Implantation chronique d’ensemble-corticale Electrocorticographic tableau dans l’ouistiti commun

Résumé

Nous avons développé une gamme d’electrocorticographic ensemble-corticale pour l’ouistiti commun qui couvre sans interruption presque totalité de la surface latérale du cortex, du pôle occipital pour le temporel et poteaux frontaux. Ce protocole décrit une procédure d’implantation chronique du tableau dans l’espace péridural de cerveau ouistiti.

Résumé

Expression (ECoG) permet le suivi des potentiels de champ électrique du cortex cérébral avec une haute résolution spatio-temporelle. Développement récent des électrodes ECoG minces et flexibles a permis à la conduction d’enregistrements stables de l’activité corticale à grande échelle. Nous avons développé une gamme d’ECoG ensemble-corticale pour l’ouistiti commun. Le tableau en permanence couvre presque la surface latérale de hémisphère cortical, du pôle occipital pour le temporel et poteaux frontaux, et il capte tout-cortical activité neuronale d’un seul coup. Ce protocole décrit une procédure d’implantation chronique du tableau dans l’espace péridural de cerveau ouistiti. Ouistitis possèdent deux avantages au sujet de l’ECoG enregistrements, une étant l’organisation homologue des structures anatomiques chez les humains et les macaques, y compris les complexes frontales, pariétales et temps. L’autre avantage est que le cerveau d’ouistiti est lissencephalic et contient un grand nombre de complexes, qui sont plus difficiles d’accès chez les macaques avec ECoG, qui affleurent à la surface du cerveau. Ces fonctionnalités permettent un accès direct à la plupart des régions corticales sous la surface du cerveau. Ce système fournit une occasion d’étudier global informatique corticale avec haute résolution à un ordre de la milliseconde sous dans le temps et l’ordre de millimètre dans l’espace.

Introduction

Cognition nécessite la coordination des ensembles neurones à travers les réseaux de cerveau généralisée, particulièrement le néocortex qui s’est surtout développée chez les humains et semble pour être impliqué dans les comportements cognitifs plus élevés. Cependant, comment le néocortex permet d’obtenir ce comportement cognitif est un problème non résolu dans le domaine des neurosciences. Développement récent des électrodes electrocorticographic mince et flexible (ECoG) permet la conduction d’enregistrements stables de l’activité corticale à grande échelle¹. Fujii et ses collègues ont mis au point un tableau ECoG ensemble-cortical de macaque singe^2,3. Le tableau en permanence couvre presque l’ensemble cortex latéral, du pôle occipital vers les pôles temporale et frontales et capture l’activité neuronale corticale-ensemble d’un seul coup. Nous avons développé davantage ce système pour application dans l’ouistiti commun^4,5, un singe petit, nouveau monde avec manipulation génétique^6,7. Cet animal a plusieurs avantages par rapport aux autres espèces. Les visuels, auditifs, somesthésiques, moteur et les aires corticales frontales de cette espèce ont été précédemment mappé et auraient organisation homologue de base pour les mêmes secteurs dans les humains et les macaques^{8,9, 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16}. leurs cerveaux est lisses, et les aires corticales plus latérales affleurent à la surface du cortex, qui est plus difficile d’accès avec ECoG chez les macaques. Se fondant sur ces fonctionnalités, l’ouistiti est adapté aux études electrocorticographic. En outre, les ouistitis manifester des comportements sociaux et ont été proposées pour servir de modèle de comportements sociaux humains¹⁷candidats.

Ce protocole décrit une procédure d’implantation péridurale du tableau ECoG sur la surface entière latérale du cortex dans un ouistiti commun. Il offre la possibilité de surveiller l’activité corticale à grande échelle des neurosciences corticale primates, y compris les sensorielles, motrices, les domaines cognitifs et sociales plus élevés.

Protocole

Ce protocole a été effectué sur 6 ouistitis (4 mâles, 2 femelles ; poids corporel = 320-470 g ; âge = 53-14 mois). Toutes les procédures ont été réalisées conformément aux recommandations de la National Institutes of Health Guidelines pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le protocole a été approuvé par le Comité d’éthique RIKEN (No. H28-2-221(3)). Toutes les interventions chirurgicales ont été réalisées sous anesthésie, et tous les efforts ont été faits pour réduire au minimum le nombre d’animaux utilisés ainsi que leur malaise.

1. préparation

1. Obtenir une image de résonance magnétique structurelle (MRI) de chaque cerveau individuel. Cela servira à identifier les emplacements des électrodes par l’enregistrement avec un ouistiti cerveau atlas et ordinateur par tomodensitométrie (TDM).
2. Préparation du tableau ECoG : préparer un tableau personnalisé de l’ECoG multicanaux (Figure 1 a). Un tableau de ECoG 96ch se compose de deux feuilles avec électrodes 32 et 64. Pour tenir compte des différences individuelles dans la taille du cerveau, le tableau de l’ECoG a un bras flexible. Le bras peut couvrir le pôle temporal, selon la forme du cerveau individuel. Placer les électrodes de référence dans le sens contraire des électrodes ECoG et l’électrode de masse dans la même direction.
   1. Assembler le tableau ECoG avec un boîtier de connecteur (Figure 1 b) et sceller les lacunes du connecteur (Figure 1) à l’aide de colle acrylique pour empêcher l’afflux de liquide pendant l’opération. Stériliser le tableau avec l’oxyde d’éthylène.
3. Préparer et stériliser les instruments.
   Remarque : Tous les instruments utilisés sont énumérés dans la Table des matières.

2. implantation d’ECoG tableau

Remarque : Retirer l’ingestion d’aliments et de liquides de plus de 4 h avant la chirurgie. Exécutez toutes les étapes chirurgicales avec une technique aseptique à l’aide d’instruments et gants stérilisés.

1. Procédures avant implantation
   1. Induire anesthésie chez l’ouistiti par injection intramusculaire (i.m.) de kétamine (15 mg/kg) 5 min après l’injection i.m. l’atropine (0,08 mg/kg).
   2. Une anesthésie et maintenir l’anesthésie à l’isoflurane (1-3 % dilué avec un mélange d’oxygène/protoxyde d’azote) selon l’état physiologique de l’animal, qui doit être surveillée de façon continue. Veiller à ce que la fréquence cardiaque est de 130 à 180 BPM et moniteur de température corporelle et la saturation artérielle en oxygène (SpO2) en continu pour juger l’état de l’animal.
   3. Raser le dessus de la tête de l’animal avec les clippers et un épilateur. Rincer entièrement épilation écrémer la peau avec de la gaze humide, ou il peut endommager la peau.
   4. Administrer un antibiotique (cefovecin ; 16 mg/kg s.c.), antihypertenseur (furosémide, i.m. 2,0 mg/kg) et antihemorragiques (carbazochrome sulfonate de sodium hydraté ; i.m. de 0,2 mg/kg).
   5. Placez l’animal sur un cadre stéréotaxique. A cette époque, appliquer gelée de lidocaïne 2 % à l’oreille-bars et pommade ophtalmique aux yeux à prévenir la sécheresse et la douleur postopératoire.
   6. Désinfecter la zone chirurgicale avec la solution d’iode et couvrez-la avec rideaux stérilisé. Appliquez de la gelée de lidocaïne 2 % au lieu de l’incision cutanée.
2. Procédures d’implantation
   1. Inciser la peau environ 4 cm par l’intermédiaire de la ligne médiane du cuir chevelu avec un scalpel. Détacher le muscle temporal du crâne avec une curette jusqu'à ce que toute la zone chirurgicale est exposée. Nettoyer les tissus sur la surface du crâne et arrêter le saignement complètement avec hémostase de pression et avec de la cire de l’os, si nécessaire. Enrouler le bord de la peau et les muscles avec une gaze humide. Garder la gaze imbibée pendant la chirurgie.
   2. Placez le bord frontal du tableau sur le bord du pôle frontal. Marquer un espace prévu pour la craniotomie, fentes et trous sur le crâne avec un crayon stérile. L’emplacement de craniotomie dépendra de la conception du tableau (Figure 2).
   3. Percer la craniotomie le long de la marque 1, comme illustré à la Figure 2. Pendant le forage de l’os, soufflez de l’air à la pointe de maintenir une vision claire pour le chirurgien. Ensuite, couper l’os tout autour du mark 2, comme la pièce osseuse sera toujours attachée à dura au centre. Soulevez délicatement le morceau d’un bord et décollez la dura avec une spatule. Ce processus doit être réalisé lentement et soigneusement, ou il va déchirer la dura facilement.
      1. Enlever les bouts de l’os de la pièce osseuse et enrouler la pièce avec de la gaze humide, car cette pièce sera retournée après l’implantation du tableau.
   4. Effectuer la craniotomie 3 et 4, comme illustré à la Figure 2. Permettent l’insertion d’électrodes dans l’orbitofrontal et zones occipitales, respectivement.
   5. Percer les fentes sur la marque 5 tel qu’illustré à la Figure 2. Ces fentes permettent d’examiner le tableau pour s’assurer qu’il est correctement inséré.
   6. La dure-mère sera désormais exposée. Laver la zone avec du sérum physiologique et arrêter le saignement avec hémostase de pression et une éponge de gélatine, si nécessaire. Le bord de la craniotomie ouvert peut doivent être nettoyées avec un rongeur curette ou osseuse.
   7. Faire les fentes (marqués 6 dans la Figure 2) dans lequel sont placées les électrodes de référence. Placer les électrodes de référence dans l’espace péridural dans les zones de sensorimotrices et occipitales controlatéral. La position doit être déterminée selon les besoins expérimentaux.
   8. Percer les trous de vis à quatre points autour de chaque tige du connecteur avec une vis de 1,0 mm (croix à la Figure 2). Pour ne pas endommager l’affaire dura, insérez une spatule sous le crâne. Ces trous doivent être orthogonales sur le crâne. Ensuite, installez les vis PEEK (1,4 x 2,5 mm) comme points d’ancrage pour fixer le connecteur sur le crâne.
   9. Insérer le tableau ECoG dans l’espace épidural. Utilisation à tête plate pince destinée à contenir le tableau.
      Remarque : Le tableau doit être inséré sans plier. Si le tableau est plié, créer un espace approprié en insérant une spatule entre le crâne et dura. Si la flexion est dû à la taille relativement petite du cerveau, couper certains des électrodes.
   10. Fixer les électrodes de référence et au sol avec une acrylique dentaire. Placer les électrodes de référence dans l’espace épidural et l’électrode de masse sur la surface crânienne. Les deux contacts doivent faire face le crâne.
   11. Remettre la pièce osseuse et fixer le tenon connecteur et la tête avec un crâne d’acrylique dentaire sur les vis.
   12. Suture de la peau avec du nylon 6-0 sur le front et l’arrière tête et fixer la peau sur les côtés du connecteur à l’aide de fermetures de la peau.
3. Procédures post-implantatoire
   1. Retirer l’animal du cadre stéréotaxique. Veiller à ce que l’animal reste chaud et fourni avec de l’oxygène aux étapes suivantes.
   2. Immédiatement après la chirurgie, injecter l’animal avec meloxicam (i.m. 0,3 mg/kg) pour diminuer la douleur postopératoire. Administrer un anti-inflammatoire corticoïdes (dexaméthasone ; i.m. 2,0 mg/kg) et la perfusion sous-cutanée (solution de Ringer amorcez ; 5,0 mL), y compris la famotidine (0,5 mg/kg) comme un gastroprotectant.
      Remarque : Une administration concomitante d’AINS avec des stéroïdes a un potentiel d’effets secondaires gastro-intestinaux.
   3. Après que l’animal a récupéré (confirmer par fréquence cardiaque et SpO2), supprimer la surveillance des signes vitaux et transférer l’animal dans l’ICU pendant 2-3 jours.

3. traitement postopératoire

Remarque : Cela prend généralement de 5 jours pour les animaux à se remettre complètement de la chirurgie.

1. Pour éviter un gonflement de cerveau, administrer la dexaméthasone, un corticostéroïde anti-inflammatoire (2,0 mg/kg) deux fois par jour le premier jour après la chirurgie. Ensuite, réduire la dose de 1,5 mg/kg deux fois par jour sur les deuxième et troisième jours et 1 mg/kg deux fois par jour le quatrième jour.
2. Administrer le soulagement de la douleur (meloxicam ; 0,1 mg/kg par voie orale une fois par jour) et un antihemorragiques (sulfonate de sodium carbazochrome hydrate, i.m. de 0,2 mg/kg, deux fois par jour) pendant 5 jours après la chirurgie.
   Remarque : Dans notre cas, 1 à 2 jours après la chirurgie, des ouistitis (3 sur 6) est devenu moins actif et régurgitation. Cela peut être dû à une hypertension intracrânienne en raison d’un caillot de sang. Lorsque ouistitis présenté ces symptômes, nous a rouvert la tête et supprimé le caillot sous anesthésie générale (alfaxalone). Si il n’y avait aucune flexion du tableau ECoG pendant l’implantation, le caillot sanguin était probablement dans l’espace entre le tableau et où la pièce osseuse a été retournée. Dans ce cas, le caillot de sang peut être lavé, décédé en exécutant saline dans l’espace à l’aide d’un cathéter. Cette procédure conduit généralement à la récupération chez l’animal.
3. Identification des emplacements de l’électrode
   1. Environ 1 semaine après la chirurgie, effectuer un balayage de tomodensitométrie (TDM) ordinateur de tête de l’animal.
      Remarque : Il s’agit d’une bonne occasion de vérifier si les signaux peuvent être enregistrés correctement. Ouvrir le boîtier de connecteur et retirer les caillots de sang s’ils sont présents.
   2. Aligner les IRM pondérées en T2 pour coordonnées stéréotaxiques utilisant AFNI logiciel¹⁸ (https://afni.nimh.nih.gov) (Figure 3 a). Aligner l’image de CT d’images IRM anatomiques pondérées en T2 avec Alvarez (Figure 3 b). S’inscrire à un atlas de cerveau ouistiti au MRI (Figure 3) avec Alvarez et fourmis¹⁹.

Résultats

Le tableau ECoG ensemble-corticale peut capturer simultanément l’activité neuronale de l’intégralité d’un hémisphère. La figure 4 montre des exemples de potentiels évoqués auditifs (SPEA) de multiples zones auditives dans un ouistiti éveillé. ECoG enregistrements ont été effectués dans des conditions d’écoute passives. Chaque ouistiti a été exposé à des stimuli auditifs, qui se composait de sons purs randomisés avec 20 types de fré...

Discussion

Pour une implantation réussie, animaux devrait être fourni avec une nutrition adéquate avant et après la chirurgie. Courte durée de fonctionnement est également important d’optimiser la récupération de l’animal. Préparations devraient être terminées au moins une journée avant la chirurgie. Pour réduire le temps de fonctionnement, une formation préalable de craniotomie avec insertion de tableau des électrodes chez les animaux terminés à d’autres fins expérimentales est recommandée. Le tab...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Beaker (100 cc)			Outocrave
Cotton ball			Outocrave
Absorption triangles	Fine Science Tools Inc.	18105-03	Outocrave
Cotton swab with fine tip	Clean Cross Co., Ltd.	HUBY340 BB-013	Outocrave
Gauze			Outocrave
Towel forceps			Outocrave
Scalpel handle			Outocrave
Needle Holder			Outocrave
Iris Scissor			Outocrave
Micro-Mosquito Forceps			Outocrave
Adson, 1x2 teeth			Outocrave
Bone Curette			Outocrave
Micro spatura	Fine Science Tools Inc.	10091-12	Outocrave
Needle Holders, 12.5cm, Curved, Smooth Jaws	World Precision Instruments	14132	Outocrave
Vessel Dilator, 12cm, 0.1mm tip	Fine Science Tools Inc.	18131-12	Outocrave
Vessel Dilator, 12cm, 0.2 mm tip	Fine Science Tools Inc.	18132-12	Outocrave
Fine-tipped rongeur	Fine Science Tools Inc.	16221-14	Outocrave
Manipurator of a stereotaxic frame			Gas sterilization
Wrench for the manipurator			Gas sterilization
Hand-made fixture for the connector			Gas sterilization
Silicon cup for dental acril			Gas sterilization
Silicon cup hlder			Gas sterilization
Paintbrush			Gas sterilization
Pencil			Gas sterilization
Micro screw, 1.4 mm x 2.0 mm	Nippon Chemical Screw Co., Ltd.	PEEK/MPH-M1.4-L2	Gas sterilization
Screw driver for the micro screw			Gas sterilization
Micromotor handpiece of a drill			Gas sterilization
Stainless steel burr, 1.4 mm			Gas sterilization
Stainless steel burr, 1.0 mm			Gas sterilization
Drill bit, 1.2 mm			Gas sterilization
Rubber air blower			Gas sterilization