Nous tenons à remercier Keith Shigeteni d&#39;assistance dans l&#39;insectarium et Natasha Sostrom de l&#39;aide pour l&#39;informatique graphique. Ce travail a été financé par l&#39;USDA-ARS. Les opinions, constatations, conclusions ou recommandations exprimées dans cette publication sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les vues de l&#39;USDA. L&#39;USDA est un fournisseur de l&#39;égalité des chances et l&#39;employeur.

1. Préparer des oeufs d&#39;hôte pour la mouche des fruits parasitisme <ol><li> Préparer un substrat pour les œufs de mouches des fruits pour être parasité par la préparation de gélose (alternativement, Gelcarin GP812, FMC Biopolymer, Ewing NJ; une option plus rentable) des plats remplis, 10 cm de longueur par côté et 1,5 cm de profondeur. Préparer agar à une concentration de 9 g par litre d&#39;eau. </li><li> Remplissez les plats à la jante avec de l&#39;agar liquide (environ 70ml), et les laisser refroidir et se solidifier (au moins 45 minutes). </li><li> Une fois les blocs de gélose sont solides, appliquer une seule couche de papier de soie (une seule nappe de tissu batch &quot;préférence&quot; Georgia Pacific), couvrant la partie supérieure de chaque bloc. Le tissu devrait s&#39;en tenir facilement à l&#39;agar-agar en raison de l&#39;humidité de surface. </li><li> Appliquez un volume de 0,5 ml d&#39;oeufs mouche des fruits en suspension dans l&#39;eau à la surface du tissu recouvert de blocs de gélose. Dans notre insectarium, ce qui équivaut à environ 6000 oeufs de Bactrocera dorsalis (12000 œufs par ml). </li><li> Utilisez un 2,5 cm large pinceau propre trempé dans de l&#39;eau pour répandre les oeufs mouche des fruits uniformément sur la surface du tissu. </li><li> Placez les oeufs mouche des fruits dans l&#39;écran du bas de la cage pour permettre parasitoïde ponte. Appuyez sur le dessous de l&#39;écran du bas pour enlever les parasites morts qui peuvent obstruer les oeufs. Il est préférable que l&#39;écran du bas ne touche pas les oeufs. </li><li> Autoriser les parasites à pondre pendant la nuit et la journée suivante, environ 21 heures. C&#39;est un temps suffisant pour un pourcentage élevé des œufs d&#39;être parasité. Une exposition plus longue risques superparasitization. </li></ol> 2. D&#39;incubation et la nymphose de fruits hôte parasité mouches <ol><li> Préparer culture en conteneur en plaçant des blocs de 3 à 3,5 agar préparé des œufs parasités par 1,25 litres d&#39;alimentation mouche des fruits avec des œufs 19 vers le haut. </li><li> Placez le récipient régime alimentaire avec des oeufs sur une colonne montante sur une couche de 1,5 cm de profondeur de vermiculite catégorie fine ou le sable lavé dans un récipient plus grand nymphose. Couvrez le récipient avec un couvercle nymphose et bande les bords du ruban de masquage avec. La vermiculite peut être réutilisée après tamisage (voir ci-dessous). </li><li> S&#39;assurer qu&#39;il ya suffisamment d&#39;espace entre le haut du conteneur alimentation et le couvercle du réservoir pour les larves de la nymphose mouche des fruits à ramper hors et &#39;pop&#39; 20 dans le vemiculite ci-dessous. </li><li> Déplacer les contenants nymphose à une salle à 27 ° C et 80% d&#39;humidité relative (HR) pour une semaine. Conteneurs Couvrir avec un linge sombre pour les quatre premiers jours puis retirez le chiffon pour les jours restants. </li><li> Retirez l&#39;alimentation des larves au bout d&#39;une semaine, une fois les larves ont surgi et entra dans la vermiculite pour la nymphose. S&#39;il ya des larves dans la vermiculite, de leur permettre de se nymphoser nuit. </li><li> Tamiser les nymphes de la vermiculite. Commencez avec un tamis grossier (environ 3 mm) puis utilisez un tamis manuel pour enlever les grumeaux restants de la vermiculite. </li></ol> 3. Tri et sélection <ol><li> Pupa contenant F. arisanus peut être partiellement séparé de mouches des fruits parasités par taille. Recueillir nymphe entre 1,65 et 2,26 mm de diamètre, car elles seront enrichies pour les mouches parasitées. 12 pupes qui sont plus petits contiennent principalement des parasitoïdes trop petits, les grands nymphe contiennent principalement des mouches. Notez également que pour les pupes parasitées le pourcentage de femmes est corrélée positivement avec la taille 12. </li><li> Une variété de méthodes peuvent être employées pour trier par taille des pupes. Nous allons décrire une méthode mécanique utilisant un format personnalisé trieuse 21. </li><li> Placez les pupes dans l&#39;entonnoir au sommet d&#39;un chargeur de vibrations qui se nourrit lentement la trieuse de taille. </li><li> Nourrissez les pupes dans la trieuse de taille, qui se compose d&#39;une paire de barres de roulement légèrement divergentes à un angle de 30 °. La baisse des pupes individuellement par la taille dans un tableau de fentes qui se déversent dans dix récipients séparés à travers un entonnoir. </li><li> Recueillir les nymphes de la tasse dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm et les placer dans une cage d&#39;émergence de 7 jours plus jusqu&#39;à ce que la plupart des mouches ont émergé de la pupe parasités. </li><li> Ensuite, utilisez un ventilateur de séparer pupariums vide de ces insectes contenant encore. </li></ol> 4. F. l&#39;émergence et le maintien arisanus <ol><li> Pour maintenir la colonie de F. arisanus utiliser une cage parasitoïde tenant avec une façade en verre amovible, d&#39;environ 25 cm de longueur par côté. La cage a 1mm 2 de dépistage sur le haut et deux de ses côtés. L&#39;arrière de la cage est couverte d&#39;une feuille de caoutchouc avec un trou de 9 cm pour y accéder. Le fond de la cage a une découpe couvertes à l&#39;intérieur avec de 1-2mm 2 écran suffisamment grand pour permettre le placement de deux blocs de gélose avec des œufs de mouches des fruits pour la ponte des parasitoïdes. </li><li> Les cages devraient également avoir une partie teintée le long du quart inférieur de la façade en verre pour minimiser la lumière qui peut créer surpeuplement parasitoïde le long du front de la cage, ce qui entraîne une mortalité élevée. </li><li> Placer environ 11 g de ces sélectionsTed pupes dans des contenants de plastique d&#39;environ 9 cm de diamètre. Cela devrait produire environ 600 à 700 parasites par cage. Sélection de la taille devrait se traduire par environ 60% de femmes. </li><li> Fixez les couvercles au crible pour les conteneurs. Les couvercles doivent être recouverts de 2 mm 2 de dépistage, ce qui permettra adulte F. arsianus de laisser les conteneurs sur l&#39;émergence, mais contiendra toutes les mouches à fruits restants. </li><li> Maintenir les parasites à 24 ° C et environ 45% HR avec une ventilation 12:12 photopériode et bon. Si une mortalité élevée est observée, le déplacement des cages à l&#39;extérieur pour quelques heures par jour ou augmentant la ventilation peut le réduire. Les parasites doivent être prêtes à pondre en une semaine supplémentaire et ne devraient être productif pour les deux semaines de plus. </li><li> Streak pur miel filé le long du haut de la cage au moins trois fois par semaine ou chaque fois que le miel disponible est sec. Appliquer le miel filé en filets minces en utilisant un doigt. Notez que si les stries sont trop lourds le miel goutte à goutte dans la cage; si trop de lumière le miel se dessèchent rapidement et nécessitent une nouvelle application fréquente. </li><li> Placez les blocs de gélose (10 cm x 10 cm x 4 cm) sur les sommets des cages de fournir l&#39;humidité pour les parasites. Celles-ci doivent être changés deux fois par semaine. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs: Nous rapportons ici les résultats de procédures de contrôle qualité effectué sur la F. USDA-ARS opération de l&#39;élevage arisanus à Hilo, Hawaï entre Janvier 5 et Juin 22, 2010. L&#39;élevage à l&#39;endroit de Hilo sur l&#39;échelle décrite dans cet article la vidéo et le protocole a été initié en août 2009, et les problèmes initiaux et les réglages avec le nouvel emplacement a été pour la plupart résolus par Janvier. Par conséquent, ces données sont représentatives des résultats d&#39;autres chercheurs pourraient obtenir à partir de leur colonie, si elles suivent le protocole tel que décrit et ont l&#39;expérience d&#39;élevage d&#39;insectes en général. Durant cette période, nous étions maintenant une petite colonie de F. arisanus: 4 parasitoïde cages produites par semaine, l&#39;équivalent d&#39;environ 3600 F. arisanus. Une vérification initiale des taux de parasitisme enrichi a été réalisée en prenant un échantillon de 2 g de pupes dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm (enrichi), avant une semaine supplémentaire de développement dans une cage (c&#39;est à dire immédiatement après le régime alimentaire des larves a été enlevé et la pupes tamisée et la taille triés. Nous nous référons à ces comme «nymphes début»). Pendant les trois premiers mois de 2010, la proportion moyenne des parasites dans l&#39;échantillon enrichi était de 0,46 (SD = 0,18). Au cours du trimestre suivant cette moyenne était de 0,58 (SD = 0,08), ce qui reflète la stabilisation de la colonie et les procédures de l&#39;élevage au nouvel emplacement. Notez que les pupes enrichi qui ne sont pas parasités succès sont ceux qui ne produisent pas des émergents et ceux qui produit des mouches. Après une semaine de plus dans la cage de l&#39;enlèvement tenue d&#39;un autre échantillon vides pupariums deux grammes a été prise (&quot;nymphes fin»). Les mouches à fruits représenté moins de 1% de ce deuxième échantillon. Le faible pourcentage de mouches des fruits est partiellement due à la précédente apparition de mouches contre les parasites, donc la plupart des mouches est resté dans le récipient contenant. Enfin, la figure 1 donne le rendement en masse de nymphes de Janvier à Juin 2010. Les rendements sont mesurés à partir de pupes enrichi dans la gamme de taille d&#39;intérêts, 1,65 à 2,26 mm. La grande masse des «premières pupes» au début de l&#39;année indique une forte proportion de mouches des fruits et des pupes non encore levés à cette époque, tandis que des ajustements ont été apportés à la nouvelle installation. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Rendement de l&#39;uranium enrichi (diamètre de 1,65 nymphe 2.26mm) tôt (immédiatement après la sélection de la taille) et «tardif» (après la tenue d&#39;une semaine et la suppression douilles vides) chrysalides à la colonie ARS-USDA F. ariasnus à Hilo, Hawaï , Janvier - Juin 2010

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Nous n&#39;avons pas de conflits d&#39;intérêts à déclarer.

Dans cet article, la vidéo qui accompagne le protocole et nous avons décrit et démontré un protocole optimisé pour l&#39;élevage de F. ariasnus, un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae, dans un laboratoire. Ce protocole a été affiné au fil des ans afin de minimiser la quantité d&#39;équipements de travail et spécialisée nécessaire pour maintenir une colonie. Nous notons que bien établie, une colonie productive et stable de mouches des fruits d&#39;accueil est nécessaire pour toute tentative de parasitoïdes d&#39;élevage. Dans notre insectarium nous utilisons Bactrocera dorsalis comme une mouche à fruit hôte, mais d&#39;autres espèces se sont révélées être des hôtes compétents ainsi 14-17. Plusieurs aspects de F. l&#39;entretien colonie arisanus restent à explorer. Il s&#39;agit notamment du taux d&#39;adaptation de laboratoire dans cette espèce 10, les mécanismes de l&#39;apprentissage des 22 et les changements génétiques qui pourraient survenir avec l&#39;adaptation et les mécanismes qui peuvent être impliqués dans la plasticité volée hôte fruits. Au cours des dix dernières années il ya eu de multiples exemples de la propagation des mouches Dacine travers le monde, en particulier ceux du genre Bactrocera: B. dorsalis en Polynésie française, B. carambolae dans certaines parties de l&#39;Amérique du Sud, B. invadens en Afrique et B. zonata en Afrique et la Méditerranée du Nord. 3,23,18 Tester l&#39;efficacité d&#39;agents de lutte biologiques tels que F. arisanus contre les espèces Bactrocera d&#39;autres devraient être une priorité élevée, et il est notre espoir que l&#39;application des méthodes décrites dans ce protocole et l&#39;article qui accompagne la vidéo, va accélérer la recherche sur F. arisanus dans une large variété d&#39;emplacements 24. Enfin, des recherches plus poussées en utilisant cette méthode comme point de départ peut également fournir des informations importantes à la colonisation de parasitoïdes d&#39;œufs roman 25,1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) est un parasitoïde importante de mouches des fruits Tephritidae pendant au moins deux raisons. Premièrement, il est l&#39;un des trois seuls parasitoïdes opiine connus pour infecter l&#39;hôte lors de la phase 1 oeuf. Deuxièmement, il a une large gamme de potentiels hôtes mouche des fruits. Peut-être en raison de son histoire de vie, F. arisanus a été utilisée avec succès pour le contrôle biologique des mouches des fruits dans plusieurs régions tropicales 2-4. Un obstacle à la large utilisation de F. arisanus pour le contrôle de la mouche des fruits, c&#39;est qu&#39;il est difficile d&#39;établir une colonie de laboratoire stables 5-9. Malgré cette difficulté, dans les années 1990 chercheurs de l&#39;USDA a développé une méthode fiable pour maintenir des populations de laboratoire de F. arisanus 10-12. Il ya un intérêt important dans F. arisanus biologie 13,14, en particulier quant à sa capacité à coloniser une grande variété d&#39;hôtes Tephritidae 14-17; l&#39;intérêt est surtout tirée par la propagation alarmante de ravageurs mouche des fruits Bactrocera vers de nouveaux continents dans la dernière décennie 18. Des recherches plus poussées sur F. arisanus et des déploiements supplémentaires de cette espèce comme agent de lutte biologique bénéficieront d&#39;optimisations et des améliorations des méthodes d&#39;élevage. Dans ce protocole et à l&#39;article vidéo associée, nous décrivons une méthode optimisée pour l&#39;élevage de F. arisanus basée sur une approche décrite précédemment 12. La méthode que nous décrivons ici permet l&#39;élevage de F. arisanus dans une petite échelle, sans l&#39;utilisation de fruits, en utilisant des matériaux disponibles dans les régions tropicales du monde entier et avec des exigences relativement faible du travail manuel.

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An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l&#39;élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.

Un protocole optimisé pour l&#39;élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

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Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K vues.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l'élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.

Vidéo: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

Etudier l&#39;agressivité chez les drosophiles (mouches des fruits)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Recherche

Biologie

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocole pour l&#39;élevage des moustiques (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

Isolement et étude biophysique des cuticules de fruits

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Analyse de fruits instable avec un nez électronique

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Protocole optimisé pour la rétine Wholemount Préparation pour l&#39;imagerie et immunohistochimie

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&amp;#8212;&lt;em&gt;Drosophila melanogaster&lt;/em&gt;

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Outils faits maison simples pour manipuler les mouches des fruits—Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Essai biologique d’application topique pour quantifier la toxicité des insecticides pour les moustiques et les mouches des fruits

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

Méthodes d’élevage du parasitoïde Ganaspis brasiliensis, un agent de lutte biologique prometteur pour la drosophile suzukii envahissante

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

Élevage de guêpes Nasonia exemptes de germes

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Pleins feux sur l’auteur : Optimisation de la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Optimiser la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...