DOZ est soutenu par une subvention accordée par la Fondation Genève. SN a été soutenu par une subvention de bourses postdoctorales de l&#39;Initiative de Pittsburgh du génie tissulaire.

1. Isoler des cellules souches dérivées du tissu adipeux (ASC) Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Isoler adipeux périrénal chez le rat et de l&#39;épididyme et laver avec une solution stérile de Hank saline tamponnée (HBSS) contenant 1% de sérum de veau fœtal (FBS), comme décrit précédemment 6. </li><li> Émincer le tissu et le transfert 1-2 g dans 25 ml de HBSS contenant 1% de FBS dans un tube de 50 ml et centrifuger à 500 g pendant 8 min à température ambiante. </li><li> Recueillir la couche flottante du tissu adipeux et le transfert de 125 ml Erlenmeyer et traiter avec 25 ml de collagénase de type II (200 U / ml) dans du HBSS pendant 45 min à 37 ° C sur un agitateur orbital (125 rpm). </li><li> Retirer soigneusement la fraction liquide (ci-dessous d&#39;huile et de la couche adipeux) et filtrer séquentiellement à travers un filtre de maille en nylon 100-um et 70-um. Centrifuger le filtrat à 500 g pendant 10 min à température ambiante, aspirer le supernatant et laver le culot deux fois avec HBSS mL ​​25. </li><li> Remettre en suspension le culot cellulaire dans 50 ml de milieu de croissance (MesenPRO RS moyen basal) supplémenté avec supplément MesenPRO croissance RS, antibiotiques antimycosiques (100 U / ml de pénicilline G, 100 ug / ml de sulfate de streptomycine, et 0,25 pg / ml d&#39;amphotéricine B) , et 2 mM de L-glutamine et les cellules de pipette en 2 flacons T75 (25 ml / flacon). </li><li> Culture de l&#39;ASC dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C (Passage 2-4 ASC sont utilisés pour toutes les expériences). </li></ol> 2. Préparation Chitosan microsphères (CSM) Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> CSM sont préparés par un procédé de l&#39;eau dans l&#39;huile d&#39;émulsification avec une technique de coacervation ionique à l&#39;aide de notre précédente protocole n ° 6. Émulsionner une solution aqueuse de chitosane (6 ml de 3% p / v chitosane dans 0,5 M d&#39;acide acétique) dans une 100 mL de mélange une phase huileuse comprenant de sojal&#39;huile, le n-octanol (1:2 en volume / volume) et de 5% de sorbitan mono-oléate (travée 80) émulsifiant, en utilisant de tête (1700 tpm) et agitation magnétique (1000 tpm) simultanément, dans des directions opposées. Cette double méthode de mélange assure que les micelles formées très tôt, avant la réticulation se produit peut rester en solution et non pas se déposent au fond. En outre, l&#39;agitation magnétique bar aides en de-agrégation chitosane lors de la formation de micelles et rigidification. </li><li> Le mélange est agité en continu pendant environ 1 heure jusqu&#39;à ce qu&#39;une stable eau-dans-huile est obtenue. Réticulation ionique est initiée par l&#39;ajout de 1,5 ml à 1% p / v d&#39;hydroxyde de potassium dans du n-octanol toutes les 15 minutes pendant 4 h (24 totale ml). </li><li> Après l&#39;achèvement de la réaction de réticulation, lentement décanter la phase huileuse de la CSM mélange contenant et ajouter immédiatement les sphères à 100 ml d&#39;acétone. Laver les sphères avec de l&#39;acétone jusqu&#39;à ce que la phase huileuse est complètement enlevé. </li><li> Sécher les sphères récupérés dans un dessiccateur à vide et de l&#39;anusYZE sans autre traitement. La taille moyenne des particules de CSM, la surface par milligramme et l&#39;unité de volume cubique a été déterminée en utilisant un analyseur de taille de particules. </li><li> Pour les expériences ultérieures, se laver trois fois avec du CSM de l&#39;eau stérile pour éliminer les sels résiduels et stériliser à l&#39;alcool absolu. </li></ol> 3. Détermination du nombre de groupes amino libres dans CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Déterminer le nombre de groupes amino libres présents dans CSM après réticulation ionique en utilisant le test trinitro benzènesulfonique (TNBS) de Bubins et Ofner 7. Incuber 5 mg de microsphères avec 1 ml de solution TNBS 0,5% dans un tube de 50 ml en verre pendant 4 h à 40 ° C et hydrolyser avec l&#39;ajout de 3 ml de HCl 6N à 60 ° C pendant 2h. </li><li> Refroidir les échantillons à température ambiante, et d&#39;extraire les TNBS libres en ajoutant 5 ml d&#39;eau déminéralisée et 10 ml d&#39;éthyléther. </li><li> Chauffer une partie aliquote de 5 ml de la phase aqueuse à 40 ° C dans un bain-marie pendant 15 min à s&#39;évaporer toute l&#39;éther résiduel, refroidir à température ambiante, et diluer avec 15 ml d&#39;eau. </li><li> Mesurer l&#39;absorbance à 345 nm avec un spectrophotomètre utilisant une solution de chitosane TNBS sans que l&#39;ébauche et le chitosane utilisé pour la préparation CSM pour déterminer le nombre total de groupes amino. Estimer le nombre de groupes amino libres du CSM par rapport au chitosane. </li></ol> 4. Chargement en ASC CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Equilibrer 5 mg de CSM stérilisés de l&#39;article 2.5 dans HBSS stériles nuit et ajouter à un 8-um taille des pores membranaires insert plaque de culture (24-puits). </li><li> Après le CSM se sont installés sur la membrane, aspirer délicatement les HBSS et ajouter 300 ul de milieu de croissance à l&#39;intérieur de l&#39;insert et 700 ul de milieu de croissance pour ee extérieur de l&#39;insert. </li><li> Resuspendre ASC à la concentration appropriée (1 x 10 4 à 4 x 10 4) dans 200 pi de milieu de croissance et de semences au cours de la CSM intérieur de l&#39;insert plaque de culture. Le volume final du milieu au sein de l&#39;insert de culture, après le semis, est de 500 pi. </li><li> Incuber la tête de série ASC sur CSM pendant 24 h dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li></ol> 5. Déterminer le pourcentage de chargement ASC et la viabilité cellulaire en CSM Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Après incubation, la collecte du CSM ASC-chargée dans un microtube de 1,5 ml stérile sans perturber les cellules qui ont migré dans la membrane d&#39;insertion. </li><li> Retirez le milieu résiduel et ajouter 250 ul de milieu de croissance frais dans le tube. </li><li> Pour chaque tube ajouter 25 ul MTT [3 - (4,5-dimethylthiozole-2-yl) -2,5-diphényltétrazolium]solution (5 mg / ml) et incuber pendant 4 h dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Après incubation, éliminer le milieu, ajouter 250 ul de diméthylsulfoxyde, et le vortex le mélange pendant 2-5 min pour solubiliser le complexe de formazan. </li><li> Centrifuger le CSM à 2700 x g pendant 5 min, et de déterminer l&#39;absorbance surnageant mesurée à 570 nm en utilisant 630 nm comme référence. </li><li> Déterminer le nombre de cellules associée avec le CSM par rapport à la valeur d&#39;absorbance obtenue à partir des numéros connus de l&#39;ASC viable. </li></ol> 6. Caractériser ASC-CSM-Embedded gel de collagène Remarque: Toutes les procédures ont été réalisées à température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Mélange ASC-chargé CSM (5 mg contenant ≈ 2 x 10 4 cellules) avec collagène de type 1 (7,5 mg / ml) extrait à partir du tendon de queue de rat selon la méthode de Bornstein 8 et la fibrillation, après ajustement du pH à 6,8 à l&#39;aide de NaOH 2 N. </li&gt; <li> Ajouter la fibrille collagène-ASC-CSM mélange sur une plaque de 12 puits et incuber pendant 30 min à une 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Après la fibrillation complète, incuber les gels de collagène-ASC-CSM pour un maximum de 14 jours dans un 5% de CO 2 incubateur humidifié à 37 ° C. </li><li> Libération et migration de cellules de CSM dans le gel ont été observés en utilisant des techniques de microscopie standard. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Dans la présente étude, nous avons développé une stratégie in vitro pour produire des cellules souches à partir de chitosane microsphères (CSM) dans un gel de collagène échafaud. CSM poreuse de taille uniforme (175-225 m de diamètre) et la composition ont été préparée et utilisée en tant que supports de cellules (figure 2). Sur incubation ASC avec le CSM, les cellules attaché à une concentration de 2 x 10 4 cells/5mg du CSM. Les cellules étaient capables de se propager au cours de la microsphère, tout en étendant filopodesdans les interstices de la microsphère poreux (figure 3). Une fois que le CSM cellule-chargé ont été mélangées avec le gel de collagène, les cellules immédiatement commencé migrer dans les gels (figure 4). <img alt="Tableau une" src="/files/ftp_upload/3624/3624table1.jpg" /> Tableau 1. Avantages biologiques pour l&#39;utilisation de chitosane et de collagène dans un système de délivrance de cellules souches. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig1.jpg" /> Figure 1. Schéma illustrant la stratégie globale de la double utilisation des ASC-CSM échafaudages de collagène chargés. Les figures 2, 3, et 4 sont annotés dans le schéma pour aider à l&#39;interprétation des images. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig2.jpg" /> Figure 2. Représentation schématique illustrant le processus d&#39;ensemencement des cellules souches sur le chitosane microsphères. Le process implique la co-culture avec ASC CSM dans un 8 - um taille des pores de membrane plaque d&#39;insertion de la culture. Après 24 heures, les microsphères sont retirés de l&#39;insert et sont prêts pour l&#39;enrobage dans une matrice biomatériau. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig3.jpg" /> Figure 3. La caractérisation morphologique des CSM-chargé avec ASC. Groupe A représente la microscopie optique de ASC-chargé CSM, tandis que le panneau B montre le même champ de vision superposée à une image obtenue par microscopie confocale de fluorescence. ASC ont été préchargé avec calcéine AM (vert). Groupe C représente une image d&#39;une image MEB d&#39;une microsphère vide, tandis que le panneau D montre des cellules chargées sur la microsphère (astérisques). L&#39;image TEM dans E panneau montre une section transversale d&#39;un microsphère déchargé. Une multitude de pores et les fissures sont situées tout au long de la microsphère. Groupe F montre une microsphère coupe transversale avec des cellules (flèches) attaché et l&#39;extension des filopodes dans le CREvices. Grossissements originales: A &amp; B = 70X; C = 500x, D = 2.000 x; E &amp; F = 2.500 x. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig4.jpg" /> Figure 4. Migration des ASC du CSM dans l&#39;échafaudage de collagène en trois dimensions. Les panneaux A et B représentent le CSM avec des cellules migrent d&#39;microsphères et dans la matrice de collagène, le jour 3 (A flèches,). Le panneau B montre une culture similaire, après 12 jours. Microscopie électronique à transmission (TEM) des images sont représentées en C, D et E. Les astérisques en C et D montrent une microsphère qui a été coupe transversale avec des cellules migrent de la microsphère (flèches). Un plus fort grossissement du panneau D est représenté dans panneau E, et montre filopodes cellule attachée aux fibrilles de collagène (en médaillon). Le grossissement est de: A &amp; B = 100x; C &amp; D = 6.000 x; E = 20.000 x, encart = 150000 x. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3624/3624fig5.jpg" /> Figure 5.Schéma illustrant les utilisations de vastes CSM en médecine régénérative et la livraison de drogue.

<ol>
	<li>Krampera, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesenchymal+stem+cells+for+bone,+cartilage,+tendon+and+skeletal+muscle+repair.">Mesenchymal stem cells for bone, cartilage, tendon and skeletal muscle repair.</a> Bone. 39, 678-683 (2006).</li><li>Patrick, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+strategies+for+adipose+tissue+repair.">Tissue engineering strategies for adipose tissue repair.</a> Anat. Rec. 263, 361-366 (2001).</li><li>Pountos, I., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+of+mesenchymal+stem+cells.">Biology of mesenchymal stem cells.</a> Injury. 36, S8-S12 (2005).</li><li>Kim, I. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan+and+its+derivatives+for+tissue+engineering+applications.">Chitosan and its derivatives for tissue engineering applications.</a> Biotechnol. Adv. 26, 1-21 (2008).</li><li>Shi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+potential+of+chitosan+and+its+derivatives+in+regenerative+medicine.">Therapeutic potential of chitosan and its derivatives in regenerative medicine.</a> J. Surg. Res. 133, 185-192 (2006).</li><li>Natesan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose-derived+stem+cell+delivery+into+collagen+gels+using+chitosan+microspheres.">Adipose-derived stem cell delivery into collagen gels using chitosan microspheres.</a> Tissue Eng. Part. A. 16, 1369-1384 (2010).</li><li>Bubnis, W. A., Ofner, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+determination+of+epsilon-amino+groups+in+soluble+and+poorly+soluble+proteinaceous+materials+by+a+spectrophotometric+method+using+trinitrobenzenesulfonic+acid.">The determination of epsilon-amino groups in soluble and poorly soluble proteinaceous materials by a spectrophotometric method using trinitrobenzenesulfonic acid.</a> Anal. Biochem. 207, 129-133 (1992).</li><li>Bornstein, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstituted+rattail+collagen+used+as+substrate+for+tissue+cultures+on+coverslips+in+Maximow+slides+and+roller+tubes.">Reconstituted rattail collagen used as substrate for tissue cultures on coverslips in Maximow slides and roller tubes.</a> Lab Invest. 7, 134-137 (1958).</li><li>Benoit, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrin-linked+kinase+production+prevents+anoikis+in+human+mesenchymal+stem+cells.">Integrin-linked kinase production prevents anoikis in human mesenchymal stem cells.</a> J. Biomed. Mater. Res. A. 81, 259-268 (2007).</li><li>Nuttelman, C. R., Tripodi, M. C., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+hydrogel+niches+that+promote+hMSC+viability.">Synthetic hydrogel niches that promote hMSC viability.</a> Matrix Biol. 24, 208-218 (2005).</li><li>Shanmuganathan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+and+characterization+of+chitosan+microspheres+for+doxycycline+delivery.">Preparation and characterization of chitosan microspheres for doxycycline delivery.</a> Carbohydr. Polym. 73, 201-211 (2008).</li><li>Haque, T., Chen, H., Ouyang, W., Martoni, C., Lawuyi, B., Urbanska, A., Prakash, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigation+of+a+new+microcapsule+membrane+combining+alginate,+chitosan,+polyethylene+glycol+and+poly-L-lysine+for+cell+transplantation+applications.">Investigation of a new microcapsule membrane combining alginate, chitosan, polyethylene glycol and poly-L-lysine for cell transplantation applications.</a> Int. J. Artif. Organs. 28, 631-637 (2005).</li><li>Goren, A., Dahan, N., Goren, E., Baruch, L., Machluf, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encapsulated+human+mesenchymal+stem+cells:+a+unique+hypoimmunogenic+platform+for+long-term+cellular+therapy.">Encapsulated human mesenchymal stem cells: a unique hypoimmunogenic platform for long-term cellular therapy.</a> FASEB J. 24, 22-31 (2010).</li><li>Zielinski, B. A., Aebischer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan+as+a+matrix+for+mammalian+cell+encapsulation.">Chitosan as a matrix for mammalian cell encapsulation.</a> Biomaterials. 15, 1049-1056 (1994).</li><li>Girandon, L., Kregar-Velikonja, N., Bo&#382;ikov, K., Barli&#231;, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+Models+for+Adipose+Tissue+Engineering+with+Adipose-Derived+Stem+Cells+Using+Different+Scaffolds+of+Natural+Origin.">In vitro Models for Adipose Tissue Engineering with Adipose-Derived Stem Cells Using Different Scaffolds of Natural Origin.</a> Folia Biol. (Praha). 57, 47-56 (2011).</li><li>Baruch, L., Machluf, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alginate-chitosan+complex+coacervation+for+cell+encapsulation:+effect+on+mechanical+properties+and+on+long-term+viability.">Alginate-chitosan complex coacervation for cell encapsulation: effect on mechanical properties and on long-term viability.</a> Biopolymers. 82, 570-579 (2006).</li><li>Wei, Y., Gong, K., Zheng, Z., Wang, A., Ao, Q., Gong, Y., Zhang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan/silk+fibroin-based+tissue-engineered+graft+seeded+with+adipose-derived+stem+cells+enhances+nerve+regeneration+in+a+rat+model.">Chitosan/silk fibroin-based tissue-engineered graft seeded with adipose-derived stem cells enhances nerve regeneration in a rat model.</a> J. Mater. Sci. Mater. Med. , (2011).</li><li>Wang, Q., Jamal, S., Detamore, M. S., Berkland, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PLGA-chitosan/PLGA-alginate+nanoparticle+blends+as+biodegradable+colloidal+gels+for+seeding+human+umbilical+cord+mesenchymal+stem+cells.">PLGA-chitosan/PLGA-alginate nanoparticle blends as biodegradable colloidal gels for seeding human umbilical cord mesenchymal stem cells.</a> J. Biomed. Mater. Res. A. 96, 520-527 (2011).</li><li>Alves da Silva, M. L., Martins, A., Costa-Pinto, A. R., Correlo, V. M., Sol, P., Bhattacharya, M., Faria, S., Reis, R. L., Neves, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chondrogenic+differentiation+of+human+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+in+chitosan-based+scaffolds+using+a+flow-perfusion+bioreactor.">Chondrogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan-based scaffolds using a flow-perfusion bioreactor.</a> J. Tissue Eng. Regen. Med. , (2010).</li><li>Kang, Y. M., Lee, B. N., Ko, J. H., Kim, G. H., Kang, K. N., Kim da, Y., Kim, J. H., Park, Y. H., Chun, H. J., Kim, C. H., Kim, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+biocompatibility+study+of+electrospun+chitosan+microfiber+for+tissue+engineering.">In vivo biocompatibility study of electrospun chitosan microfiber for tissue engineering.</a> Int. J. Mol. Sci. 11, 4140-4148 (2010).</li><li>Bozkurt, G., Mothe, A. J., Zahir, T., Kim, H., Shoichet, M. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan+channels+containing+spinal+cord-derived+stem/progenitor+cells+for+repair+of+subacute+spinal+cord+injury+in+the+rat.">Chitosan channels containing spinal cord-derived stem/progenitor cells for repair of subacute spinal cord injury in the rat.</a> Neurosurgery. 67, 1733-1744 (2010).</li><li>Leipzig, N. D., Wylie, R. G., Kim, H., Shoichet, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+of+neural+stem+cells+in+three-dimensional+growth+factor-immobilized+chitosan+hydrogel+scaffolds.">Differentiation of neural stem cells in three-dimensional growth factor-immobilized chitosan hydrogel scaffolds.</a> Biomaterials. 32, 57-64 (2011).</li><li>Altman, A. M., Gupta, V., RÃ­os, C. N., Alt, E. U., Mathur, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesion,+migration+and+mechanics+of+human+adipose-tissue-derived+stem+cells+on+silk+fibroin-chitosan+matrix.">Adhesion, migration and mechanics of human adipose-tissue-derived stem cells on silk fibroin-chitosan matrix.</a> Acta Biomater. 6, 1388-1397 (2010).</li><li>Altman, A. M., Yan, Y., Matthias, N., Bai, X., Rios, C., Mathur, A. B., Song, Y. H., Alt, E. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IFATS+collection:+Human+adipose-derived+stem+cells+seeded+on+a+silk+fibroin-chitosan+scaffold+enhance+wound+repair+in+a+murine+soft+tissue+injury+model.">IFATS collection: Human adipose-derived stem cells seeded on a silk fibroin-chitosan scaffold enhance wound repair in a murine soft tissue injury model.</a> Stem Cells. 27, 250-258 (2009).</li><li>Machado, C. B., Ventura, J. M., Lemos, A. F., Ferreira, J. M., Leite, M. F., Goes, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+chitosan-gelatin-chondroitin+porous+scaffold+improves+osteogenic+differentiation+of+mesenchymal+stem+cells.">3D chitosan-gelatin-chondroitin porous scaffold improves osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells.</a> Biomed. Mater. 2, 124-131 (2007).</li></ol>

Aucun des intérêts concurrents financiers existent. Avertissements Les opinions ou affirmations contenues dans ce document sont les opinions personnelles des auteurs et ne doivent pas être interprétées comme officielle ou reflétant les vues du ministère de la Défense ou le gouvernement des États-Unis. Les auteurs sont des employés du gouvernement des États-Unis, et ce travail a été préparé dans le cadre de leurs fonctions officielles. Tous les travaux ont été soutenus par le US Army Medical Research et le Commandement du matériel. Cette étude a été menée selon un protocole révisé et approuvé par le US Army Medical Research et le Commandement du matériel Conseil d&#39;examen du institutionnelle, et en conformité avec le protocole approuvé.

Un obstacle majeur à base de cellules souches est un traitement au point des méthodes efficaces pour la livraison des cellules dans les régions spécifiées pour la réparation. En raison de la variabilité patient à patient, le type de tissu, la taille et la profondeur des blessures, la méthodologie de cellules souches offrant doit être déterminée au cas par cas. Bien que l&#39;incorporation des cellules souches au sein d&#39;une matrice et de les livrer à l&#39;endroit de la plaie semble être une approche lo...

<table border="1" ><tbody><tr><td> Nom du réactif / équipements </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Hanks BalancedSalt Solution (HBSS) </td><td> Gibco </td><td> 14175 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Sérum fœtal bovin </td><td> Hyclone </td><td> SH30071.03 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Collagénase de type II </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C6685 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 70-um filet de nylon filtre </td><td> BD Biosciences </td><td> 352350 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 100 um en filet de nylon filtre </td><td> BD Biosciences </td><td> 352360 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Système MesenPRO moyen de croissance </td><td> Invitrogen </td><td> 12746-012 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> L-glutamine </td><td> Gibco </td><td> 25030 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> T75 flacon de culture tissulaire </td><td> BD Biosciences </td><td> 137787 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Chitosan </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 448869 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acide acétique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 320099 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> N-octanol </td><td> Acros Organics </td><td> 150630025 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Sorbitan-Mono-oléate </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S6760 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Hydroxyde de potassium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P1767 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acétone </td><td> Fisher Scientific </td><td> L-4859 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> L&#39;éthanol </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 270741 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Trinitro benzènesulfonique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P2297 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Acide chlorhydrique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 320331 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Ether éthylique </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 472-484 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> 8-um Insère tissus plaque de culture </td><td> BD Biosciences </td><td> 353097 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Tubes à centrifuger de 1,5 ml </td><td> Pêcheur </td><td> 05-408-129 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Réactif MTT </td><td> Invitrogen </td><td> M6494 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Diméthylsulfoxyde </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D8779 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Qtracker portable kit de marquage (Q Tracker 655) </td><td> Sondes moléculaires </td><td> Q2502PMP </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Collagène de type 1 </td><td> Travigen </td><td> 3447-020-01 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Hydroxyde de sodium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S8045 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Plaques à 12 puits de culture de tissus </td><td> BD Biosciences </td><td> 353043 </td><td> Consommables </td></tr><tr><td> Centrifuger </td><td> Eppendorf </td><td> 5417R </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Orbital Shaker </td><td> Nouveau-Brunswick Scienctific </td><td> C24 </td><td> Équipement </td&gt; </tr><tr><td> Incubateur humidifié avec du CO de l&#39;air-5% 2 </td><td> Thermo Scientific </td><td> Modèle 370 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Agitateur à hélice </td><td> IKA </td><td> Visc6000 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Agitateur magnétique </td><td> Corning </td><td> PC-210 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Dessiccateur à vide </td><td> - </td><td> - </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Analyseur granulométrique </td><td> Malvern </td><td> STP2000 Spraytec </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Bain d&#39;eau </td><td> Fisher Scientific </td><td> Isotemp210 </td><td> Équipement </td&gt; </tr><tr><td> Spectrophotomètre </td><td> Beckman </td><td> Beckman Coulter Spectrophotomètre DU800UV/Visible </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Vortex </td><td> Diagger </td><td> 3030a </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Lecteur de microplaques </td><td> Molecular Devices </td><td> SpectraMax M2 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Lumière / microscope à fluorescence </td><td> Olympe </td><td> IX71 </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope confocal </td><td> Olympe </td><td> FV-500 microscope confocal à balayage laser </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope Electronique à Balayage </td><td> Carl Zeiss MicroImaging </td><td> Leo 435 VP </td><td> Équipement </td></tr><tr><td> Microscope électronique à transmission </td><td> JEOL </td><td> JEOL 1230 </td><td> Équipement </td></tr></tbody></table>

constructing a collagen hydrogel for the delivery of stem cell-loaded chitosan microspheres

Les cellules souches multipotentes ont été révélées extrêmement utiles dans le domaine de la médecine régénérative 1-3. Cependant, afin d&#39;utiliser efficacement ces cellules pour la régénération tissulaire, un certain nombre de variables doivent être prises en compte. Ces variables comprennent: le volume total et de la surface du site d&#39;implantation, les propriétés mécaniques du tissu et le micro-tissu, qui comprend le montant de la vascularisation et les composants de la matrice extracellulaire. Par conséquent, les matériaux utilisés pour la prestation de ces cellules doit être biocompatible avec une composition chimique définie tout en conservant une résistance mécanique qui imite le tissu hôte. Ces matériaux doivent aussi être perméable à l&#39;oxygène et de nutriments pour fournir un microenvironnement favorable à cellules de se fixer et de proliférer. Chitosan, un polysaccharide cationique avec une excellente biocompatibilité, peut être facilement modifiée chimiquement et a une forte affinité pour se lier avec in vivo macromolecules 4-5. Chitosane imite la partie glycosaminoglycane de la matrice extracellulaire, lui permettant de fonctionner en tant que substrat pour l&#39;adhérence cellulaire, la migration et la prolifération. Dans cette étude, nous utilisons le chitosane sous forme de microsphères de produire des cellules souches adipeuses (ASC) dans un collagène en fonction échafaudage tridimensionnel 6. Un idéal de cellule à microsphère rapport a été déterminée par rapport au temps d&#39;incubation et la densité cellulaire de réaliser nombre maximum de cellules qui peuvent être chargés. Une fois l&#39;ASC sont ensemencées sur les microsphères de chitosan (CSM), ils sont intégrés dans un échafaudage de collagène et peut être maintenue en culture pendant de longues périodes. En résumé, cette étude fournit une méthode pour justement offrir des cellules souches au sein d&#39;un échafaudage tridimensionnel biomatériau.

Watch this Scientific Journal Video about Constructing a Collagen Hydrogel for the Delivery of Stem Cell-loaded Chitosan Microspheres at JoVE.com

Constructing a Collagen Hydrogel for the Delivery of Stem Cell-loaded Chitosan Microspheres

Un obstacle majeur dans actuelles thérapies par cellules souches est de déterminer la méthode la plus efficace de fournir à ces cellules de tissus de l&#39;hôte. Ici, nous décrivons une méthode de livraison à base de chitosan qui est efficace et simple dans l&#39;approche, tout en permettant aux cellules souches adipeuses pour maintenir leur multipotence.

Construction d&#39;un hydrogel de collagène pour la prestation de souches microsphères Cell-chargé Chitosan

Multipotent stem cells have been shown to be extremely useful in the field of regenerative medicine1-3. However, in order to use these cells effectively ...

constructing-collagen-hydrogel-for-delivery-stem-cell-loaded-chitosan

Research

JoVE Journal

Bioengineering

16.7K vues.  United States Army Institute of Surgical Research. Un obstacle majeur dans actuelles thérapies par cellules souches est de déterminer la méthode la plus efficace de fournir à ces cellules de tissus de l'hôte. Ici, nous décrivons une méthode de livraison à base de chitosan qui est efficace et simple dans l'approche, tout en permettant aux cellules souches adipeuses pour maintenir leur multipotence.

Vidéo: Constructing a Collagen Hydrogel for the Delivery of Stem Cell-loaded Chitosan Microspheres

Organotypic Collagen I Assay: A Malleable Platform to Assess Cell Behaviour in a 3-Dimensional Context

Cell migration is fundamental to many aspects of biology, including development, wound healing, the cellular responses of the immune system, and metastasis of tumor cells. Migration has been studied on glass coverslips in order to make cellular dynamics amenable to investigation by light microscopy. However, it has become clear that many aspects of cell migration depend on features of the local environment including its elasticity, protein composition, and pore size, which are not faithfully represented by rigid two dimensional substrates such as glass and plastic 1. Furthermore, interaction with other cell types, including stromal fibroblasts 2 and immune cells 3, has been shown to play a critical role in promoting the invasion of cancer cells. Investigation at the molecular level has increasingly shown that molecular dynamics, including response to drug treatment, of identical cells are significantly different when compared in vitro and in vivo 4. 
Ideally, it would be best to study cell migration in its naturally occurring context in living organisms, however this is not always possible. Intermediate tissue culture systems, such as cell derived matrix, matrigel, organotypic culture (described here) tissue explants, organoids, and xenografts, are therefore important experimental intermediates. These systems approximate certain aspects of an in vivo environment but are more amenable to experimental manipulation such as use of stably transfected cell lines, drug treatment regimes, long term and high-resolution imaging. Such intermediate systems are especially useful as proving grounds to validate probes and establish parameters required to image the dynamic response of cells and fluorescent reporters prior to undertaking imaging in vivo 5. As such, they can serve an important role in reducing the need for experiments on living animals.

A method is described for the preparation of a 3-dimensional matrix consisting of collagen type I and primary human fibroblasts. This organotypic gel serves as a useful substrate to assess invasive cell migration because it mimics basic features of tissue stroma and is amenable to many forms of microscopy.

Organotypiques de collagène I Dosage: Une plate-forme malléable pour évaluer le comportement des cellules dans un contexte 3-Dimensional

Cell migration is fundamental to many aspects of biology, including development, wound healing, the cellular responses of the immune system, and ...

Recherche

Bio-ingénierie

An Improved Method for the Preparation of Type I Collagen From Skin

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. Clinically, this protein is widely used for cosmetic surgery, dermal injections, bone grafting, and reconstructive surgery. The sources of COL1 for these procedures are commonly nonhuman, which increases the potential for inflammation and rejection as well as xenobiotic disease transmission. In view of this, a method to efficiently and quickly purify COL1 from limited quantities of autologously-derived tissues would circumvent many of these issues; however, standard isolation protocols are lengthy and often require large quantities of collagenous tissues. Here, we demonstrate an efficient COL1 extraction method that reduces the time needed to isolate and purify this protein from about 10 days to less than 3 hr. We chose the dermis as our tissue source because of its availability during many surgical procedures. This method uses traditional extraction buffers combined with forceful agitation and centrifugal filtration to obtain highly-pure, soluble COL1 from small amounts of corium. Briefly, dermal biopsies are washed thoroughly in ice-cold dH2O after removing fat, connective tissue, and hair. The skin samples are stripped of noncollagenous proteins and polysaccharides using 0.5 M sodium acetate and a high speed bench-top homogenizer. Collagen from residual solids is subsequently extracted with a 0.075 M sodium citrate buffer using the homogenizer. These extracts are purified using 100,000 MW cut-off centrifugal filters that yield COL1 preparations of comparable or superior quality to commercial products or those obtained using traditional procedures. We anticipate this method will facilitate the utilization of autologously-derived COL1 for a multitude of research and clinical applications.

Traditional procedures for the isolation of soluble type 1 collagen (COL1) require about 10 days from start to finish because of lengthy buffer incubations and laborious resuspensions of fibrils. Here, we describe a means to purify COL1 from small dermal biopsies in less than 3 hr.

Un procédé amélioré pour la préparation de collagène de type I de la peau

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an integral part of normal tissue renewal, excessive amount of remodeling activity is involved in tumors, arthritis, and many other pathological conditions. During collagen remodeling, the triple helical structure of collagen molecules is disrupted by proteases in the extracellular environment. In addition, collagens present in many histological tissue samples are partially denatured by the fixation and preservation processes. Therefore, these denatured collagen strands can serve as effective targets for biological imaging. We previously developed a caged collagen mimetic peptide (CMP) that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands by forming triple helical structure, which is unique to collagens. The overall goals of this procedure are i)&#160;to image denatured collagen strands resulting from normal remodeling activities in vivo, and ii) to visualize collagens in ex vivo tissue sections using the photo-triggered caged CMPs. To achieve effective hybridization and successful in vivo and ex vivo imaging, fluorescently labeled caged CMPs are either photo-activated immediately before intravenous injection, or are directly activated on tissue sections. Normal skeletal collagen remolding in nude mice and collagens in prefixed mouse cornea tissue sections are imaged in this procedure. The imaging method based on the CMP-collagen hybridization technology presented here could lead to deeper understanding of the tissue remodeling process, as well as allow development of new diagnostics for diseases associated with high collagen remodeling activity.

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

This procedure demonstrates in vivo near IR fluorescence imaging of collagen remodeling activities in mice as well as ex vivo staining of collagens in tissue sections using caged collagen mimetic peptides that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands.

Imagerie collagène dénaturé Strands<em&gt; In vivo</em&gt; Et<em&gt; Ex vivo</em&gt; Par photo-déclenchée hybridation de Caged collagène Mimetic peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Development of Amelogenin-chitosan Hydrogel for In Vitro Enamel Regrowth with a Dense Interface

Biomimetic enamel reconstruction is a significant topic in material science and dentistry as a novel approach for the treatment of dental caries or erosion. Amelogenin has been proven to be a critical protein for controlling the organized growth of apatite crystals. In this paper, we present a detailed protocol for superficial enamel reconstruction by using a novel amelogenin-chitosan hydrogel. Compared to other conventional treatments, such as topical fluoride and mouthwash, this method not only has the potential to prevent the development of dental caries but also promotes significant and durable enamel restoration. The organized enamel-like microstructure regulated by amelogenin assemblies can significantly improve the mechanical properties of etched enamel, while the dense enamel-restoration interface formed by an in situ regrowth of apatite crystals can improve the effectiveness and durability of restorations. Furthermore, chitosan hydrogel is easy to use and can suppress bacterial infection, which is the major risk factor for the occurrence of dental caries. Therefore, this biocompatible and biodegradable amelogenin-chitosan hydrogel shows promise as a biomaterial for the prevention, restoration, and treatment of defective enamel.

Development of Amelogenin-chitosan Hydrogel for In Vitro Enamel Regrowth with a Dense Interface

In this article, we describe a protocol for fabricating an amelogenin-chitosan hydrogel for superficial enamel reconstruction. Organized in situ growth of apatite crystals in the hydrogel formed a dense enamel-restoration interface, which will improve the effectiveness and durability of restorations.

Le développement de l&#39;Amelogenin-chitosane Hydrogel pour<em&gt; In Vitro</em&gt; Émail repousse avec une interface dense

Biomimetic enamel reconstruction is a significant topic in material science and dentistry as a novel approach for the treatment of dental caries or ...

Microscale Vortex-assisted Electroporator for Sequential Molecular Delivery

Electroporation has received increasing attention in the past years, because it is a very powerful technique for physically introducing non-permeant exogenous molecular probes into cells. This work reports a microfluidic electroporation platform capable of performing multiple molecule delivery to mammalian cells with precise and molecular-dependent parameter control. The system&#8217;s ability to isolate cells with uniform size distribution allows for less variation in electroporation efficiency per given electric field strength; hence enhanced sample viability. Moreover, its process visualization feature allows for observation of the fluorescent molecular uptake process in real-time, which permits prompt molecular delivery parameter adjustments in situ for efficiency enhancement. To show the vast capabilities of the reported platform, macromolecules with different sizes and electrical charges (e.g., Dextran with MW of 3,000 and 70,000 Da) were delivered to metastatic breast cancer cells with high delivery efficiencies (&#62;70%) for all tested molecules. The developed platform has proven its potential for use in the expansion of research fields where on-chip electroporation techniques can be beneficial.

A microfluidic vortex assisted electroporation platform was developed for sequential delivery of multiple molecules into identical cell populations with precise and independent dosage control. The system&#8217;s size based target cell purification step preceding electroporation aided to enhance molecular delivery efficiency and processed cell viability.

Electroporateur pour livraison séquentielle moléculaire microscopique assistée Vortex-

Electroporation has received increasing attention in the past years, because it is a very powerful technique for physically introducing non-permeant ...

Recombinant Collagen I Peptide Microcarriers for Cell Expansion and Their Potential Use As Cell Delivery System in a Bioreactor Model

Tissue engineering is a promising field, focused on developing solutions for the increasing demand on tissues and organs regarding transplantation purposes. The process to generate such tissues is complex, and includes an appropriate combination of specific cell types, scaffolds, and physical or biochemical stimuli to guide cell growth and differentiation. Microcarriers represent an appealing tool to expand cells in a three-dimensional (3D) microenvironment, since they provide higher surface-to volume ratios and mimic more closely the in vivo situation compared to traditional two-dimensional methods. The vascular system, supplying oxygen and nutrients to the cells and ensuring waste removal, constitutes an important building block when generating engineered tissues. In fact, most constructs fail after being implanted due to lacking vascular support. In this study, we present a protocol for endothelial cell expansion on recombinant collagen-based microcarriers under dynamic conditions in spinner flask and bioreactors, and we explain how to determine in this setting cell viability and functionality. In addition, we propose a method for cell delivery for vascularization purposes without additional detachment steps necessary. Furthermore, we provide a strategy to evaluate the cell vascularization potential in a perfusion bioreactor on a decellularized&#160;biological matrix. We believe that the use of the presented methods could lead to the development of new cell-based therapies for a large range of tissue engineering applications in the clinical practice.

We propose a cell expansion protocol on macroporous microcarriers and their use as delivery system in a perfusion bioreactor to seed a decellularized tissue matrix. We also include different techniques to determine cell proliferation and viability of cells cultured on microcarriers. Furthermore, we demonstrate functionality of cells after bioreactor cultures.

Collagène recombinant j’ai microporteurs de Peptide pour l’Expansion des cellules et leur utilisation potentielle comme système de diffusion de cellule dans un bioréacteur modèle

Tissue engineering is a promising field, focused on developing solutions for the increasing demand on tissues and organs regarding transplantation ...

Fabricating a Kidney Cortex Extracellular Matrix-Derived Hydrogel

Extracellular matrix (ECM) provides important biophysical and biochemical cues to maintain tissue homeostasis. Current synthetic hydrogels offer robust mechanical support for in vitro cell culture but lack the necessary protein and ligand composition to elicit physiological behavior from cells. This manuscript describes a fabrication method for a kidney cortex ECM-derived hydrogel with proper mechanical robustness and supportive biochemical composition. The hydrogel is fabricated by mechanically homogenizing and solubilizing decellularized human kidney cortex ECM. The matrix preserves native kidney cortex ECM protein ratios while also enabling gelation to physiological mechanical stiffnesses. The hydrogel serves as a substrate upon which kidney cortex-derived cells can be maintained under physiological conditions. Furthermore, the hydrogel composition can be manipulated to model a diseased environment which enables the future study of kidney diseases.

Here we present a protocol to fabricate a kidney cortex extracellular matrix-derived hydrogel to retain the native kidney extracellular matrix (ECM) structural and biochemical composition. The fabrication process and its applications are described. Finally, a perspective on using this hydrogel to support kidney-specific cellular and tissue regeneration and bioengineering is discussed.

Fabrication d’un Hydrogel de dérivés de matrice extracellulaire rein Cortex

Extracellular matrix (ECM) provides important biophysical and biochemical cues to maintain tissue homeostasis. Current synthetic hydrogels offer robust ...

Doxycycline Loaded Collagen-Chitosan Composite Scaffold for the Accelerated Healing of Diabetic Wounds

One major complication of diabetes mellitus is diabetic wounds (DW). The prolonged phase of inflammation in diabetes obstructs the further stages of an injury leading to delayed wound healing. We selected doxycycline (DOX), as a potential drug of choice, due to its anti-bacterial properties along with its reported anti-inflammatory properties. The current study aims to formulate DOX loaded collagen-chitosan non-crosslinked (NCL) &amp; crosslinked (CL) scaffolds and evaluate their healing ability in diabetic conditions. The characterization result of scaffolds reveals that the DOX-CL scaffold holds ideal porosity, a low swelling &amp; degradation rate, and a sustained release of DOX compared to the DOX-NCL scaffold. The in vitro studies reveal that the DOX-CL scaffold was biocompatible and enhanced cell growth compared with CL scaffold treated and control groups. The anti-bacterial studies have shown that the DOX-CL scaffold was more effective than the CL scaffold against the most common bacteria found in DW. Using the streptozotocin and high-fat diet-induced DW model, a significantly (p&#8804;0.05) faster rate of wound contraction in the DOX-CL scaffold treated group was observed compared to those in CL scaffold treated and control groups. The use of the DOX-CL scaffold can prove to be a promising approach for local treatment for DWs.

The prepared DOX-CL scaffold satisfied the prerequisites of an ideal DW dressing in mechanical strength, porosity, water absorption, degradation rate, sustained release, anti-bacterial, biocompatibility, and anti-inflammatory properties, which are considered to be essential for the recovery of damaged tissue in DWs.

Échafaudage composite collagène-chitosane chargé en doxycycline pour la guérison accélérée des plaies diabétiques

One major complication of diabetes mellitus is diabetic wounds (DW). The prolonged phase of inflammation in diabetes obstructs the further stages of an ...

Preparation and Characterization of Graphene-Based 3D Biohybrid Hydrogel Bioink for Peripheral Neuroengineering

Peripheral neuropathies can occur as a result of axonal damage, and occasionally due to demyelinating diseases. Peripheral nerve damage is a global problem that occurs in 1.5%-5% of emergency patients and may lead to significant job losses. Today, tissue engineering-based approaches, consisting of scaffolds, appropriate cell lines, and biosignals, have become more applicable with the development of three-dimensional (3D) bioprinting technologies. The combination of various hydrogel biomaterials with stem cells, exosomes, or bio-signaling molecules is frequently studied to overcome the existing problems in peripheral nerve regeneration. Accordingly, the production of injectable systems, such as hydrogels, or implantable conduit structures formed by various bioprinting methods has gained importance in peripheral neuro-engineering. Under normal conditions, stem cells are the regenerative cells of the body, and their number and functions do not decrease with time to protect their populations; these are not specialized cells but can differentiate upon appropriate stimulation in response to injury. The stem cell system is under the influence of its microenvironment, called the stem cell niche. In peripheral nerve injuries, especially in neurotmesis, this microenvironment cannot be fully rescued even after surgically binding severed nerve endings together. The composite biomaterials and combined cellular therapies approach increases the functionality and applicability of materials in terms of various properties such as biodegradability, biocompatibility, and processability. Accordingly, this study aims to demonstrate the preparation and use of graphene-based biohybrid hydrogel patterning and to examine the differentiation efficiency of stem cells into nerve cells, which can be an effective solution in nerve regeneration.

In this manuscript, we demonstrate the preparation of a biohybrid hydrogel bioink containing graphene for use in peripheral tissue engineering. Using this 3D biohybrid material, the neural differentiation protocol of stem cells is performed. This can be an important step in bringing similar biomaterials to the clinic.

Préparation et caractérisation de bio-encre d’hydrogel biohybride 3D à base de graphène pour la neuro-ingénierie périphérique

Peripheral neuropathies can occur as a result of axonal damage, and occasionally due to demyelinating diseases. Peripheral nerve damage is a global ...

Fabrication of Size-Controlled and Emulsion-Free Chitosan-Genipin Microgels for Tissue Engineering Applications

Chitosan microgels are of significant interest in tissue engineering due to their wide range of applications, low cost, and immunogenicity. However, chitosan microgels are commonly fabricated using emulsion methods that require organic solvent rinses, which are toxic and harmful to the environment. The present protocol presents a rapid, non-cytotoxic, non-emulsion-based method for fabricating chitosan-genipin microgels without the need for organic solvent rinses. The microgels described herein can be fabricated with precise size control. They exhibit sustained release of biomolecules, making them highly relevant for tissue engineering, biomaterials, and regenerative medicine. Chitosan is crosslinked with genipin to form a hydrogel network, then passed through a syringe filter to produce the microgels. The microgels can be filtered to create a range of sizes, and they show pH-dependent swelling and degrade over time enzymatically. These microgels have been employed in a rat growth plate injury model and were demonstrated to promote increased cartilage tissue repair and to show complete degradation at 28 days in vivo. Due to their low cost, high convenience, and ease of fabrication with cytocompatible materials, these chitosan microgels present an exciting and unique technology in tissue engineering.

The present protocol describes a non-emulsion-based method for the fabrication of chitosan-genipin microgels. The size of these microgels can be precisely controlled, and they can display pH-dependent swelling, degrade in vivo,&#160;and be loaded with therapeutic molecules that release over time in a sustained manner, making them highly relevant for tissue engineering applications.

Fabrication de microgels de chitosane-genipine à taille contrôlée et sans émulsion pour des applications d’ingénierie tissulaire

Chitosan microgels are of significant interest in tissue engineering due to their wide range of applications, low cost, and immunogenicity. However, ...