Pour commencer, allumez le stéréomicroscope pour enregistrer le développement des larves de poisson-zèbre entre zéro et sept jours après la fécondation. Préparez de l’agarose à faible point de fusion à 0,8 % avec 150 milligrammes par litre de tricaïne. Une fois l’agarose refroidie à température ambiante, à l’aide d’une pipette de transfert, déplacez le poisson-zèbre anesthésié vers l’agarose.
À l’aide d’une autre pipette de transfert, monter le poisson avec de l’agarose dans un tube d’éthylène propylène fluoré. Fixez le tube avec la larve de poisson-zèbre montée à la platine d’échantillonnage du microscope à feuillet de lumière motorisé à six axes. Immergez le tube dans la chambre d’échantillonnage remplie d’eau E3.
Faites pivoter les larves de poisson-zèbre du côté ventral pour une meilleure visualisation du cœur. Connectez la platine d’échantillonnage motorisée au poste de travail. Et configurez tous les paramètres nécessaires, y compris le mode de déplacement souhaité.
Établissez une connexion entre la caméra CMOS et le poste de travail. Réglez la taille du pas sur 1 micromètre, le nombre total d’images sur 300 et le temps d’exposition sur 5 millisecondes. Ensuite, définissez la région d’intérêt souhaitée.
Allumez le laser et lancez l’imagerie au microscope à feuillet de lumière des larves. Enregistrez 300 images sous forme de séquence d’images 2D pour couvrir trois à cinq cycles cardiaques des larves. Enregistrez une autre séquence d’images de la nouvelle tranche d’échantillon jusqu’à ce que tout le cœur soit couvert.
