Obtention d’un rétablissement rapide des poumons combinée à une perfusion régionale normamique abdominale dans le cadre d’un don contrôlé après une mort circulatoire

Résumé

Le protocole combine une technique de récupération rapide de refroidissement pulmonaire avec une perfusion régionale normothermique abdominale pour l’obtention de greffes abdominales chez des donneurs asystoles contrôlés, ce qui est une méthode sûre et utile pour élargir le bassin de donneurs.

Résumé

Le don contrôlé après mort circulatoire (cDCD) a contribué à augmenter le nombre de donneurs dans le monde entier. Les expériences publiées au cours des dernières années confirment que les résultats après une transplantation pulmonaire à partir de cDCD sont similaires à ceux des donneurs de mort cérébrale; Cependant, l’utilisation des poumons provenant de donneurs d’asystole reste faible. Plusieurs raisons peuvent être impliquées: des cadres juridiques différents entre les pays et les centres avec différentes interventions pré-mortem, des soins inadéquats aux donneurs de poumons avant l’approvisionnement, ou même une mauvaise expérience des procédures et protocoles cDCD.

Initialement, la technique de récupération rapide était couramment utilisée pour l’obtention d’organes thoraciques et abdominaux dans la cDCD, mais, au cours de la dernière décennie, la perfusion régionale normothermique abdominale (ANRP) avec des dispositifs d’oxygénation par membrane extracorporelle est devenue une méthode utile pour rétablir le flux sanguin vers les organes abdominaux, permettant leur amélioration de la qualité et leur évaluation fonctionnelle avant la transplantation. Cela rend la procédure de don plus complexe et génère des doutes sur les lésions des greffons dues à la double température.

L’objectif de cet article est de décrire un protocole basé sur une expérience en un seul centre avec des donneurs Maastricht III combinant refroidissement pulmonaire récupération rapide dans le thorax et perfusion régionale normothermique abdominale. Des trucs et astuces axés sur les interventions pré-mortem et les techniques de procédure d’obtention pulmonaire sont expliqués. Cela peut aider à minimiser la réticence des professionnels à utiliser cette technique combinée et encourager d’autres centres donneurs à l’utiliser, malgré la complexité accrue de la procédure.

Introduction

Le don après mort circulatoire (DCD) a commencé en Espagne avec des donneurs non contrôlés. En 1996, le premier document de consensus national sur le DCD a été publié comme guide pour la pratique du don non contrôlé après une mort circulatoire¹ (uDCD), établissant également un moratoire sur le don contrôlé après une mort circulatoire (cDCD). En 2012, un nouveau consensus a émergé établissant la base et le cadre législatif de la pratique de la DCDuM et de la cDCD². Actuellement, l’Espagne est l’un des pays les plus actifs dans le domaine de la désertification, atteignant le taux de donneurs après décès circulatoire le plus élevé au monde³. Ce type de donateur représentait près de 35% du total des donateurs en 2021 dans le pays, avec une baisse marquée de l’uDCD et des donateurs étant exclusivement cDCD⁴.

L’obtention d’organes dans la cDCD est généralement effectuée à l’aide de la technique de récupération ultra-rapide⁵. Après la déclaration de décès et lorsque la période de non-contact est écoulée, une sternotomie et une laparotomie rapides sont effectuées. L’aorte abdominale et l’artère pulmonaire sont canulées et rincées avec des solutions de perfusion froide pour préserver les organes abdominaux et thoraciques, et un refroidissement topique est effectué avant le prélèvement⁶. Dans cette situation, la cDCD est caractérisée par les conséquences imprévisibles de l’ischémie chaude, après l’arrêt du traitement de maintien de la vie. Les lésions ischémiques pendant cette période d’hypotension agonique et d’hypoxie progressive, suivies de la période de non-contact après l’arrêt cardiaque, sont encore exacerbées par la période ultérieure d’ischémie froide⁷. Cette combinaison d’ischémie chaude et froide semble être préjudiciable, en particulier aux greffes abdominales 8,9,10^, générant plus de réticence chez les professionnels à l’utilisation de ces organes à partir de donneurs de cDCD.

Pour minimiser ces risques, un modèle de préservation in situ , basé sur les expériences antérieures des équipes espagnoles travaillant dans uCDC¹¹, a été développé avec un intérêt croissant. L’utilisation de systèmes d’oxygénation par membrane extracorporelle (ECMO) pour rétablir le flux sanguin après la mort et avant la récupération du greffon peut inverser les déviations métaboliques résultant de l’ischémie et restaurer la physiologie cellulaire¹². La perfusion régionale normothermique abdominale (ANRP) peut améliorer la qualité des organes endommagés ischémiques dans cDCD¹³. La fonction des organes peut être évaluée et améliorée, ce qui permet une meilleure sélection des greffons abdominaux pour la transplantation.

Des expériences multicentriques internationales récentes fournissent des preuves que l’ANRP par rapport à la technique de récupération rapide (RR) aide à surmonter les limitations traditionnelles de la cDCD, à réduire les taux de complications biliaires post-transplantation, à faciliter la transplantation réussie de foies plus âgés et à améliorer la survie du greffon hépatique^14,15. Dans les reins, il semble améliorer les résultats à court terme avec une fonction de greffon retardée plus faible et des taux de survie du greffon à 1 an^{plus élevés 16}. Avec ces preuves, l’ANRP dans la cDCD a acquis des avantages par rapport à la technique de récupération rapide pour l’obtention de greffes abdominales et est maintenant appliquée dans plusieurs pays européens et d’autres parties du monde^17,18.

L’utilisation de poumons provenant de donneurs de cDCD, cependant, a été rapidement adoptée dans le monde entier. Un temps ischémique chaud fonctionnel pulmonaire allant jusqu’à 60 min ne semble pas affecter la survie¹⁹. Au cours de la dernière décennie, plusieurs centres et expériences multi-institutionnelles ont rapporté des résultats après une transplantation pulmonaire à partir de cDCD comparables à ceux de DBD^20,21. La technique RR est la méthode de routine pour l’obtention des poumons: les poumons sont refroidis par voie topique et retirés après avoir été rincés avec une solution de conservation à froid²².

Les premières expériences combinant ANRP et RR des poumons dans cDCD ont été rapportées par deux groupes du Royaume-Uni^23,24. Des années plus tard, une variante de cette technique ajoutant des interventions pré-mortem a été publiée²⁵. Les résultats présentent cette double technique d’approvisionnement comme sûre et efficace pour les greffes abdominales et thoraciques²⁶. Évidemment, la procédure de don devient plus complexe. Elle nécessite des ressources technologiques et humaines, des capacités organisationnelles suffisantes et a un coût économique plus élevé. Tout cela peut décourager les professionnels de commencer un programme. Le but de cette étude est de présenter un protocole particulièrement axé sur les interventions pré-mortem, la canulation et la mise en place d’un ballonnet d’occlusion aortique, avec des trucs et astuces tirés de l’expérience, et de commenter les différents détails techniques à prendre en compte lors du prélèvement pulmonaire lorsque l’ARNP est utilisé. À l’heure actuelle, au Centre, les donneurs de cDCD sont devenus la principale source de greffes pour la transplantation thoracique et abdominale.

Protocole

Ces interventions sont effectuées au chevet du patient dans l’unité de soins intensifs (USI). Ce protocole suit les directives du comité d’éthique de l’hôpital universitaire Marqués de Valdecilla et est conforme au cadre juridique espagnol concernant les procédures de don. Le consentement éclairé a été obtenu du plus proche parent pour l’enregistrement vidéo des procédures de recherche. La cDCD est envisagée chez les patients présentant des lésions cérébrales catastrophiques, un cœur en phase terminale ou une maladie neurodégénérative pour lesquels la décision d’arrêter le traitement de maintien de la vie (WSLT) a été prise. Les critères d’exclusion et l’évaluation pulmonaire sont les mêmes que pour les donneurs de mort cérébrale (tableau 1).

1. Interventions pré-mortem chez le donneur

1. Héparinisation : administrer par voie intraveineuse un bolus de 300 à 500 UI/kg d’héparine au donneur.
2. Canulation
   REMARQUE: La canulation est effectuée par le chirurgien cardiovasculaire et est une procédure stérile.
   1. Préparez une table d’instrumentation stérile, avec tout le matériel nécessaire (kit ECMO et outils chirurgicaux), ainsi que le système d’électrocautérisation et d’aspiration.
   2. Préparez un champ chirurgical sur l’aine sélectionnée avec une solution désinfectante et des champs stériles.
   3. Faites une incision longitudinale de 8 à 10 cm avec une lame n ° 23, en contrôlant le saignement avec l’électrocautérisation et les clips Liga. Séparez les bords de la plaie avec un rétracteur et procédez à la dissection pour exposer l’artère fémorale et la veine. Embrassez les deux vaisseaux avec des boucles de vaisseaux pour contrôler le saignement.
   4. Choisir les diamètres de canule appropriés en fonction de la taille des récipients et suffisamment grands pour fournir un débit suffisant pour la perfusion des organes et pour éviter les problèmes d’étiage (généralement 21 français).
   5. Canuler la veine fémorale, en introduisant d’abord un fil métallique comme guide, suivi de dilatateurs progressifs pour enfin introduire la canule. Si un saignement est observé, effectuer une suture de cordon de bourse péri canule en polypropylène 4-0 pour le contrôle.
   6. Procédez de la même manière avec l’artère fémorale, en utilisant dans ce cas une canule à double lumière.
   7. Coupez un morceau de 10 cm de la ligne d’entrée ECMO. Insérez un connecteur droit muni d’un verrou Luer muni d’un robinet d’arrêt à trois voies assemblé à une extrémité de la pièce et reliez l’autre extrémité de la pièce à la canule artérielle (Figure 1).
   8. Purger les lignes ECMO. Utilisez une poire d’irrigation avec une solution saline pour remplir les lignes tout en vous connectant avec des canules. Connectez la ligne ECMO de sortie à la canule veineuse et la ligne ECMO d’entrée au connecteur droit avec le robinet d’arrêt à trois voies préalablement assemblé à la canule artérielle. Le robinet d’arrêt à trois voies peut être utilisé pour purger le système (Figure 2).
   9. Maintenez les lignes ECMO serrées. Fixez les deux canules à l’aine avec des sutures en soie de taille 1 pour éviter tout déplacement pendant le transfert.
   10. Placez une conduite de pression surveillée dans la canule de l’artère fémorale et dans l’artère radiale gauche du donneur.
3. Mise en place d’un ballonnet d’occlusion aortique
   1. Prenons, à titre de référence, la distance entre le processus xiphoïde du donneur et l’extrémité distale de la canule artérielle et déterminer la longueur du cathéter à insérer pour atteindre l’aorte descendante thoracique. Placez une marque de référence dans le ballon avec une suture en soie ou un marqueur.
   2. Introduisez un guide métallique à travers la lumière libre de la canule de l’artère fémorale. Continuez avec le cathéter de la même manière, guidé par le fil métallique, et introduisez-le jusqu’à la marque référencée.
   3. Confirmer la position correcte du ballonnet d’occlusion à l’aide d’une radiographie thoracique portable ou d’une fluoroscopie (vérifier les marques radio-opaques du cathéter au-dessus du diaphragme).
   4. Vérifiez le bon fonctionnement du ballonnet d’occlusion en le remplissant avec une seringue à cône de 50 cc avec une solution saline pendant 4-5 s seulement, en confirmant que la pression artérielle de la canule fémorale disparaît tandis que la pression de l’artère radiale gauche est maintenue (Figure 3).
   5. Lorsque le pouls fémoral disparaît, notez le volume de remplissage comme volume minimum à utiliser pour bloquer l’aorte thoracique pendant la PNRA. Si un écoulement est détecté dans la canule fémorale, vérifier à nouveau le positionnement ou le remplissage correct.

2. Arrêt du traitement de maintien de la vie (WLST) et déclaration de décès

1. Transférez le donneur connecté au système ECMO dans la salle d’opération. Préparez et drapez le donneur de manière stérile.
2. Préparez et préparez les solutions et les lignes de préservation pulmonaire et abdominale. Gardez l’équipe chirurgicale nettoyée et stérile et prête dans la salle d’opération adjacente.
3. Utilisez un chronomètre pour enregistrer les temps ischémiques chauds.
   REMARQUE: Le temps ischémique chaud fonctionnel (FWIT), défini comme le temps écoulé entre la pression artérielle systolique <60 mmHg et l’ANRP, est commencé pour les greffes abdominales et l’administration d’une solution de préservation pulmonaire par l’artère pulmonaire pour les poumons (une période de 5 minutes sans contact est incluse). Des limites supérieures de 30 min pour le foie et le pancréas et de 60 min pour les reins et les poumons sont envisagées.
4. Permettre aux proches d’être avec leur proche pendant la WLST jusqu’à la déclaration de décès.
5. Lancez WLST. L’extubation est facultative selon les souhaits du parent. Après la déclaration de décès, conduisez les proches hors de la zone chirurgicale.
6. Après la période de 5 minutes sans contact, remplissez le ballon d’occlusion aortique avec le volume minimum préalablement déterminé qui assure la descente du bloc aortique thoracique.
7. Si la pression de l’artère radiale gauche disparaît, initier l’ANRP. La pression de la canule fémorale se transformera en un flux continu non pulsatile fourni par l’ECMO.
8. Si le débit dans la ligne radiale augmente parallèlement à la pression fémorale, arrêtez la PNRA et vérifiez la position correcte et le remplissage ou serrez l’aorte thoracique après une autre période de 5 minutes sans contact avant de rétablir la PRNA. La PRNA n’est pas commencée tant que l’occlusion aortique n’est pas complètement confirmée.
   REMARQUE: WLST peut être effectué dans la salle d’opération ou dans l’unité de soins intensifs selon la préférence des parents et des proches. S’il est effectué dans l’unité de soins intensifs, après la période de 5 minutes sans contact, le ballon est rempli et la fonction vérifiée, l’ARNP est initié et le donneur est transféré dans la salle d’opération où l’équipe chirurgicale est prête à commencer. Si un dysfonctionnement du ballonnet d’occlusion est détecté, l’ARNP est arrêté jusqu’à ce que l’aorte thoracique soit serrée dans la salle d’opération.

3. Récupération pulmonaire et technique d’approvisionnement

REMARQUE : Les techniques de récupération pulmonaire et d’approvisionnement sont effectuées par le chirurgien thoracique et le coordonnateur de la transplantation (figure 4).

1. Effectuer une sternotomie moyenne: procéder à une incision cutanée verticale médiane de l’encoche suprasternale à la pointe du processus xiphoïde. Étendre l’incision au fascia pectoral et au périoste sternal par électrocautérisation.
2. Divisez le ligament interclaviculaire et créez un plan par dissection digitale derrière le sternum, à la fois au niveau de l’encoche suprasternale et du processus xiphoïde. Divisez le sternum avec une scie électrique. Placez un rétracteur sternal et ouvrez-le soigneusement, en libérant le péricarde de la surface postérieure du sternum. Contrôlez tout point de saignement par électrocautérisation.
3. Dans le même temps, réintuber et ventiler le donneur avec 100% d’oxygène et une pression expiratoire positive de 5 cm H₂O.
4. Si la bronchoscopie n’a pas été réalisée pendant le séjour du donneur à l’USI en tant que manœuvre critique de prise en charge du patient, elle peut être effectuée à ce stade par le deuxième chirurgien de l’équipe thoracique. Pour la bronchoscopie, introduisez un bronchoscope flexible à travers le tube endotrachéal et évaluez l’anatomie, l’aspect des muqueuses et les sécrétions claires.
5. Ouvrez les deux cavités pleurales par incisions longitudinales dans la plèvre médiastinale.
6. S’il y a des doutes ou des problèmes concernant un bloc adéquat des vaisseaux supra-aortiques avec le ballonnet d’occlusion, rétractez le poumon gauche médialement pour exposer et serrer l’aorte thoracique aussi bas que possible en vision directe.
7. Examiner les poumons en effectuant une évaluation visuelle et palpatoire. Inspecter les bulles, les contusions, l’atélectasie, la pneumonie et les tumeurs occultes. Administrer 1 L de solution saline à 4 °C dans les deux cavités pleurales.
8. Réduire la fraction inspirée d’oxygène à 50%. Ouvrez le péricarde avec une incision en T inversé. Rétractez latéralement les bords du péricarde avec 2-0 sutures de soie fixées à la peau avec des pinces anti-moustiques pour exposer les structures cardiaques.
9. Placez une suture de corde de sac à main en polypropylène 4-0 sur l’artère pulmonaire principale sous la bifurcation. Effectuez une artériotomie avec une lame n ° 11 et dilatez avec une pince anti-moustique incurvée.
10. Canuler l’artère pulmonaire (PA) avec une canule droite à angle droit serrée à l’extrémité. Connectez la canule artérielle pulmonaire à la conduite du système d’irrigation, en assemblant un connecteur droit avec un verrou Luer et un robinet d’arrêt à trois voies. Connectez le système d’irrigation à la solution de préservation pulmonaire. Purgez les lignes.
11. Commencez à rincer 50 à 60 mL/kg de solution de conservation à froid de façon antégrade. Commencez à rincer 500 μg de prostaglandine diluée dans 100 mL de solution saline en même temps à travers le robinet d’arrêt à trois voies.
12. Ouvrez directement l’appendice auriculaire gauche ou l’oreillette gauche pour permettre un drainage libre. Si des zones d’atélectasie sont trouvées, recrutez-les avec de courtes prises inspiratoires à une pression de 25-30 cm H₂O.
13. Une fois la conservation terminée, retirez la canule PA. Annoncez au reste de l’équipe l’intention de serrer la veine cava et de commencer l’excision cardiaque.
14. Administrer 1-1,2 L de solution saline au donneur avant de serrer les veines de cava pour éviter une diminution du débit de la pompe due à la perte de retour veineux sanguin du thorax.
15. Placez une pince croisée dans la veine inférieure du cava, en vous assurant qu’il y a suffisamment de moignon pour le foie. Liférer et diviser la veine cava inférieure avec le brin de soie n ° 3.
16. Attacher et diviser la veine cava supérieure caudale à azygote avec le brin de soie n ° 3. Fixez le moignon distal avec une pince.
17. Laissez les pinces rester dans le champ chirurgical, en prenant soin de ne pas les retirer par accident, sinon l’ANRP sera compromise. Excise le reste du cœur d’une manière standard.
18. Après l’excision cardiaque, retirez les poumons en suivant la même procédure qu’avec les donneurs de mort cérébrale, comme décrit ci-dessous.
    1. Divisez les ligaments pulmonaires inférieurs, ouvrez le péricarde postérieur et exposez l’œsophage. Libérer les attaches médiastinales postérieures du poumon avec dissection émoussée, assurant une hémostase prudente.
    2. Disséquer les artères pulmonaires loin de l’aorte. Isolez la trachée au-dessus de la carène et passez une agrafeuse TA autour.
    3. Gonfler les poumons à 50%-60% du volume courant avant de retirer le tube endotrachéal et diviser la trachée. Retirez tout accessoire restant et extrayez le bloc pulmonaire du donneur.
19. Vérifiez soigneusement la cavité thoracique pour détecter tout point de saignement, en particulier la ligature de la veine azygos et la cautérisation des vaisseaux ou des capillaires du médiastin postérieur, des structures paratrachéales et des tissus environnants. Une perte de sang continue peut diminuer le débit de la pompe.
20. Prenez le bloc pulmonaire à la table arrière et procédez à la chirurgie de banc. Séparez les poumons gauche et droit.
21. Avec un cathéter de Foley avec une ampoule gonflée à l’extrémité, effectuer séquentiellement, à travers chaque veine pulmonaire, un rinçage rétrograde avec 0,2-0,25 L de solution de conservation à froid.
22. Emballer chaque poumon dans un premier sac stérile contenant uniquement une solution de conservation au froid, entouré de deux autres sacs en plastique, et conserver dans un réfrigérateur portatif contenant une solution saline glacée à 4 °C.
23. Lorsqu’un système de perfusion pulmonaire ex vivo est indiqué, suivez les étapes ci-dessous pour les connexions de l’appareil à l’artère pulmonaire et à la trachée pendant l’obtention pulmonaire.
    1. Préserver le tronc principal de l’artère pulmonaire et pas seulement sa bifurcation lors de l’approvisionnement.
    2. Si ce n’est pas possible, prenez un morceau de 3-4 cm de l’aorte pour le suturer postérieurement à la bifurcation de l’artère pulmonaire pour remplacer le tronc de l’artère pulmonaire.
    3. Répartir la trachée de quatre à cinq anneaux au-dessus de la carène pour avoir une longueur suffisante pour l’intubation.
    4. Gardez et stockez les poumons en bloc.

4. Perfusion régionale normothermique abdominale

1. Lancez l’ANRP après avoir rempli le ballonnet d’occlusion aortique et vérifié le bon fonctionnement.
2. Fixer les points cibles de surveillance suivants : débit de la pompe = 2-2,5 L/min, pression continue de 60-65 mmHg dans la canule de l’artère fémorale, température = 37 °C, pH = 7,35-7,45, hématocrite >25%.
3. Obtenir des échantillons de sang de la canule de l’artère fémorale avec une seringue de 10 ml après le début de l’ANRP et toutes les 30 minutes pour l’analyse biochimique hépatique et rénale, les taux de lactate sérique, les gaz artériels sanguins et les valeurs d’hématocrite. Maintenir l’ARNP pendant au moins 90-120 min.
4. Jeter le foie si les valeurs de l’alanine transaminase (ALT) ou de l’aspartate transaminase (AST) sont plus de quatre fois supérieures à la limite normale supérieure pendant la PNRA.

5. Récupération hépatique et rénale

REMARQUE: La récupération hépatique et rénale est effectuée par le chirurgien hépatique et le chirurgien rénal, respectivement.

1. Effectuer une laparotomie moyenne: procéder à une incision cutanée verticale médiane le long de la linea alba, du processus xiphoïde (joindre à la sternotomie précédente) au pubis, en courbant l’incision autour de l’ombilic. Utilisez l’électrocautérisation pour disséquer la graisse sous-cutanée et les couches fasciales superficielles jusqu’à la gaine droite.
2. Disséquer à travers les composants antérieur et postérieur de la gaine droite et ouvrir le péritoine pour accéder à la cavité péritonéale. Élargissez l’incision en enfonçant les doigts dans le trou créé, en prenant soin de ne pas blesser les structures sous-jacentes. Placez les rétracteurs pour avoir une exposition adéquate de l’abdomen.
3. Évaluer la qualité macroscopique des organes abdominaux en effectuant des évaluations visuelles et palpatoires. Une biopsie du foie peut être effectuée si une préoccupation est soulevée, comme avec les donneurs de mort cérébrale.
4. Si les valeurs chimiques sont correctes et que l’aspect macroscopique est normal, validez les organes.
5. Arrêtez le périphérique ECMO. Rincer la solution de conservation des organes abdominaux via la canule artérielle fémorale et utiliser la canule veineuse fémorale pour l’exsanguination.
6. Se procurer des organes abdominaux adaptés à la transplantation d’une manière standard comme dans DBD^27,28.

Résultats

Nous avons effectué une analyse descriptive de 30 transplantations pulmonaires effectuées à l’hôpital universitaire Marqués de Valdecilla avec des poumons obtenus à partir de donneurs de cDCD au cours des 2 dernières années, 2020 et 2021. Les caractéristiques démographiques des donateurs et des receveurs, les données techniques, les résultats postopératoires et les résultats à court terme sont présentés ici. Ces résultats sont présentés sous forme de nombres absolus et de pourcentages pour les varia...

Discussion

Bien que l’utilisation simultanée de la perfusion à froid pulmonaire avec ARNP dans la cDCD ait été publiée pour la première fois en 2014, très peu d’expériences ont été décrites pour ce^25,26,29. De plus, l’utilisation des poumons cDCD, quelle que soit la technique utilisée, reste faible dans la plupart des pays.

Les étapes critiques de ce protocole sont l’utilisation d’interven...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vial 5 mL Heparin 1000 UI/mL	ROVI		For donor heparinization
ECMO KIT (MATERIALS FOR CANNULATION)
Artery pressure lines	BEXEN MEDICAL	137.15	Artery pressure line por radial artery and femoral cannula
Bandage scissors	SURGIMEDIC	BC-881R	Shear to cut ECMO lines
Bio-medicus Venous cannula 21 Fr (7.0 mm) x 27.5 in (69.9 cm)	MEDTRONIC	96670-121	Venous cannula
Clhorhexidine solution 2%			Disinfectant solution
ECMO device Maquet Rotaflow	Maquet, Rasttat, Germany		ECMO system
Electrocautery handle	DEXTRO	SW12200
EndoReturn Arterial Cannula Kit  21-23F	Edwards Lifesciences	ER21B, ER23B	Arterial cannula with a doble lumen to ECMO connection and to introduce aortic oclussion balloon
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium medium	ETHICON	MCS30	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium small	ETHICON	MCS20	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Insertion Kit Bio-medicus 180cm	MEDTRONIC	96551	Insertion Kit for ECMO cannulas, with catheter, metal wire guide and dilators
Irrigation pear	MEDLINE	DYNDE 20125	Pear to be filled with saline and purge ECMO lines at the site of connection with cannulas
Luer cone syringe 50cc	CARDIONATUR	60ML	Syringe filled with saline to fill occlusion balloon
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for ECMO cannulas fixation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in femoral vessels or vascular suture
Prolene 5/0 , 60 cm	ETHICON	8325	polypropylene suture for vascular suture
Prolene 5/0, 90 cm	ETHICON	8720	polypropylene suture for vascular suture
Reliant Stent Graft Balloon Catheter 12F	Medtronic, Ireland	AB46	Aortic occlusion balloon introduced through femoral artery. It is used as an endoclamp
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Scapel blade no 23	INTRAVEN	150023
Silicone tube	IBERHOSPITEX	0027224-P	Silicone tube to connect suction system
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand for ligation or bleeding control
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for ligation or bleeding control
straight connector 3/8"x3/8" with Luer lock	ANDOCOR	04CS0022	Piece to connect arterial cannula with ECMO line and the three way stop-cock for pressure line and blood sampling
Surgical pads pack	TEXPOL	146500
Surgical stapler	COVIDIEN	8886803712	Stapler to close surgical wound
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Vessel loop large	MEDLINE	VLMAXR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Vessel loop small	MEDLINE	VLMINR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Yankauer suction terminal 50 V	DEXTROMEDICA	349701	Suction terminal for suction while surgical dissection
SURGICAL TOOLS FOR CANNULATION
Adson retractor 20 cm adn 33 cm
Aortic clamp
Boyd Scissors 18 cm
Dissection forceps without jaws 21 cm
Farabeuf retractor small
Mayo scissors straight 14 cm and 16 cm
Metzembaum scissors 18 cm, 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps straigth and curved
Needle holder 18 cm and 23 cm
Russ dissection forceps 15 cm
Scalpel handle no 23 and no 21,  21 cm
Surgical Dissector 23 cm
MATERIALS FOR LUNG PROCUREMENT
10 cc syringe	BD DISCARDIT	309110
Alprostadil 500 mcgs injectable solution	PFIZER		Prostaglandin injected with lung preservation solution
Disposable GIA cartridge Steril 6/Ca	MEDTRONIC	1141634
Disposable GIA stapler 60/3.8 3/Ca	MEDTRONIC	2802122	Stapler for trachea and bronquial division
Foley catheter 18 Ch Folysil	Folysil, Coloplast	AA6118	urinary catheter employed to canulated pulmonary veins for retrograde perfusion
Lung preservation solution Perfadex 1000 mL	Medisan, Uppsala, Sweeden	19811 ( box of 10 units)	Lung preservation solution
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for pericardium sutures
Paediatric Venous cannula	SORIN GROUP	V132-12	Cannula used for pulmonary artery cannulation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in pulmonary artery
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand to fix arterial cannula with the tourniquet
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for vessel ligation
Sterile bags			To keep and store lungs.
Straigth connector 1,4"/1,4" with luer lock	ANDOCOR	04CS0032	Piece to connect pulmonary artery arterial cannula with preservation line and the three way stop-cock for prostaglandin
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Uromatic set for irrigation double lead	MEDISAVE	TRC4007N	Irrigation system for lung preservation solution
Uromatic set for irrigation single lead	MEDISAVE	TRC4002	Irrigation system for lung preservation solution
SURGICAL TOOLS FOR LUNG PROCUREMENT
Aortic cross- clamp
Battery-powered surgical saw
Cooley vascular clamp
Dissecting forceps 18 cm and 27,9 cm
Finochietto sternal retractor
Metzembaum scissors 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps curved 12,5 cm
Vascular clamps
SURGICAL TOOLS FOR ABDOMINAL ORGAN PROCUREMENT
Adson articulated retractors
Allis forceps 16 cm
Aortic cross-clamps
Boyd scissors 17 cm
Castroviejo needle holder
Cooley Vascular clamps
Crile forceps curved 18 cm
Davis retractor 24.5 cm
DeBakey dissecting forceps 19.7 cm adn 24.1 cm
DeBakey vascular clamps
Dissecting forceps 18 cm and 27.9 cm
Duval forceps 23 cm
Farabeuf retractors
Kidney Trays 300 cc and 500 cc
Kocher forceps straigth 18 cm
Langenbeck retractors 21 cm and 23 cm
Mayo scissors straigth and curved , 17 cm
Mosquito forceps straigth and curved, 12.5 cm
Needle holders 15 cm, 18 cm, 23 cm and 23 cm.
Pean forceps 16 cm
Potts scissors 19cm
Rochester forceps curved 24 cm
Rochester forceps straigth 24 cm
Russ dissection forceps 15 cm and 20 cm
Scalpel handles
Senn-mueller retractor 16 cm