également l' utilisation de rapports de thêta-delta pour l'analyse des enregistrements EEG à long terme. Cependant, il y a trois différences majeures par rapport à notre approche: i) la durée de l' époque EEG est beaucoup plus longue, à savoir, au moins 6 s; ii) le rapport thêta-delta est réglé sur 4, ce qui est beaucoup plus élevé que notre seuil, et est lié à des définitions différentes de la gamme de fréquences; et iii) la définition de puissance est susceptible d'être basée sur une approche FFT, qui manque de précision, en particulier pour les très courtes fenêtres de temps (2 s, à savoir, 5 cycles pour oscillations avec une fréquence de 2,5 Hz). Dans un tel cas, une procédure par ondelettes est plus recommandable.Une étude menée par Caplan et al. ²² uniquement calculée puissance thêta , tout en ignorant le rapport de puissance delta thêta. Ainsi, l'approche Caplan ²² ne peut pas différencier entre les processus thêta riches cognitifs accompagnés d'un delta élevé ou faible.

Dans le protocole suivant, nous présenterons notre approche basée sur les ondelettes analytiques pour analyser de manière fiable oscillations thêta hautement organisées en enregistrements EEG hippocampiques de souris. Étant donné que cette procédure fonctionne automatiquement, il peut être appliqué à de grands ensembles de données et les mesures EEG à long terme.

Protocole

Tout l'expérimentation animale a été réalisée selon les directives du Conseil local et institutionnel de protection des animaux (Université de Bonn, BfArM, LANUV, Allemagne). En outre, toute expérimentation animale a été réalisée conformément à la législation supérieure, par exemple, des Communautés européennes Directive du Conseil du 24 Novembre 1986 (86/609 / CEE), ou de la législation régionale ou nationale individuelle. effort particulier a été fait pour réduire au minimum le nombre d'animaux utilisés, ainsi que leurs souffrances.

1. animaux Logement et EEG Conditions d'enregistrement

1. souris Maison à filtre-top cages ou utilisent des cages individuellement ventilées.
2. Transfert des souris de l'installation de l'animal à des armoires ventilées dans des salles spéciales de laboratoire qui sont appropriés pour les animaux implantés et les enregistrements télémétriques.
3. Effectuer toute expérimentation animale, y compris électrode EEG implantation et les enregistrements suivants, dans des conditions normalisées (22 ° C temtempérature, cycle de 12 h / 12 h de lumière-obscurité, 50-60% d' humidité relative, l' atténuation du bruit, etc.) ^18.
4. Avant émetteur radiofréquence implantation, les animaux de maison en groupes de 3 - 4 en clair de type II cages en polycarbonate, avec de la nourriture et de l' eau ad libitum. Ne pas isoler les souris individuelles, car cela peut causer du stress et interférer avec l'expérimentation et les résultats ultérieurs.
5. Ne pas utiliser des conditions d'ouverture de logement, mais utiliser des armoires ventilées à la place lors de l'expérimentation et l'enregistrement.

2. radiotélémétrique EEG Electrode Implantation et EEG Recordings

1. Anesthetize les souris en utilisant des narcotiques d'injection, par exemple, ketaminehydrochloride / xylazinehydrochloride (100/10 mg / kg, par voie intrapéritonéale, ip) ou de stupéfiants par inhalation, par exemple, isoflurane ^{17, 18.}
   1. Pour narcose isoflurane, positionner la souris dans une induction chambre avec 4-5% d' isoflurane et de 0,8 à 1% d' oxygène ou de carbogène (5% de CO ₂ et 95% O _2).
   2. Placer un masque de silicium sur le nez / bouche de l'animal pour contrôler la profondeur de l'anesthésie désirée et éviter l'exposition à l'isoflurane expérimentateur en utilisant un système de balayage.
   3. Utiliser des anesthésiques injectables, par exemple, esketaminhydrochloride (100 mg / kg, ip) et xylazinehydrochloride (10 mg / kg, ip), si l' anesthésie par inhalation ne sont pas disponibles.
   4. Surveiller la profondeur de l'anesthésie en vérifiant le pincement réflexe de la queue, les pieds pincement réflexe, et le taux de respiration. Notez que la respiration artificielle par intubation trachéale est pas nécessaire chez les souris.
2. Implanter l'émetteur radiofréquence dans une poche sous - cutanée sur le dos de l'animal.
   1. Enlever les poils du cuir chevelu et prétraiter le cuir chevelu rasé avec deux désinfectants, soit 70% d' éthanol et d' un gommage à base d' iode.
   2. L'utilisation d'un scalpel, faireune incision médiane sur le cuir chevelu du front à la région nucheal.
   3. A partir de l'incision nucale, préparer une poche sous-cutanée d'un côté du dos de l'animal en effectuant une dissection en utilisant des ciseaux chirurgicaux ou une sonde chirurgicale.
   4. Insérez l'émetteur dans la poche sous-cutanée et déposer l'excès de longueur de l'émetteur souple conduit dans la poche ainsi. Portez une attention particulière à la prévention de la contamination du site chirurgical et l'implant de l'émetteur. Bien isoler stérile des zones non-stériles en utilisant des rideaux.
3. Placez l'animal expérimental sur le cadre stéréotaxique, par exemple, un dispositif stéréotaxique 3D informatisé. Fixer le crâne à l'aide d'une pince de nez et barres d'oreilles.
4. Prétraiter le crâne avec 0,3% de H ₂ O ₂ pour enlever les tissus plus loin du crâne et pour éclairer les sutures crâniennes et craniometrics points de repère, bregma et lambda.
5. Les trous de forage aux coordonnées de choix(Voir étape 2.6) à l'aide d'une perceuse neurochirurgicale à grande vitesse dans un mode sans pression à la vitesse maximale.
   REMARQUE: perçage sans pression évite la percée soudaine de la tête de forage et des dommages au cortex. Pour une craniotomie, une perceuse à haute vitesse neurochirurgicale est recommandé. Choisir des diamètres standards tête de forage de 0,3 - 0,5 mm, selon le diamètre de l'électrode.
6. Sélectionnez soigneusement le type d'électrode, compte tenu de l'impédance, le diamètre, revêtement, etc.
   NOTE: tungstène Parylène revêtu ou en acier inoxydable électrodes sont les plus courantes. Les types d'électrodes doivent être choisis en fonction des exigences expérimentales. Comme une manoeuvre préventive, stériliser pointes d'électrodes avant l'implantation en utilisant 70% d'éthanol. A noter que le revêtement d'électrode ne permet pas la stérilisation à la chaleur.
7. Pour intrahippocampique enregistrements EEG CA1, percer un trou stéréotaxique aux coordonnées suivantes: bregma, -2 mm; mediolateral, 1,5 mm (hémisphère droit); dorso-ventral, 1,3 mm (target région: corne d'Ammon (CA1) couche pyramidale). Pour l'électrode de référence, percer un trou au-dessus du cortex cérébelleux aux coordonnées stéréotaxiques suivantes: bregma, -6.2 mm, mediolateral, 0 mm; dorso-ventral, 0 mm.
   NOTE: L'électrode cérébelleuse sert d'électrode de pseudoreference, le cervelet est une région du cerveau plutôt silencieux. Les coordonnées stéréotaxiques ont été calculées à partir d'un atlas du cerveau de souris standard.
8. Avant l'insertion des électrodes, à les raccourcir la longueur requise. fixer mécaniquement la partie extracrânienne de l'électrode à l'hélice de l'émetteur en acier inoxydable.
   REMARQUE: Soudage doit être évitée, car cela peut introduire un bruit considérable dans le système.
9. Fixer l'électrode à la branche verticale du dispositif de stéréotaxie, et insérer l'électrode selon les coordonnées stéréotaxiques ci-dessus.
10. Fixer les électrodes en utilisant le verre ionomère et attendre jusqu'à ce que le ciment a complètement durci.
11. Fermez le cuir cheveluen utilisant plus-et-plus de sutures avec des non-absorbable 5-0 ou 6-0 matériel de suture.
12. Pour la gestion de la douleur postopératoire, administrer carprofène (5 mg / kg, par voie sous-cutanée) une fois par jour pendant 4 jours consécutifs après l'implantation. Notez que carprofène doit être injecté avant l'incision initiale (étape 2.2.2).
13. Permettre aux animaux de récupérer pendant 10 - 14 jours post-implantation avant les enregistrements et / ou des expériences d'injection sont démarrés.

3. Les enregistrements spontanés de Theta Oscillations et Pharmacological Induction

1. Activez l'émetteur radiofréquence en utilisant le commutateur magnétique. Placer l'animal avec sa cage sur la plaque réceptrice. Effectuer des enregistrements EEG hippocampique à long terme pendant au moins 24-48 h.
   NOTE: L'analyse de l'EEG amplitude et des caractéristiques de fréquence EEG d'enregistrements à long terme fournit un aperçu détaillé de la dépendance circadien des oscillations thêta et leur association avec des comportements et spécifiquescognitifs conditions / tâches. Toujours combiner les enregistrements EEG avec une surveillance vidéo des animaux de laboratoire.
2. Pour l'induction pharmacologique de thêta oscillations, administrer une dose unique d'uréthane (800 mg / kg par voie intrapéritonéale) ou d'une dose unique d'un muscariniques agonistes des récepteurs, par exemple la pilocarpine (10 mg / kg ip) arécoline (0,3 mg / kg par voie intrapéritonéale) ou oxotrémorine (0,03 mg / kg par voie intrapéritonéale). Prétraitez souris avec N-méthyl-scopolamine (0,5 mg / kg ip) pour éviter des réactions muscariniques périphériques. Fraîchement dissoudre tous les médicaments dans 0,9% de solution de NaCl ou Ringer.
   NOTE: des doses plus élevées d'agonistes des récepteurs muscariniques pourraient entraîner la saisie induction des animaux de laboratoire. Voir également que les doses indiquées ici représentent des repères qui nécessitent des études dose-effet avant dans la ligne de la souris à l'étude. Notez que l'uréthane est un mutagène et cancérigène qui nécessite des précautions appropriées dans le stockage et la manutention.
3. Injecter atropine (50 mg / kg, ip) pour différencier atropine-sensible de type IIde type atropine insensible I theta oscillations.
   NOTE: La dose d'atropine est à nouveau l'espèce et la souche-dépendante et nécessite une évaluation préalable dose-effet. Le moment optimal de l'injection d'atropine dépend de la pharmacodynamie des agonistes des récepteurs muscariniques. Pour l'identification de type II thêta, l'injection d'atropine est recommandé 1 h après administration d'uréthane.
4. Essayez d'éviter l'application ultérieure de plusieurs médicaments, comme l'administration systémique de la drogue modifie les modes de transcription et de traduction globaux qui influent sur les enregistrements EEG ultérieurs. Notez que de courte durée thêta oscillations peut aussi être induite par des stimuli sensoriels, tels que ou paw-coffre à bagages pincement.
5. Extrait / séries de données représentatives à l'exportation EEG de la pré-phase (ligne de base) et la phase post-injection de l'enregistrement total EEG sous forme de fichiers ASCI ou TXT, compte tenu de la pharmacocinétique des médicaments appliqués et les exigences du protocole de l'étude individuelle.

4.Validation de l'EEG Placement des électrodes

1. Euthanize animaux en les plaçant dans une chambre d'incubation et d'introduire 100% de dioxyde de carbone. Utiliser un taux de 10 à 30% du volume de la chambre par minute avec du dioxyde ajoutée à l'air existant dans la chambre d'incubation de carbone de remplissage; cela se traduira par une perte de conscience rapide avec un minimum de stress aux animaux.
2. Retirez la souris de la chambre une fois arrêt respiratoire et la couleur des yeux fanée persiste pendant 2-3 min.
3. Couper les électrodes en acier inoxydable et explantation l'émetteur radiofréquence. Décapitez la souris à l'aide de ciseaux ou d'une guillotine et retirer le cerveau du neurocrâne par manipulation douce avec des ciseaux et des pinces chirurgicales.
4. Fixer les cerveaux dans 4% de paraformaldehyde dans du tampon phosphate salin (PBS) (pH 7,4) pendant une nuit. Pour cryoprotection, transférer le cerveau à 30% de glucose et de les stocker à 4 ° C jusqu'à ce que le traitement ultérieur.
   NOTE: Le paraformaldéhyde est considéré comme dangereux par l'OSHA 2012 Hazard Communication Standard (29 CFR 1910.1200). Prenez les précautions nécessaires: utiliser un équipement de protection individuelle, d'assurer une ventilation adéquate, et d'éviter la formation de poussière. En outre, éliminer les sources d'ignition et de prendre des mesures de précaution contre les décharges statiques. Paraformaldéhyde ne doit pas être libéré dans l'environnement.
5. Monter le cerveau extrait sur le support de tissu d'un cryostat au moyen d'un adhésif, et couper le cerveau en 40 - 75 um tranches coronales. Monter les tranches sur des lames de verre et de les colorer avec Nissl bleu en utilisant la procédure histologique standard; cette procédure visualiser le canal de dérivation qui reflète la position de l'électrode précédente. On notera qu'il est également possible de découper des tranches coronales du cerveau natif à l'aide d'un vibroslicer
6. Incorporer uniquement les animaux qui répondent aux critères EEG corrects de placement d'électrode; pour la région CA1, la pointe de l'électrode profonde doit être localisée à l'intérieur de la couche CA1 pyramidale.

5. L'acquisition des données

1. Enregistrement CA1 de EEGs intrahippocampique avec un taux d'échantillonnage approprié, a priori, aucune coupure du filtre.
   NOTE: Le taux d'échantillonnage, qui est spécifique à l'émetteur, détermine la limite de fréquence supérieure de l'analyse de l'EEG.
2. Traiter les données enregistrées avec un logiciel d'analyse. Analyses Programme temps-fréquence et des calculs avec des procédures sur mesure pour le contrôle adéquat des méthodes d'analyse (figure 5) ^20.
3. Couper l'EEG enregistré en sections d'une longueur de 1 h chacun. Utilisez des processeurs informatiques rapides, puisque le temps de calcul est élevé. En outre, utiliser un logiciel qui peut paralléliser informatique sur plusieurs noyaux ^20.

6. Analyse des données EEG

1. Analyser les segments de données en utilisant un complexe Morlet ondelettes pour calculer la fréquence et l'amplitude des oscillations.
   NOTE: Ce ondelettes (par exemple, Ψ (x) = (π b)^{(- 1/2)} exp (2 i π c x) exp (-x ² / b), où b est le paramètre de largeur de bande, c la fréquence centrale, et i l'unité imaginaire) a souvent été appliquée dans la littérature pour étudier EEG données, car elle garantit une résolution optimale de la fréquence et le temps ^{23, 24.}
2. Utilisez un réglage de la fréquence des paramètres de bande passante et le centre qui en particulier les poids de la résolution de fréquence de distinguer les différences de fréquence au niveau de 0,1 Hz, tout en ne négligeant pas une résolution temporelle suffisante.
   REMARQUE: les processus neuronaux dans la bande gamma sont de courte durée ^25, et cela peut aussi être vrai pour thêta rythmes. Ainsi, l'approche analytique doit tenir compte de la résolution temporelle adéquate.
3. Analyser les données EEG dans la plage de fréquences de 0,2 à 12 Hz, avec une taille de pas de 0,1 Hz, incluant donc le delta typique, leta, et la fréquence alpha gammes.
4. Mettre en place, un outil d'analyse complexe automatisé pour l'élaboration de l'architecture de fréquence thêta, qui peut remplacer une inspection visuelle standard thêta oscillations; Cette procédure est appelée la méthode de détection de thêta (TDM).
5. Calculer le quotient de l'amplitude maximale dans la plage de fréquences de thêta (3,5 à 8,5 Hz) et l'amplitude maximale dans la plage de fréquence delta supérieure (2 à 3,4 Hz) pour les fenêtres de temps de 2,5 s chacune.
   NOTE: La valeur de ce quotient sert de mesure de décider si une oscillation thêta est survenue. La définition de la gamme de fréquences thêta peut varier en fonction de l'état et neuroanatomique circuit / système fonctionnel à analyser.
6. Classez un segment comme une «époque oscillatoire thêta," si le rapport calculé au cours de ce segment est supérieur à 1,5.
   NOTE: Ceci garantit que l'amplitude de thêta maximale est d'au moins 50% de plus que l'amplitude dans la bande delta supérieure au cours de la connexes de 2,5 s EEGsegment. Notez que le rapport pourrait avoir besoin d'adaptation en fonction de la ligne et / ou des espèces utilisées. Un intervalle de 2,5 s représente une durée minimale pour une oscillation thêta, empêche les détections faussement positives de certaines époques bruyantes, et se trouve dans les définitions de la gamme d'autres publications ^{19, 26.} La gamme de fréquence delta supérieure sert de bande de fréquence de contrôle parce que l'activité delta physiologiquement pertinente apparaît au cours des époques non-thêta, par exemple, pendant le sommeil lent, qui est fortement atténué pendant l'activité thêta.
7. Répétez cette procédure pour chaque section 1 h; par conséquent, chaque section se compose de 1.440 segments EEG avec des longueurs de 2,5 s chacun.
8. évaluer statistiquement les données des thêta époques d'oscillation identifiés.
9. Calculer les statistiques des durées totales de durée de détectés thêta époques; groupes distincts ou prédéfinis; cycles, tels que la lumière / obscurité; et d'autres paramètres.
   NOTE: Statistics peut inclure le test t, ANOVA, ou MANOVA, en fonction de la variable, le nombre de groupes, les conditions, etc.
10. Calculer les statistiques de l'amplitude des époques thêta détectés, mais seulement dans la gamme de fréquences de thêta (03/05 à 08/05 Hz).
11. Évaluer la statistique de la fréquence des époques thêta détectés, mais seulement dans la gamme de fréquences de thêta (03.05 à 08.05 Hz).
    REMARQUE: La fréquence thêta d'une époque thêta est définie comme étant la fréquence appartenant à l'amplitude maximale thêta d'une époque thêta.

Résultats

Theta activité peut être enregistrée dans une large gamme de système nerveux central (SNC) régions. Ici, nous présentons une analyse des oscillations thêta de l'hippocampe de souris. Ces oscillations peuvent se produire pendant les différents états comportementaux et cognitifs. Il est fortement recommandé d'analyser thêta oscillations dans les deux à long terme, à court terme liées à la tâche, et les conditions spontanées pharmacologiquement induites.
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Discussion

Theta activité est d'une importance centrale dans la neurophysiologie systémique. On peut observer dans les diverses régions du cerveau, en particulier dans l'hippocampe, où elle est liée à des états comportementaux et cognitifs spécifiques. En outre, hippocampique thêta peut être pharmacologiquement différenciée en atropine sensible de type II et de type I thêta atropine insensible. Type I est pensé pour être lié à la locomotion, comme la marche ou la course ^27,

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Carprofen (Rimadyl VET - Injektionslösung)	Pfizer	PZN 0110208208	20ml
binocular surgical magnification microscope	Zeiss Stemi 2000	0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)	Bayer	PZN: 1578818
drapes (sterile)	Hartmann	PZN 0366787
70% ethanol	Carl Roth	9065.5
0.3% / 3% hydrogene peroxide solution	Sigma	95321	30% stock solution
gloves (sterile)	Unigloves	1570
dental glas ionomer cement	KentDental /NORDENTA	957 321
heat-based surgical instrument sterilizer	F.S.T.	18000-50
high-speed dental drill	Adeor	SI-1708
Inhalation narcotic system (isoflurane)	Harvard Apparatus GmbH	34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane	Baxter 250 ml	PZN 6497131
Ketamine	Pfizer	PZN 07506004
Lactated Ringer's solution (sterile)	Braun	L7502
Nissl staining solution	Armin Baack	BAA31712159
pads (sterile)	ReWa Krankenhausbedarf	2003/01
Steel and tungsten electrodes parylene coated	FHC Inc., USA	UEWLGESEANND
stereotaxic frame	Neurostar	51730M	ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
tapes (sterile)	BSN medical GmbH & Co. KG	626225
TA10ETA-F20	DSI	270-0042-001X	Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET	DSI	270-0124-001X	Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 1.5 months
Vibroslicer 5000 MZ	Electron Microscopy Sciences	5000-005
Xylazine (Rompun)	Bayer	PZN: 1320422
Matlab	Mathworks Inc.		programming, computing and visualization software
SPSS	IBM		statistical analysis software