Pour commencer, placez la lame contenant les tranches de graines déposées dans la matrice dans le spectromètre de masse. Chargez l’exemple d’image et utilisez des marques de stylo de correction pour définir des points d’apprentissage sur le logiciel référencé. Définissez ensuite le facteur de réduction des données de 99 %, enregistrez le fichier FID pour l’étalonnage des données a posteriori et enregistrez la méthode.
Délimitez la zone à analyser à l’aide de l’outil Ajouter une région de mesure de polygone du logiciel du spectromètre de masse. Définissez la largeur du raster sur 100 micromètres. Modifiez les paramètres de la région de mesure en indiquant la méthode enregistrée et enregistrez le cycle d’imagerie.
Lancez ensuite l’acquisition d’images. Utilisez le cluster de matrices et les contaminants connus pour créer une liste de masse dans le logiciel dans l’onglet étalonnage. Ensuite, dans l’onglet étalonnage, ouvrez la liste des masses créées.
Cliquez avec le bouton droit de la souris pour ouvrir une boîte de dialogue et choisissez l’option Définir les masses de verrouillage. Sélectionnez le mode de fenêtre gaussienne avec un élargissement gaussien de 0,5 et un élargissement de ligne de 3,5. Laissez l’étalonnage en ligne non coché.
Réglez le mode sur simple, le seuil sur 1000 et la tolérance de masse sur cinq PPM. Calibrez les données avec le processus et enregistrez un outil de jeu de données série 2D. Après l’étalonnage, ouvrez le fichier MIS à points dans un logiciel compatible et modifiez la normalisation de no norm à RMS ou TIC.
Cliquez sur l’onglet Édition et sélectionnez le filtrage automatique en masse. Remplissez la masse de début et la masse de fin avec le nombre minimum et maximum de Dalton à votre seuil d’intérêt, puis cliquez sur l’icône OK. Sélectionnez le pic d’intérêt en surbrillance dans la liste filtrée, généré avec le nombre correspondant à la valeur de masse d’intérêt dans Dalton.
Modifiez le pourcentage pour mieux visualiser la zone intéressée. Cliquez sur la barre d’échelle d’intensité et les icônes de la carte des couleurs. Cliquez sur la zone de l’image et faites glisser la souris pour positionner la zone d’intérêt.
Modifiez le pourcentage de transparence pour produire une image de signal fusionnée avec l’image de la section de balayage en arrière-plan. Si les analytes à cartographier sont connus, tracez chaque valeur M par Z pour chaque analyte et enregistrez les images générées et le tracé de la moyenne spectrale. Le spectre de masse des tissus des graines d’Euterpe precatoria et d’Euterpe edulis obtenu par MALDI IMS en mode positif est montré ici.
Cette analyse MALDI IMS des graines d’E. precatoria a montré des pics représentant des adduits d’oligomères d’hexoses sans ajout de sel à la matrice. Des dimères d’Hexoses, des trimères, des tétramères, des pentamères, des hexamères et jusqu’à 14 oligomères unitaires ont été identifiés. Les mêmes résultats ont également été obtenus pour les tissus des graines d’E. edulis.
Les boîtes à moustaches pour les deux échantillons indiquent l’intensité maximale de chaque oligomère hexose, trouvé dans l’endosperme de la graine, démontrant leurs distributions, et une teneur légèrement plus élevée d’un degré élevé de polymérisation des oligomères.
