Pour commencer, récupérez l’embryon de poisson-zèbre et élevez-le jusqu’à 72 heures après la fécondation dans un incubateur à 28,5 degrés Celsius. Préparez simultanément les produits chimiques à tester à la concentration souhaitée. Examinez les embryons 72 heures après la fécondation.
Retirez les embryons morts ou non éclos. Placez 10 embryons dans chaque boîte de culture tissulaire de six centimètres avec neuf millilitres de milieu E3. On les appelle des plaques d’exposition.
Étiquetez chaque plaque d’exposition avec le nom du composé, la concentration d’exposition et le numéro de répétition. Ajouter un millilitre de solution d’exposition dans chaque plaque, en commençant par la concentration la plus faible et faire tourner doucement la plaque. Pour les composés à faible solubilité, remplacez les 10 millilitres du milieu par la solution d’exposition.
Enregistrez la séquence dans laquelle les solutions composées ont été ajoutées aux embryons, puis incubez les plaques dans la chambre humidifiée d’un incubateur à 28,5 degrés Celsius pendant 48 heures. Pour commencer le test de sursaut par vibration, allumez l’ordinateur et le dispositif de vibration. Créez une feuille de calcul pour le fichier de configuration.
Inclure des renseignements sur l’exposition pour chacune des cinq positions de la plaque, en précisant le composé, la concentration et la répétition. Ouvrez l’interface utilisateur générale, ou le programme GUI, pour le kit de test de sursaut par vibration. Sélectionnez différentes positions dans le programme GUI pour vérifier le mouvement de la caméra et observer la réponse de la caméra.
Retirez la plaque d’échantillon de l’incubateur. Placez-les dans les cinq positions désignées et laissez les embryons s’installer pendant plusieurs minutes. Dans le programme GUI, cliquez sur enregistrer et la nouvelle fenêtre apparaîtra.
Dans cette fenêtre, sélectionnez le fichier de configuration préparé précédemment. Vérifiez que la description de l’échantillon correspond aux exemples de chaque position. Observez la LED s’allumer lorsque l’impulsion sonore est activée par le programme.
Après l’enregistrement, la caméra reviendra à la position un et le logiciel commencera à compresser les fichiers. Remplacez les échantillons mesurés par la série suivante et procédez à la prochaine analyse comme indiqué. Ensuite, prélevez les solutions d’exposition sur toutes les plaques mesurées, en utilisant un tamis pour retenir simultanément les embryons.
Pour lancer l’analyse des données, ouvrez les données vidéo avec un doublage virtuel ou un autre logiciel de visualisation. Évaluez visuellement le nombre d’embryons répondant à l’impulsion sonore. Notez le nom du composé, la répétition, la concentration du composé et le pourcentage d’embryons mobiles dans la feuille de calcul.
Effectuez l’analyse de la concentration de référence à l’aide d’un flux de travail KNIME avec des scripts R intégrés. Une évaluation de l’immotilité chez les embryons de type sauvage non traités a montré une immotilité moyenne de 14,33 % lorsqu’ils sont soumis à un stimulus vibratoire, avec des variations selon les couvées. Les calculs de concentration de référence pour les effets de la tricaïne sur la motilité ont montré une réduction de la motilité à une concentration de 1 %, cessant l’activité au-dessus de 2,5 % avec une concentration de référence de 50 de 164,9 micromolaires.
Un exemple de test sous-optimal a montré des incohérences dans les réponses embryonnaires, ce qui implique des problèmes de développement affectant la robustesse de la réponse de sursaut.
