Pour commencer, ajoutez 30 microlitres de billes de Concanavalin-A dans un tube à centrifuger de 1,5 millilitre. Pipeter 300 microlitres de tampon de liaison sur les billes. Retournez le tube plusieurs fois pour bien mélanger, puis placez le tube sur une grille magnétique.
Une fois la solution clarifiée, pipetez le surnageant. Pipetez 300 microlitres de tampon de liaison dans le tube après l’avoir retiré du rack. Retournez à nouveau pour mélanger le contenu du tube.
Répartissez uniformément le contenu du tube dans trois tubes d’une bande de huit tubes PCR, puis placez la bande de tubes sur le support magnétique jusqu’à ce que la solution soit clarifiée. Après avoir retiré le surnageant, pipetez 10 microlitres de tampon de liaison dans les tubes et mélangez. Placez les perles préparées sur de la glace jusqu’à ce que l’on expérimente davantage.
Ensuite, essayez de faire glisser des myoblastes de souris cultivés sur les plaques. Après la centrifugation des cellules, utilisez le vide pour éliminer le surnageant avec le vide. Remettez ensuite le granulé en suspension dans du PBS.
Centrifugez les cellules après avoir effectué un comptage cellulaire de la suspension, puis remettez la pastille en suspension dans un volume adéquat de tampon de lavage pour générer une densité cellulaire de 700 000 cellules par millilitre. Pipetez 100 microlitres de cette suspension cellulaire dans chaque tube de la bande de tube PCR et mélangez bien, puis placez la bande de tube sur un agitateur de mouvement en forme de balançoire pendant 10 minutes à température ambiante pour laisser les billes de Concanavalin-A capturer les cellules. Clarifiez à nouveau le contenu des tubes sur un support magnétique avant de pipeter le surnageant.
Enfin, observez le surnageant au microscope pour évaluer l’efficacité de la liaison des billes de Concanavalin-A avec les cellules.
