Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, en Allemagne, des projets C7 et C6) et la IZKF Münster (de l&#39;unité centrale SMAP). Les auteurs sont reconnaissants à Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich et Priebe romaine pour une excellente assistance technique et de Daniel Burkert et Sven Fatum pour la production de radiotraceurs.

1. Récupération de donneur d&#39;organe <ol><li> Mettre en place le microscope stéréotaxique, poids record de la semaine 8-10 rat (donneur et receveur poids corporel doit correspondre). </li><li> Anesthésier le rat donneur (Lewis Brown Norway F1, F1 LBN) utilisant de l&#39;oxygène / inhalation isoflurane (isoflurane 4% / 2 L / min d&#39;oxygène). Maintenir une anesthésie par isoflurane abaissement à 2-2,5%. </li><li> Placez le rat anesthésié sur le pavé de la chirurgie. Fixer les extrémités du rat avec du ruban adhésif sur le tampon et appliquer une pommade ophtalmique (Bepanthen, Bayer) aux yeux du rat. </li><li> Rasage et désinfecter l&#39;abdomen du rat et d&#39;effectuer une incision médiane ventrale du pubis à l&#39;extrémité caudale du foie. Exposer le rein gauche et ses navires en déplaçant soigneusement l&#39;intestin vers le côté droit. Placez une feuille mince de gaze sur le rein gauche et l&#39;humidifier avec une solution saline isotonique réchauffé pour éviter la dessiccation. </li><li> Disséquer soigneusement le tissu adipeux avec Dumont Forceps de pointe est inclinée (SS-Dumont45 Forceps Inox médical, Outils Fine Science, art 11203-25) enveloppant l&#39;uretère gauche. Évitez tout contact direct avec l&#39;uretère, au contraire, mobiliser suffisamment les tissus environnants graisse. </li><li> Séparez la veine rénale gauche de l&#39;artère rénale en utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée. Retirez tous les tissus adipeux et conjonctif de deux navires et cautériser les vaisseaux surrénales et des testicules. </li><li> Disséquer l&#39;aorte et la veine cave inférieure (VCI) au-dessus et au-dessous de sa jonction avec l&#39;artère rénale gauche et la veine, respectivement, et cautériser toutes les artères sortants. </li><li> Fixer l&#39;aorte sus-rénale avec une pince de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-04) au-dessus de l&#39;artère rénale gauche, aussi près que possible de l&#39;artère mésentérique supérieure. Ligaturer l&#39;aorte sous-rénale utilisant la soie chirurgicale (5-0, Vömel, réf. 14739) environ 5 mm au-dessous de l&#39;artère rénale gauche. </li><li> Ligaturer la veine cave inférieure rénal avec de la soie chirurgicale (5-0, Vömel), et serrer la VCI surrénaleavec une pince de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-03). </li><li> Couper la veine rénale aussi près que possible de l&#39;IVC l&#39;aide de ciseaux fins (Iris Ciseaux - ToughCut droite 11,5 cm, Outils Fine Science, art 14058-11). </li><li> Perfuser lentement le rein in situ avec 2 solution de perfusion HTK glacée ml (CUSTODIOL HTK, le Dr Franz Köhler Chemie) par l&#39;insertion d&#39;une canule (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200) dans le aorte sous-rénale. Assurez-vous que les changements de couleur rénales (maintenant olivâtre). </li><li> Tout d&#39;abord, transect l&#39;aorte surrénale, puis l&#39;aorte et enfin l&#39;uretère aussi proche que possible de la vessie. </li><li> Enlever le rein et sa vascularisation avec l&#39;uretère et le ranger dans la solution de perfusion HTK sur la glace. </li><li> Euthanasier le rat des bailleurs de fonds en enlevant les pinces vasculaires et l&#39;excision consécutive du cœur sous anesthésie. </li></ol> 2. Bénéficiaire préparation et la transplantationtion <ol><li> Mettre en place le microscope stéréotaxique, poids record du rat. </li><li> Anesthésier le rat destinataire (Lewis) en utilisant l&#39;isoflurane 4%. Maintenir une anesthésie par isoflurane abaissement à 2-2,5%. </li><li> Placez le rat anesthésié sur le pavé de la chirurgie. Fixer les extrémités du rat avec du ruban adhésif sur le tampon et appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux du rat `. Surveillance et contrôle de la température centrale du corps en utilisant un capteur de température rectale et un coussin chauffant. Pendant la chirurgie contrôler répétitive température, la respiration et le rythme cardiaque de l&#39;animal. </li><li> Rasage et désinfecter l&#39;abdomen et d&#39;effectuer une incision médiane ventrale du pubis à l&#39;extrémité caudale du foie. L&#39;utilisation d&#39;un scalpel forcutting la peau afin de minimiser le traumatisme de la peau. Exposer le rein gauche et ses navires en déplaçant l&#39;intestin vers le côté droit. </li><li> Retirez délicatement la capsule rénale utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée et des cotons-tiges. </li><li> Obstruer l&#39;artère rénale gauche, la veine et de l&#39;uretère à proximité de l&#39;insuffisance rénalehile avec deux ligatures avec du fil chirurgical (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. no. EH6732H). L&#39;excision de la plus grande partie du rein, ne laissant que l&#39;hile rénal. Nettoyer la surface de coupe avec des cotons-tiges et vérifier les saignements. Ajouter un autre ligature si nécessaire. </li><li> Disséquer soigneusement carrément à travers le tissu conjonctif qui couvre la aorte et la veine cave caudale sur le site avec des cotons-tiges. </li><li> Séparez toute nerf visible de l&#39;aorte et la veine cave utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée. </li><li> Disséquer soigneusement à travers la feuille de tissu conjonctif entre l&#39;aorte et la veine cave, en formant deux ouvertures de longueur 4.2 mm: Le dessous de la première ramification des vaisseaux testiculaires, et la seconde une au-dessus de la ramification des vaisseaux iliaques primitives. Cautériser les artères et les veines iliolombaires entre les deux. </li><li> Dessinez un seul fil chirurgical (Mersilene 0;. Ethicon, chat no.EH6665E) par chacune des deux ouvertures. L&#39;utilisation de ces discussions tirent la infrarénaleaorte et la veine cave en douceur vers le côté droit de l&#39;animal pour avoir accès aux navires de ramification sur le site dorsale. Cautériser un de ces bateaux entre les deux ouvertures et retirer les fils chirurgicaux par la suite. </li><li> Ensuite, boucher l&#39;aorte et IVC par l&#39;application horaire de quatre pinces de microchirurgie (Micro Serrefines, Outils Fine Science, art 18055-04) commençant à l&#39;ouverture supérieure de l&#39;aorte et se terminant avec la veine cave supérieure à l&#39;ouverture (Micro Serrefines , Outils de belle science, art 18055-03). </li><li> Ensuite soigneusement percer la fin supérieure de la partie isolée de l&#39;aorte avec une aiguille (27G Microlance 3 ¾, BD, art 302200), insérer la lame inférieure des ciseaux de printemps fine (Vannas Ciseaux de printemps - 3 mm Lames, Beaux Sciences outils, cat.no 15000-00) à travers l&#39;ouverture de ponction et d&#39;effectuer une incision longitudinale brève. Rincez l&#39;aorte isolée avec une solution de perfusion HTK-froid glace pour enlever toute trace de sang restant. </li><li> De même, soigneusement percerla terminaison inférieure de la partie isolée de la veine cave par une aiguille, à insérer la lame inférieure d&#39;un ciseau à ressort bien à travers l&#39;ouverture de la perforation et à effectuer une incision longitudinale se terminant peu au-dessous de l&#39;incision aortique. Encore une fois, rincer la cuve pour éliminer toute trace de sang restant. </li><li> Retirer la greffe de rein de la solution de stockage. Placez-le au-dessous de l&#39;ancien poste du rein gauche, et de s&#39;assurer qu&#39;il est correctement orienté. </li><li> Vérifiez l&#39;orientation de l&#39;artère rénale des greffes et s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de rebondissements. Ensuite, placez une feuille mince de gaze sur la greffe et l&#39;humidifier avec une solution de perfusion HTK glacée pour le refroidir, et pour éviter la dessiccation. </li><li> Fixer l&#39;ouverture de la partie surrénale de la pièce aortique dans laquelle l&#39;artère rénale du greffon s&#39;ouvre sur de fil chirurgical (Ethilon 9-0, Ethicon, chat sans 2809G..) - D&#39;abord à la partie supérieure, puis à l&#39;extrémité inférieure de l&#39;incision de l&#39;aorte. Fermer l&#39;incision dans le sens horaire avec une suture continue avec du fil chirurgical(Ethilon 9-0), Dumont forceps de pointe est inclinée et un porte-aiguille Castroviejo courbe (Outils Fine Science, cat. No. 12061-01). Ensuite, couvrir la première suture avec le tissu conjonctif par une seconde suture continue dans le sens antihoraire. Or, seule la partie inférieure de la pièce de la greffe aortique reste à être fermée. Régulièrement refroidir la greffe avec une solution de perfusion HTK froid glace. </li><li> Perfuser le greffon avec 1 ml de solution de perfusion HTK à froid de la glace à travers une aiguille émoussée inséré dans l&#39;extrémité ouverte de la pièce de greffe aortique valider l&#39;étanchéité et l&#39;intégrité du fil de suture, tout en éliminant le sang restant dans le greffon. Ensuite, ligaturer l&#39;extrémité ouverte de la pièce aortique avec de la soie chirurgicale (5-0, Vömel). </li><li> Vérifiez l&#39;orientation de la veine rénale des greffes et s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de rebondissements. </li><li> Fixer l&#39;ouverture de la veine de la greffe avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0) - d&#39;abord à la partie supérieure, puis à l&#39;extrémité inférieure de l&#39;incision à la veine cave. Fermer l&#39;incisiondans le sens horaire avec une suture continue avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0), Dumont forceps de pointe est inclinée et un porte-aiguille Castroviejo courbe. Régulièrement refroidir la greffe avec une solution de perfusion HTK froid glace. </li><li> Antihoraire retirer les pinces de microchirurgie, en commençant par la veine cave supérieure pince. Après avoir enlevé la dernière clamp aortique, arrêter une hémorragie soigneusement finalement doux avec des cotons-tiges. Après quelques secondes, la greffe se tournera rose-teintées, et les contractions uretric devrait apparaître. </li><li> Pour l&#39;insertion de l&#39;uretère de greffes dans la vessie de l `destinataire retirez délicatement une petite parcelle de la musculature au sommet de la vessie à l&#39;aide d&#39;un ciseau de printemps Vannas (Student Vannas ciseaux de printemps droites, Outils Fine Science, art 91500-09 ). Ensuite, retirez le tissu environnant (essentiellement la graisse) de l&#39;uretère par greffage utilisant Dumont forceps de pointe est inclinée. Par conséquent, prenez soin de la pointe de l&#39;uretère et doucement séparer la graisse, le tissu conjonctif environnant et les vaisseaux embarqués from, il en les tirant dans la direction opposée. Fixer la pointe uretric à l&#39;extrémité d&#39;un fil chirurgical (Prolene 6-0, Ethicon, cat. No. 8697H) et perforer le haut préalablement préparée de la vessie avec l&#39;aiguille fixée. Tirez l&#39;uretère à travers la vessie et le quitter à la base à travers une deuxième perforation. </li><li> Fixer le préalable de l&#39;uretère tissus séparés au sommet de la vessie avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0). Couper le bout de l&#39;uretère avec le fil chirurgical ci-joint et tirer l&#39;uretère arrière dans la vessie en poussant délicatement vers le bas. Ensuite, fermez le deuxième ponction de la vessie avec du fil chirurgical (Ethilon 9-0). </li><li> Près de la paroi abdominale et de la peau par deux sutures continues mais séparées à l&#39;aide de fil de suture chirurgical (Mersilène 0). Désinfecter la plaie à l&#39;aide d&#39;iode Pividon et administrer la buprénorphine (0,1 mg par kg / BW / bid) sc pendant trois jours après la chirurgie pour contrôler la douleur de la plaie. </li></ol> 3. Imaging rejet d&#39;allogreffe<ol><li> Anesthésier rat non à jeun en utilisant l&#39;isoflurane 2-2,5%. </li><li> 30 MBq FDG (30 MBq FDG dans 0,1 ml de NaCl à 0,9%) est administré par voie intraveineuse par cathétérisme d&#39;une veine latérale de la queue à l&#39;aide d&#39;un cathéter 24 G (Braun, Introcan, 4252500-01). Par la suite, purger le cathéter avec une solution de 0,9 ml de NaCl 0,9%. </li><li> Laissez le rat dans un dispositif de retenue sans anesthésie jusqu&#39;au début du balayage et hydrater l&#39;animal par injection intraveineuse de 1 ml de solution de NaCl à 0,9% horaire. </li><li> Rat Re-anesthésier immédiatement d&#39;utiliser l&#39;isoflurane 2% avant la numérisation commence. </li><li> Placez rat anesthésié dans une chambre haute résolution basée sur plusieurs fils animal de compagnie caméra quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, Royaume-Uni). La résolution spatiale de l&#39;analyseur de PET est de 1,0 mm et est constant sur l&#39;ensemble du champ de vue (diamètre 165 mm, longueur axiale, 280 mm). Surveillance et contrôle la température du corps au cours du balayage à l&#39;aide d&#39;un capteur de la température rectale et de l&#39;anesthésie de commande avec un oxymètre d&#39;impulsion. </li><li> Commencez acquisition dynamique pour 60 mà partir de 180 min après FDG-injection pour réduire l&#39;accumulation du traceur dans les reins causées par l&#39;excrétion rénale du FDG. </li><li> Appliquer 5 18 MBq de fluorure F-IV et effectuer un autre TEP immédiatement après l&#39;injection 18 F-fluorure pendant 60 minutes sans déplacer la position du rat dans le scanner d&#39;identification de parenchyme rénal et pour le calcul du F-18 dégagement 5. Reconstruire des images à partir de deux scans. Tracer manuellement un volume d&#39;intérêt (VOI) sur les images reconstruites 2 min après injection 18 F-fluorure (perfusion phase) autour cortex rénal et de transférer le VOI aux images FDG. Exclure soigneusement le bassinet du VOI. Reconstruire des images à partir de deux scans et de tracer manuellement un volume d&#39;intérêt (VOI) autour cortex rénal. Données en mode liste ont été reconstituées en images avec une taille de voxel de 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3. Exclure soigneusement le bassinet du VOI. </li><li> Calculer FDG par le rapport of comptes totaux et le volume et calculer le pourcentage de la dose injectée (% ID). Nous avons utilisé MATLAB (version R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) et imagerie tomographique (TIM) Version 2.8 pour l&#39;analyse d&#39;image. </li></ol>

<ol>
	<li>Wu, O., Levy, A. R., Briggs, A., Lewis, G., Jardine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+rejection+and+chronic+nephropathy:+a+systematic+review+of+the+literature.">Acute rejection and chronic nephropathy: a systematic review of the literature.</a> Transplantation. 87, 1330-1339 (2009).</li><li>Miller, B. F., Gonzales, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplantation+in+the+rat.">Kidney transplantation in the rat.</a> Nature. 194, 309-310 (1962).</li><li>Reuter, S., Schn&#246;ckel, U., Schr&#246;ter, R., Schober, O., Pavenst&#228;dt, H., Sch&#228;fers, M., Gabri&#235;ls, G., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+imaging+of+acute+renal+allograft+rejection+in+rats+using+small+animal+F-FDG-PET.">Non-invasive imaging of acute renal allograft rejection in rats using small animal F-FDG-PET.</a> PLoS. One. 4, e5296 (2009).</li><li>Reuter, S., Schn&#246;ckel, U., Edemir, B., Schr&#246;ter, R., Kentrup, D., Pavenst&#228;dt, H., Schober, O., Schlatter, E., Gabri&#235;ls, G., Sch&#228;fers, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+of+noninvasive+serial+assessment+of+acute+renal+allograft+rejection+by+18F-FDG+PET+to+monitor+treatment+efficiency.">Potential of noninvasive serial assessment of acute renal allograft rejection by 18F-FDG PET to monitor treatment efficiency.</a> J. Nucl. Med. 51, 1644-1652 (2010).</li><li>Schn&#246;ckel, U., Reuter, S., Stegger, L., Schlatter, E., Sch&#228;fers, K. P., Hermann, S., Schober, O., Gabri&#235;ls, G., Sch&#228;fers, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+18F-fluoride+small+animal+PET+to+noninvasively+assess+renal+function+in+rats.">Dynamic 18F-fluoride small animal PET to noninvasively assess renal function in rats.</a> Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 35, 2267-2274 (2008).</li><li>Grabner, A., Schn&#246;ckel, U., Kentrup, D., Sch&#228;fers, M., Reuter, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+Non-Invasive+Molecular+Imaging+of+Acute+Allograft+Rejection+by+Gamma+Scintigraphy+and+Positron+Emission+Tomography.">Strategies for Non-Invasive Molecular Imaging of Acute Allograft Rejection by Gamma Scintigraphy and Positron Emission Tomography.</a> Curr. Radiopharm. 4, 10-23 (2011).</li><li>Racusen, L. C., Solez, K., Colvin, R. B., Bonsib, S. M., Castro, M. C., Cavallo, T., Croker, B. P., Demetris, A. J., Drachenberg, C. B., Fogo, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Banff+97+working+classification+of+renal+allograft+pathology.">The Banff 97 working classification of renal allograft pathology.</a> Kidney Int. 55, 713-723 (1999).</li><li>Edemir, B., Reuter, S., Borgulya, R., Schr&#246;ter, R., Neugebauer, U., Gabri&#235;ls, G., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+rejection+modulates+gene+expression+in+the+collecting+duct.">Acute rejection modulates gene expression in the collecting duct.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 538-546 (2008).</li><li>Velic, A., Gabri&#235;ls, G., Hirsch, J. R., Schr&#246;ter, R., Edemir, B., Paasche, S., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+rejection+after+rat+renal+transplantation+leads+to+downregulation+of+Na++and+water+channels+in+the+collecting+duct.">Acute rejection after rat renal transplantation leads to downregulation of Na+ and water channels in the collecting duct.</a> Am. J. Transplant. 5, 1276-1285 (2005).</li><li>Reuter, S., Velic, A., Edemir, B., Schr&#246;ter, R., Pavenst&#228;dt, H., Gabri&#235;ls, G., Bleich, M., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+role+of+NHE-3+inhibition+in+rat+renal+transplantation+undergoing+acute+rejection.">Protective role of NHE-3 inhibition in rat renal transplantation undergoing acute rejection.</a> Pflugers Arch. 456, 1075-1084 (2008).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Imagerie TEP-FDG est une nouvelle option pour le diagnostic de rejet aigu. En raison de sa nature non invasive et précise, la TEP-FDG est avantages par rapport aux diagnostics classiques de la biopsie au trocart. Contrairement à la taille limitée de l&#39;échantillon d&#39;une biopsie, une analyse FDG-PET toute la greffe. En outre, on peut l&#39;appliquer aux patients sous traitement anticoagulant, et l&#39;on peut effectuer des mesures PET répétitive par exemple pour surveiller l&#39;efficacité du trait...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mathieu Needle Holder - 14 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>12010-14</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>12061-01</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Surgical Scissors - Sharp_Blunt</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>14001-12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>14058-11</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Student Vannas Spring Scissors </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>91500-09</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>15000-00</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>91121-12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11203-25</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>18056-14</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>18055-03</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>18055-04</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Reagent</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v)</td>
 <td>Abott</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) </td>
 <td>Sch&uuml;lke</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Povidone Iodine (e.g. Betaisodona)</td>
 <td>Mundipharma</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen)</td>
 <td>Bayer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Buprenorphin (e.g. Temgesic)</td>
 <td>RB Pharmaceuticals</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK)</td>
 <td>Dr. Franz K&ouml;hler Chemie</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>surgical thread Mersilene 0</td>
 <td>Ethicon</td>
 <td>EH6665E</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>surgical thread Mersilene 4-0</td>
 <td>Ethicon</td>
 <td>EH6732H</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>surgical thread Prolene 6-0</td>
 <td>Ethicon</td>
 <td>8697H</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>surgical thread Ethilon 9-0</td>
 <td>Ethicon</td>
 <td>2809G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>surgical silk 5-0</td>
 <td>V&ouml;mel</td>
 <td>14739</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Canula (e.g. Microlance 3, 27G &frac34;)</td>
 <td>BD</td>
 <td>302200</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18f-fdg pet

Le nombre de patients atteints de maladie rénale en phase terminale, et le nombre de receveurs d&#39;une allogreffe rénale augmente continuellement. Les épisodes de rejet aigu d&#39;allogreffe cellulaire (AR) sont un facteur de mauvais pronostic pour la survie de l&#39;allogreffe à long terme, et son diagnostic précoce est crucial pour la fonction allogreffe 1. À l&#39;heure actuelle, AR ne peut être définitivement diagnostiquée par biopsie à l&#39;aiguille-aiguille, qui, comme une méthode invasive, découvre un risque important de blessure ou même la perte du greffon. De plus, les biopsies ne sont pas réalisables chez les patients prenant des anticoagulants et le site d&#39;échantillonnage limité de cette technique peut entraîner des résultats faussement négatifs si l&#39;AR est focale ou inégale. En conséquence, cela a donné lieu à une recherche permanente de nouvelles méthodes de détection AR, qui doit souvent être fait chez les animaux, y compris l&#39;utilisation de différents modèles de transplantation. Depuis le début des années 60, la transplantation rénale de rat est une méthode expérimentale bien établie pour l&#39;examination et l&#39;analyse des AR 2. Nous ici présents en plus petit animal positron emission tomography (PET) avec 18 F-FDG (FDG) pour évaluer AR dans un uninéphrectomisés modèle transplantation rénale de rat allogénique et proposer imagerie FDG-PET greffe comme une nouvelle option pour un non-invasive, précise et le diagnostic précoce de l&#39;AR aussi pour la situation humaine 3. En outre, cette méthode peut être appliquée pour le suivi pour améliorer la surveillance du rejet de greffe 4.

Histologie Au cours de leucocytes AR, à savoir principalement les lymphocytes T sont recrutés dans la greffe, alors que la gravité du rejet se traduit par le degré d&#39;inflammation. Dans le (PAS) coloration acide périodique Schiff représenté ici (Figure 1), l&#39;allogreffe rénale montre des signes histologiques significatives de AR, à savoir glomérulite, tubulite, endothelialitis et l&#39;infiltration du greffon (Figure 1, ATX POD4) (POD =...

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Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET | Medicine | Video

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

Nous présentons ici un modèle de transplantation rénale chez le rat afin d&#39;évaluer de façon non invasive rejet aigu d&#39;allogreffe utilisant la tomographie par émission de positons au 18F-FDG.

L&#39;imagerie non-invasive de rejet aigu après transplantation rénale Rat aide<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

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Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

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16.9K vues.  University of Münster. Nous présentons ici un modèle de transplantation rénale chez le rat afin d'évaluer de façon non invasive rejet aigu d'allogreffe utilisant la tomographie par émission de positons au 18F-FDG.

Vidéo: Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

Non-invasive Optical Measurement of Cerebral Metabolism and Hemodynamics in Infants

Perinatal brain injury remains a significant cause of infant mortality and morbidity, but there is not yet an effective bedside tool that can accurately screen for brain injury, monitor injury evolution, or assess response to therapy. The energy used by neurons is derived largely from tissue oxidative metabolism, and neural hyperactivity and cell death are reflected by corresponding changes in cerebral oxygen metabolism (CMRO2). Thus, measures of CMRO2 are reflective of neuronal viability and provide critical diagnostic information, making CMRO2 an ideal target for bedside measurement of brain health.
Brain-imaging techniques such as positron emission tomography (PET) and single-photon emission computed tomography (SPECT) yield measures of cerebral glucose and oxygen metabolism, but these techniques require the administration of radionucleotides, so they are used in only the most acute cases.
Continuous-wave near-infrared spectroscopy (CWNIRS) provides non-invasive and non-ionizing radiation measures of hemoglobin oxygen saturation (SO2) as a surrogate for cerebral oxygen consumption. However, SO2 is less than ideal as a surrogate for cerebral oxygen metabolism as it is influenced by both oxygen delivery and consumption. Furthermore, measurements of SO2 are not sensitive enough to detect brain injury hours after the insult 1,2, because oxygen consumption and delivery reach equilibrium after acute transients 3. We investigated the possibility of using more sophisticated NIRS optical methods to quantify cerebral oxygen metabolism at the bedside in healthy and brain-injured newborns. More specifically, we combined the frequency-domain NIRS (FDNIRS) measure of SO2 with the diffuse correlation spectroscopy (DCS) measure of blood flow index (CBFi) to yield an index of CMRO2 (CMRO2i) 4,5.
With the combined FDNIRS/DCS system we are able to quantify cerebral metabolism and hemodynamics. This represents an improvement over CWNIRS for detecting brain health, brain development, and response to therapy in neonates. Moreover, this method adheres to all neonatal intensive care unit (NICU) policies on infection control and institutional policies on laser safety. Future work will seek to integrate the two instruments to reduce acquisition time at the bedside and to implement real-time feedback on data quality to reduce the rate of data rejection.

We combined frequency-domain near-infrared spectroscopy measures of cerebral hemoglobin oxygenation with diffuse correlation spectroscopy measures of cerebral blood flow index to estimate an index of oxygen metabolism. We tested the utility of this measure as a bedside screening tool to evaluate the health and development of the newborn brain.

Non-invasive de mesure optique du métabolisme cérébral et hémodynamique chez les nourrissons

Perinatal brain injury remains a significant cause of infant mortality  and morbidity, but there is not yet an effective bedside tool that can  accurately ...

Recherche

Médecine

Transplantation into the Anterior Chamber of the Eye for Longitudinal, Non-invasive In vivo Imaging with Single-cell Resolution in Real-time

Intravital imaging has emerged as an indispensable tool in biological research. In the process, many imaging techniques have been developed to study different biological processes in animals non-invasively. However, a major technical limitation in existing intravital imaging modalities is the inability to combine non-invasive, longitudinal imaging with single-cell resolution capabilities. We show here how transplantation into the anterior chamber of the eye circumvents such significant limitation offering a versatile experimental platform that enables non-invasive, longitudinal imaging with cellular resolution in vivo. We demonstrate the transplantation procedure in the mouse and provide representative results using a model with clinical relevance, namely pancreatic islet transplantation. In addition to enabling direct visualization in a variety of tissues transplanted into the anterior chamber of the eye, this approach provides a platform to screen drugs by performing long-term follow up and monitoring in target tissues. Because of its versatility, tissue/cell transplantation into the anterior chamber of the eye not only benefits transplantation therapies, it extends to other in vivo applications to study physiological and pathophysiological processes such as signal transduction and cancer or autoimmune disease development.

Transplantation into the Anterior Chamber of the Eye for Longitudinal, Non-invasive In vivo Imaging with Single-cell Resolution in Real-time

A new approach combining intraocular transplantation and confocal microscopy enables longitudinal, non-invasive real-time imaging with single-cell resolution within grafted tissues in vivo. We demonstrate how to transplant pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse eye.

Transplantation dans la chambre antérieure de l&#39;oeil pour longitudinale, non-invasive<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie avec une seule cellule de résolution en temps réel

Intravital imaging has emerged as an indispensable tool in biological research.  In the process, many imaging techniques have been developed to study ...

Non-invasive Imaging and Analysis of Cerebral Ischemia in Living Rats Using Positron Emission Tomography with 18F-FDG

Stroke is the third leading cause of death among Americans 65 years of age or older1. The quality of life for patients who suffer from a stroke fails to return to normal in a large majority of patients2, which is mainly due to current lack of clinical treatment for acute stroke. This necessitates understanding the physiological effects of cerebral ischemia on brain tissue over time and is a major area of active research. Towards this end, experimental progress has been made using rats as a preclinical model for stroke, particularly, using non-invasive methods such as 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) coupled with Positron Emission Tomography (PET) imaging3,10,17. Here we present a strategy for inducing cerebral ischemia in rats by middle cerebral artery occlusion (MCAO) that mimics focal cerebral ischemia in humans, and imaging its effects over 24 hr using FDG-PET coupled with X-ray computed tomography (CT) with an Albira PET-CT instrument. A VOI template atlas was subsequently fused to the cerebral rat data to enable a unbiased analysis of the brain and its sub-regions4. In addition, a method for 3D visualization of the FDG-PET-CT time course is presented. In summary, we present a detailed protocol for initiating, quantifying, and visualizing an induced ischemic stroke event in a living Sprague-Dawley rat in three dimensions using FDG-PET.

Non-invasive Imaging and Analysis of Cerebral Ischemia in Living Rats Using Positron Emission Tomography with 18F-FDG

Brain damage resulting from cerebral ischemia may be non-invasively imaged and studied in rats using pre-clinical positron emission tomography coupled with the injectable radioactive probe, 18F-fluorodeoxyglucose. Further, the use of modern software tools that include volume of interest (VOI) brain templates dramatically increase the quantitative information gleaned from these studies.

Imagerie non invasive et analyse des ischémie cérébrale chez les rats de vie en utilisant la tomographie par émission de positons avec<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG

Stroke is the third leading cause of death among Americans 65 years of age or older1. The quality of life for patients who suffer from a stroke fails to ...

Murine Model for Non-invasive Imaging to Detect and Monitor Ovarian Cancer Recurrence

Epithelial ovarian cancer is the most lethal gynecologic malignancy in the United States. Although patients initially respond to the current standard of care consisting of surgical debulking and combination chemotherapy consisting of platinum and taxane compounds, almost 90% of patients recur within a few years. In these patients the development of chemoresistant disease limits the efficacy of currently available chemotherapy agents and therefore contributes to the high mortality. To discover novel therapy options that can target recurrent disease, appropriate animal models that closely mimic the clinical profile of patients with recurrent ovarian cancer are required. The challenge in monitoring intra-peritoneal (i.p.) disease limits the use of i.p. models and thus most xenografts are established subcutaneously. We have developed a sensitive optical imaging platform that allows the detection and anatomical location of i.p. tumor mass. The platform includes the use of optical reporters that extend from the visible light range to near infrared, which in combination with 2-dimensional X-ray co-registration can provide anatomical location of molecular signals. Detection is significantly improved by the use of a rotation system that drives the animal to multiple angular positions for 360 degree imaging, allowing the identification of tumors that are not visible in single orientation. This platform provides a unique model to non-invasively monitor tumor growth and evaluate the efficacy of new therapies for the prevention or treatment of recurrent ovarian cancer.

We describe a non-invasive animal imaging platform that allows the detection, quantification, and monitoring of ovarian cancer growth and recurrence. This intra-peritoneal xenograft model mimics the clinical profile of patients with ovarian cancer.

Modèle murin pour l&#39;imagerie non invasive pour détecter et surveiller l&#39;ovaire récurrence du cancer

Epithelial ovarian cancer is the most lethal gynecologic malignancy in the United States. Although patients initially respond to the current standard of ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Souris Transplantation rénale: Les modèles de rejet des allogreffes

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). Impaired uptake and metabolism of glucose in multiple organ systems due to insulin resistance is a hallmark of type 2 diabetes. The ability of this technique to extract an image-derived input function from the vena cava using an iterative deconvolution method eliminates the requirement of the collection of arterial blood samples. Fitting of tissue and vena cava time activity curves to a two-tissue, three compartment model permits the estimation of kinetic micro-parameters related to the 18F-FDG uptake from the plasma to the intracellular space, the rate of transport from intracellular space to plasma and the rate of 18F-FDG phosphorylation. This methodology allows for multiple measures of glucose uptake and metabolism kinetics in the context of longitudinal studies and also provides insights into the efficacy of therapeutic interventions.

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

This study describes a protocol that uses 18F-FDG and positron emission tomography/computed tomography (PET/CT) imaging, together with kinetic modelling, to quantify the in vivo, real-time uptake of 18F-FDG into tissues.

La détermination de métabolisme du glucose Kinetics L&#39;utilisation<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG-PET Micro / CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). ...

Transplantation of Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet to Reduce Leakage After Partial Colectomy in A Rat Model

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of clinical efficacy, they are until now imperfect solutions. Stem cell therapy using ASC sheets could provide a solution to this problem. ASCs are considered as promising candidates for promoting tissue healing because of their trophic and immunomodulatory properties. Here, we provide methods to produce high-density ASC sheets, that are transplanted onto a colorectal anastomosis in a rat model to reduce the leakage. ASCs formed cell sheets in thermo-responsive culture dishes that could be easily detached. On the day of the transplantation, a partial colectomy with a 5-suture colorectal anastomosis was performed. Animals were immediately transplanted with 1 ASC sheet per rat. ASC sheets adhered spontaneously to the anastomosis without any glue, suture, or any biomaterial. Animal groups were sacrificed 3 and 7 days postoperatively. Compared to transplanted animals, the incidence of anastomotic abscesses and leakage was higher in control animals. In our model, the transplantation of ASC sheets after colorectal anastomosis was successful and associated with a lower leakage rate.

The preparation and transplantation of adipose tissue derived stem cell (ASC) sheets onto insufficiently sutured colorectal anastomoses in a rat model is presented. This novel application shows that ASC sheets can reduce colorectal anastomosis leakage.

Transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de Rat

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of ...

Whole Body and Regional Quantification of Active Human Brown Adipose Tissue Using 18F-FDG PET/CT

In endothermic animals, brown adipose tissue (BAT) is activated to produce heat for defending body temperature in response to cold. BAT&#39;s ability to expend energy has made it a potential target for novel therapies to ameliorate obesity and associated metabolic disorders in humans. Though this tissue has been well studied in small animals, BAT&#39;s thermogenic capacity in humans remains largely unknown due to the difficulties of measuring its volume, activity, and distribution. Identifying and quantifying active human BAT is commonly performed using 18F-Fluorodeoxyglucose (18F-FDG) positron emission tomography and computed tomography (PET/CT) scans following cold-exposure or pharmacological activation. Here we describe a detailed image-analysis approach to quantify total-body human BAT from 18F-FDG PET/CT scans using an open-source software. We demonstrate the drawing of user-specified regions of interest to identify metabolically active adipose tissue while avoiding common non-BAT tissues, to measure BAT volume and activity, and to further characterize its anatomical distribution. Although this rigorous approach is time-consuming, we believe it will ultimately provide a foundation to develop future automated BAT quantification algorithms.

Whole Body and Regional Quantification of Active Human Brown Adipose Tissue Using 18F-FDG PET/CT

Using free, open-source software, we have developed an analytical approach to quantify total and regional brown adipose tissue (BAT) volume and metabolic activity of BAT using 18F-FDG PET/CT.

Tout le corps et Quantification régionale d’homme actif brun tissu adipeux à l’aide de 18F-FDG TEP/CT

In endothermic animals, brown adipose tissue (BAT) is activated to produce heat for defending body temperature in response to cold. BAT&#39;s ability to ...

Semi-quantitative Assessment Using [18F]FDG Tracer in Patients with Severe Brain Injury

Patients with severe traumatic brain injury (sTBI) have difficulty knowing whether they are accurately expressing their thoughts and emotions because of disorders of consciousness, disrupted higher brain function, and verbal disturbances. As a consequence of an insufficient ability to communicate, objective evaluations are needed from family members, medical staff, and caregivers. One such evaluation is the assessment of functioning brain areas. Recently, multimodal brain imaging has been used to explore the function of damaged brain areas. [18F]-fluorodeoxyglucose positron emission tomography-computed tomography ([18F]FDG-PET/CT) is a successful tool for examining brain function. However, the assessment of brain glucose metabolism based on [18F]FDG-PET/CT is not standardized and depends on several varying parameters, as well as the patient&#39;s condition. Here, we describe a series of semiquantitative assessment protocols for a region-of-interest (ROI) image analysis using self-produced [18F]FDG tracers in patients with sTBI. The protocol focuses on screening the participants, preparing the [18F]FDG tracer in the hot lab, scheduling the acquisition of [18F]FDG-PET/CT brain images, and measuring glucose metabolism using the ROI analysis from a targeted brain area.

Semi-quantitative Assessment Using [18F]FDG Tracer in Patients with Severe Brain Injury

[18F]-fluorodeoxyglucose (FDG) positron emission tomography-computed tomography is useful for studying glucose metabolism related to brain function. Here, we present a protocol for an [18F]FDG tracer set-up and semiquantitative assessment of the region-of-interest analysis for targeted brain areas associated with clinical manifestations in patients with severe traumatic brain injury.

Évaluation semi-quantitative à l’aide de traceurs FDG [18F] chez les Patients atteints de lésions cérébrales graves

Patients with severe traumatic brain injury (sTBI) have difficulty knowing whether they are accurately expressing their thoughts and emotions because of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

Effacement optique et imagerie du tissu rénal immunolabeled

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...