Pour commencer, placez les reins de souris disséqués et fixés dans PBS. Coupez le rein en sections d’un millimètre d’épaisseur à l’aide de la matrice cérébrale. Transférez les tranches à 4% de paraformaldéhyde et fixez-les à quatre degrés Celsius pendant la nuit.
Pour la microscopie à feuille optique, fixez le rein entier en l’immergeant dans 4 % de PFA et en l’incubant à quatre degrés Celsius pendant 48 heures. Pour le nettoyage des tissus, prélever les échantillons de rein dans un tube à centrifuger de 50 millilitres, puis les nettoyer dans un L cubique en agitant à 60 tr/min à 37 degrés Celsius. Remplacez le L cubique par intermittence jusqu’à ce que la transparence optique soit satisfaisante.
Lavez les échantillons trois fois dans du PBS en agitant doucement à température ambiante pendant une heure chacun. Appliquez ensuite R cubique aux échantillons et placez-les pour les agiter pendant six heures. Observez directement les échantillons dégagés ou stockez-les dans des tubes opaques remplis de R cubique à température ambiante pendant une semaine.
