Pour commencer, pipetez 1,5 millilitre de la solution d’iodure de propidium de 0,1 milligramme par millilitre dans chaque puits du réseau d’électrodes. Placez un insert dans chaque puits du réseau d’électrodes, en ajustant les pieds de l’insert dans les rainures d’alignement afin que l’insert affleure la surface supérieure du puits. Vissez la carte de circuit imprimé de l’électrode supérieure sur le dessus des puits du réseau d’électrodes et connectez le réseau d’électrodes à l’électroporation du substrat poreux ou dispositif PSEP.
Placez le réseau d’électrodes dans l’incubateur à 37 degrés Celsius pour équilibrer la température. Cliquez sur le menu déroulant à côté de la membrane dans le coin supérieur gauche de l’interface graphique et cliquez sur GBO de 400 nanomètres. Sur le côté droit de l’interface graphique, saisissez-en un dans le champ d’édition de l’heure de post-impulsion durée minute.
Maintenant, cliquez sur le bouton Exécuter et entrez les noms appropriés pour les puits un à trois et quatre à six lorsque vous y êtes invité. Ensuite, cliquez sur OK pour démarrer l’expérience. Au bout d’une heure, retirez le réseau d’électrodes de l’incubateur et transférez les inserts aux emplacements d’origine dans la plaque d’expérience.
Mélangez deux microlitres de Hoechst 33342 et cinq microlitres de calcéine AM avec 123 microlitres de milieux de culture cellulaire dans un tube de 200 microlitres. Pipetez doucement 10 microlitres de la solution de coloration dans chaque insert post-impulsion et replacez les inserts dans l’incubateur pendant cinq minutes. Transférez la plaque de puits sur le support de plaque d’un microscope fluorescent avec un objectif à grossissement 5x.
Image en fond clair et en fluorescence de chaque colorant. Pipeter 1,5 millilitre de milieu de culture cellulaire dans chaque puits du réseau d’électrodes. Placez les inserts d’échantillon de cellule dans les puits un à trois et les inserts de contrôle dans les puits quatre à six, en ajustant les pieds de l’insert dans les rainures d’alignement.
Vissez la carte de circuit imprimé de l’électrode supérieure sur le dessus des puits du réseau d’électrodes et connectez le réseau d’électrodes au dispositif PSEP. Placez le réseau d’électrodes dans l’incubateur à 37 degrés Celsius pour équilibrer la température. Cliquez sur le menu déroulant à côté de la membrane dans le coin supérieur gauche de l’interface graphique et cliquez sur GBO de 400 nanomètres.
Maintenant, cliquez sur le bouton Exécuter et entrez les noms appropriés pour les puits un à trois et quatre à six lorsque vous y êtes invité. Ensuite, cliquez sur OK pour démarrer l’expérience. Au bout d’une heure, retirez le réseau d’électrodes de l’incubateur et transférez les inserts aux emplacements d’origine dans la plaque du puits d’expérience.
Après avoir préparé Hoechst 33342, la calcéine AM et l’iodure de propidium dans un milieu de culture cellulaire, mélangez et pipetez doucement 10 microlitres de la solution de coloration dans chaque insert post-impulsion, puis remettez les inserts dans l’incubateur pendant cinq minutes. À l’aide d’un microscope fluorescent, imagez les inserts de l’échantillon cellulaire en utilisant le fond clair et la fluorescence de chaque colorant. La courbe de santé optimisée n’a montré aucune baisse en dessous de la ligne de base et la plus forte augmentation de l’EIEO.
L’imagerie post-PSEP de la monocouche cellulaire a révélé une mort cellulaire négligeable et une monocouche cellulaire saine entièrement confluente. Les données malsaines optimisées ont entraîné une diminution de la réponse TEEI. L’imagerie post-PSEP a révélé une mort cellulaire quasi nulle et une efficacité d’administration réduite en raison de la diminution du nombre de cellules dans la monocouche.
L’application de formes d’onde non optimisées a entraîné des diminutions significatives de la réponse TEEI, indiquant une mort cellulaire substantielle et une diminution de l’efficacité de l’administration.
