Financement de recherche sur le rein au Royaume-Uni, le Royal College of Surgeons d&#39;Edimbourg et de la Société européenne de transplantation d&#39;organes a soutenu cette étude.

Éthique institutionnels appropriés nationales et locales devraient être en place avant de procéder à des expérimentations animales. En particulier au Royaume-Uni, les expériences suivantes ont été réalisées dans le cadre des Animaux (Scientific Procedures) Act 1986 Lorsque deux microchirurgiens sont disponibles pour faire fonctionner simultanément le chirurgien des bailleurs de fonds doit exécuter les étapes 1.1 à 1.16 puis 3.1 à 3.5, tandis que le chirurgien bénéficiaire effectue de 2,1 à 2,8 . Pour un seul opérateur les étapes peuvent être suivies successivement. 1. donateurs Préparation Remarque: La procédure présentée ici est un donneur C57BL / 6 BM12 et le destinataire souris C57BL / 6 mâles âgés de 8 à 16 semaines avec un poids supérieur à 20 g. Toutefois, cette procédure peut être effectuée de manière reproductible sur une variété de souches de souris. Les données présentées dans la section des résultats représentatifs ont été obtenues à partir de souris C57BL / 6, souris C57BL / 6 / c BM12 et BALB. <ol><li> procédures de conduite using instruments chirurgicaux stériles et consommables (autoclave), avec s&#39;efforce de maintenir la zone d&#39;exploitation aussi stérile que possible. Effectuer la préparation des bailleurs de fonds en même temps que la préparation du destinataire si deux chirurgiens sont disponibles. </li><li> Anesthésier les souris avec une injection intrapéritonéale (aiguille 31G) de médétomidine (0,5 mg / kg) et du chlorhydrate de kétamine (200 mg / kg). Il en résulte un plan anesthésique qui est maintenue pendant 4 h fournissant suffisamment de temps pour l&#39;ensemble de la procédure à exécuter. Anesthésie supplémentaire n&#39;est pas nécessaire. </li><li> Assurez-vous que la souris est anesthésiée (pas de réponse à pincement de l&#39;orteil). </li><li> Raser l&#39;abdomen de la souris et de supprimer toute cheveux dénoués avec du ruban adhésif. </li><li> Placez la souris sur le dos sur un tapis chauffant stérile et drapé lâche immobiliser les membres avec du ruban de masquage stérile. </li><li> Surveiller la souris tout au long de la procédure pour des brûlures thermiques. Si possible utiliser une source de chaleur non-électrique. </li><li> Appliquer un lubrifiant oculaire et sanitize la paroi abdominale avec une solution diluée d&#39;iode. </li><li> Faire une incision médiane dans l&#39;abdomen pour pénétrer dans la cavité péritonéale et insérer un 3 cm Calibri écarteur abdominal. </li><li> Appliquer une solution saline chauffée à garder les intestins et zone chirurgicale humide et éviter le dessèchement inutile des viscères. </li><li> Couvrir la souris avec des champs stériles et déplacer les intestins à la gauche de l&#39;opérateur (droit de la souris) pour exposer l&#39;aorte, la veine cave et rein gauche. </li><li> Appliquer une pince à cliquet à l&#39;estomac et tirez supérieurement à exposer les principaux vaisseaux et rein gauche complètement. Emballage humide écouvillons stériles (2 mm x 2 mm) dans l&#39;abdomen pour rétracter les tissus de la zone chirurgicale, comme les lobes du foie, des vésicules séminales et des intestins. </li><li> Isoler le rein gauche de adventia environnante, la graisse et la glande surrénale gauche dans la cavité péritonéale par crûment la dissection du tissu conjonctif à l&#39;aide de fines pinces de pointe. Placez les pointes fermées de la pince entre les zones NEed à séparer et laisser lentement les conseils de pince pour ouvrir à disséquer l&#39;espace. </li><li> Isoler la veine rénale gauche par ligature, puis en divisant la veine surrénale gauche et gauche veine gonadique avec 9 / O nylon. Placez la suture près de la veine rénale. </li><li> Ligaturer et diviser l&#39;uretère avec 7 / O soie suture près de la vessie laissant la suture se termine longue. Ces longues extrémités de suture seront utilisés lorsque le rein est récoltée et qui sont nécessaires pour l&#39;anastomose urétérale. </li><li> À mobiliser et à disséquer complètement l&#39;aorte et la veine cave inférieure en haut et à l&#39;artère et la veine rénales utiliser pince fine pointe de disséquer carrément vaisseaux lymphatiques et de la graisse de l&#39;avant et les côtés des navires. </li><li> Trouver le plan du tissu entre l&#39;aorte et la veine cave et répartis lentement la pince. Ouvrir lentement les conseils de la pince à pointe fine pour répandre le tissu avec un traumatisme minime. </li><li> Faire un lâche 7 / O soie autour de l&#39;aorte supérieur et inférieur de l&#39;artère rénale en passant une amende anglepince pointe dans le dos des navires et de dessin une suture à travers. Ces sutures seront resserrées avant le prélèvement de rein pour permettre la perfusion rétrograde de l&#39;Université du Wisconsin solution. </li></ol> 2. bénéficiaire Préparation Comme par le suivi de la préparation des bailleurs de fonds les étapes 1.2 à 1.8. <ol><li> Déplacez les intestins à la droite de l&#39;opérateur (la gauche de la souris) pour exposer l&#39;aorte, la veine cave. Couvrir les intestins avec une solution saline stérile tige imbibé. </li><li> Effectuer une néphrectomie droite par ligature de l&#39;artère rénale droite et la veine avec 7/0 suture de soie, puis diviser. </li><li> Ligaturer l&#39;uretère droit avec 7 / O suture de soie et de partage. </li><li> Mobiliser et disséquer complètement l&#39;aorte et la veine cave inférieure à l&#39;artère et la veine rénales comme décrit à l&#39;étape 1.14 et 1.15. Veiller à dissection complète entre l&#39;aorte et la veine cave. Prenez soin de préserver l&#39;artère spermatique interne qui fonctionne antérieure à la veine cave et Aortavec un faisceau lymphatique. </li><li> Identifier les vaisseaux lombaires s&#39;étendant dans le rétropéritoine de la veine cave et la veine de la colonne vertébrale, ligaturer avec 9 / O soie dans la continuité, il n&#39;est pas nécessaire de diviser les navires. </li><li> Identifier suffisamment d&#39;espace pour placer des pinces microvasculaires avec un espace entre des anastomoses vasculaires. </li><li> Administrer par voie intraveineuse d&#39;héparine (5 unités) par pénienne dorsale veine. </li></ol> 3. rein de donneur de récupération Resserrer les liens 7 / S de soie qui ont été placées autour de l&#39;aorte inférieur et supérieur pour isoler les reins de la circulation artérielle. <ol><li> Infuser rétrogrades froid 0,2 à 0,5 ml de solution de l&#39;Université du Wisconsin avec une aiguille (31G) dans l&#39;aorte. </li><li> Diviser l&#39;aorte dans les sutures et diviser la veine rénale à sa jonction avec la veine cave pour retirer le l&#39;artère rénale avec une longueur de l&#39;aorte et des reins. Diviser les vaisseaux lombaires résultant de l&#39;aorte, s&#39;ils sont présents, en poidsithout ligature. </li><li> Placez le rein dans une solution saline froide sur un écouvillon stérile dans une boîte de culture. </li><li> Euthanasier la souris donneuse par dislocation cervicale. </li></ol> 4. transplantation rénale - Kidney Préparation <ol><li> Créer une pièce aortique en divisant la paroi de l&#39;aorte longitudinalement en face de l&#39;artère rénale. Identifier toutes les lumières des navires dans le patch qui doivent être ligaturé ou évités lors de la réalisation de l&#39;anastomose artérielle. </li><li> Placer une suture 10 / S de l&#39;extérieur vers l&#39;intérieur de la lumière de la veine rénales en haut et un second fil de suture séparé le bas. Les sutures utilisées pour diviser la veine surrénale et la veine gonadique peuvent être utilisés pour orienter le récipient. </li><li> Placez le rein dans le flanc droit du bénéficiaire (Figure 1.1) et s&#39;assurer que les sutures sont bien placés pour assurer anastomoses vasculaires peuvent être menées à bien sans les sutures devenir enlacés dans les écouvillons ou d&#39;autres instruments. </li></ol> 5. rein Transplanmise - vasculaire anastomose Appliquer pinces microvasculaires abord le bas puis englobant supérieurement la veine cave et l&#39;aorte. <ol><li> Ajouter un ventomy avec une aiguille (31G) en perforant la paroi antérieure de la veine cave. Rincer le sang de la veine cave par injection d&#39;environ 50 pi de NaCl à 0,9%. </li><li> Élargir la Phlebotomie en utilisant de fines pinces d&#39;extrémité en les ouvrant à l&#39;intérieur de la Phlebotomie de sorte que la longueur est équivalente au diamètre de la veine rénale du donneur. </li><li> Placer la suture supérieure 10 d&#39;E / S (qui est déjà dans la lumière de la veine rénale) d&#39;abord au niveau du sommet de la Phlebotomie (figure 1.2) et de rejoindre la paroi arrière de l&#39;anastomose en un fil de suture en cours d&#39;exécution jusqu&#39;à ce que le sommet inférieur est atteint (figure 1.3). </li><li> Placez le 10 / O suture inférieure et attachez d&#39;abord avec un seul nœud (Figure 1.4), puis attacher à la suture allant de la paroi arrière. </li><li> Utilisation de la suture inférieure créer l&#39;avant wall de l&#39;anastomose (Figure 1.5) par un surjet et attacher à la fin de suture supérieure au sommet supérieur (Figure 1.6). </li><li> Créer un aortotomie en décrochant le paroi de l&#39;aorte avec une pince et couper une pièce elliptique avec des ciseaux (environ la aortotomie devrait être un cinquième de la circonférence de l&#39;aorte et trois fois la lumière de l&#39;artère rénale en longueur). </li><li> Placez un fil de suture 10 / O au point supérieur du patch aortique de l&#39;extérieur vers l&#39;intérieur (Figure 1.7) et passer à travers l&#39;aorte pour attacher à l&#39;extérieur des bâtiments au sommet supérieur de la aortotomie. </li><li> Créer l&#39;anastomose artérielle par un surjet à partir supérieurement (Figure 1.8) anastomose le patch des bailleurs de fonds à l&#39;aorte bénéficiaire, prendre soin de ne pas resserrer l&#39;anastomose en liant la suture trop serré (Figure 1.9). </li><li> Retirer les pinces vasculaires inférieures d&#39;abord, puis la pince supérieure à la reperfusion du rein (Figure 1.10 et 1.11). Péristaltisme visible de l&#39;uretère peut-être vu si l&#39;approvisionnement en sang adéquat à l&#39;uretère est atteint. </li></ol> 6. transplantation rénale - anastomose urétérale <ol><li> Diviser les pièces jointes de la vessie à partir de la paroi abdominale. </li><li> Passer une aiguille (21G) de gauche à droite de la vessie par deux murs. </li><li> Placez conseils de pince droite dans la lumière d&#39;aiguilles et de passer à la fois à travers la vessie tels que les pinces passent maintenant de droite à gauche sur le côté gauche de la vessie. </li><li> Dessiner la suture sur l&#39;uretère des donateurs à travers la vessie tels que l&#39;uretère passe dans le défaut de la vessie gauche, puis sur le côté droit. </li><li> Suturer l&#39;adventice de l&#39;uretère à l&#39;adventice de la vessie avec trois points séparés simples autour du point d&#39;entrée avec 9 / O nylon suture sur une aiguille ronde valides. </li><li> Couper l&#39;extrémité proximale de l&#39;uretère à la ligature, e ouvrant ainsie uretère pour permettre à l&#39;urine de s&#39;écouler et permettre à l&#39;extrémité de l&#39;uretère à se rétracter dans le corps de la vessie. Production visible de l&#39;urine peut être observé avec des saignements de péri-uretère navires. </li><li> Fermez le droit défaut de la vessie de côté avec une seule interruption de 9 / O soie suture. </li></ol> 7. Récupération et soins post-opératoires Remplacer les viscères gastro-intestinal dans l&#39;abdomen dans leur orientation d&#39;origine et fermer la paroi abdominale en rapprochant les muscles droits avec 6 / O fil résorbable. <ol><li> Se rapprocher de la peau avec des clips de la peau de métal. </li><li> Inverser partiellement l&#39;anesthésie par une injection sous-cutanée de chlorhydrate atipamazole (10 ul / g). </li><li> Administrer analgésie par le chlorhydrate de buprénorphine sous-cutanée (0,05 mg / kg) et de l&#39;injection du fluide de support sous-cutanée de 1 ml de NaCl à 0,9%. </li><li> Récupérer la souris dans une armoire chauffante à 28 ° C pendant 24 à 48 heures. Observez la souris pour maladie jusqu&#39;à lafin de l&#39;expérience. </li><li> Retirer les clips de la peau de métal 7 - 10 jours après l&#39;opération. </li><li> Une fois l&#39;expérience terminée euthanasier la souris par dislocation cervicale. </li><li> Retirer et recueillir les controlatéral rein et allogreffe pour l&#39;analyse histologique. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à divulguer.

La manière la plus bien décrites pour effectuer l&#39;anastomose artérielle est d&#39;utiliser l&#39;aorte distale du donneur, à l&#39;artère rénale dans le prolongement, d&#39;une manière bout à l&#39;autre de l&#39;aorte destinataire. Nous décrivons l&#39;utilisation d&#39;un correctif de l&#39;aorte, similaire à la mise en miroir &#39;Carrell patch&#39; qui a effectué la transplantation de rein humain que nous croyons être plus pratique. Bien que les rapports de la littérature du donneur et du receveur o...

Transplantation rénale réussie pour le traitement de l&#39;insuffisance rénale a été décrite pour la première en 1955 entre jumeaux monozygotes 1, depuis lors, il est devenu un traitement révolutionnaire destiné aux patients en phase terminale d&#39;insuffisance rénale à travers le monde, offrant à la fois une amélioration de la longueur et de la qualité de la vie 2. Cependant la survie du greffon à long terme a été entravée par une multitude de processus pathologiques entraînant des dommages de l&#39;allogreffe chronique 3. Rejet du rein transplanté chez l&#39;homme reste une cause majeure de morbidité, en dépit des améliorations significatives dans les régimes immunosupporessive. Le but de l&#39;élaboration d&#39;un modèle de souris de la transplantation rénale est de répliquer au plus près le processus et la pathologie trouvé dans la transplantation rénale humaine 4. Skoskiewicz et al. Décrit d&#39;abord le modèle de souris de la transplantation rénale en 1973 5. Bien compétences de microchirurgie de pointe sont nécessaires, il est un objet de valeur tool pour plusieurs raisons: le génome de la souris a été bien caractérisé et il ya une grande variété de méthodes et de techniques disponibles pour les études de souris expérimentales. De nombreux groupes en utilisant le modèle de souris de la transplantation rénale ont utilisé le rein transplanté comme un organe qui soutient la vie, mais dans d&#39;autres études et dans notre méthodologie décrite une des reins natif de la souris receveuse est laissé en place pendant la durée de l&#39;expérience 4. L&#39;avantage est que la souris soumise à une anesthésie et opération unique en réduisant ainsi la morbidité de la souris et le risque de décès d&#39;une deuxième procédure. En outre, la souris ne présente pas les effets négatifs de l&#39;insuffisance rénale progressive. Bien que les modèles de rejet allogénique existent dans d&#39;autres organes tels que le cœur et la peau, ce ne sont pas toujours directement applicables à la transplantation rénale. Il existe des preuves que ces modèles suscitent différents modes et dynamique de rejet, par exemple au cours du temps de rejet dans l&#39;allogreffe cardiaque et allogreffe rénale diffère de manière significative dans certaines combinaisons de contrainte 6. Nous avons décrit les modèles de rejet d&#39;allogreffe rénale aiguë chez les BALB / c donateurs dans des souris FVB / nj non-transgéniques, ce modèle a montré une blessure à médiation cellulaire avec accumulation de macrophages et les cellules T 7. Sinon, nous avons décrit un modèle d&#39;endommagement chronique de l&#39;allogreffe qui présente une fibrose interstitielle et atrophie tubulaire, cela résulte de la transplantation d&#39;un rein de souris C57BL / 6 BM12 donneurs dans des souris C57BL / 6 destinataires, que ces souris sont caractérisées par une seule CMH de classe II mis loci -match 8. Plusieurs aspects de la transplantation ont été étudiés en utilisant un modèle de souris de la transplantation rénale, y compris le rejet aigu, le rejet humoral et cellulaire, une lésion de reperfusion de l&#39;ischémie, et trialing nouveaux agents thérapeutiques. Nous avons modifié la t chirurgicaleechnique pour réduire le temps de fonctionnement et d&#39;améliorer la facilité de la chirurgie. En particulier, nous avons décrit la préparation simultanée et donneur de destinataire et une anastomose vasculaire simplifié par l&#39;utilisation d&#39;un patch anastomose aortique continu. Cette vidéo et manuscrit fourniront des points clés pour aider à la mise en place de cette technique.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Le rejet d&#39;allogreffe rénale peut être évaluée par une analyse histologique de coupes de tissus fixés Methacarn paraffine du rein transplanté (figure 2). Transplantation de reins isogreffe entre les résultats des souris syngéniques dans les lésions de reperfusion ischémique rénale, mais de 4 semaines, les tubules ont récupéré et sont histologiquement comparable à reins natifs. Le rejet aigu peut être modélisé par les souris C57BL / 6 dans des receveurs de transplantation rénale de...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Souris Transplantation rénale: Les modèles de rejet des allogreffes

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

JoVE Journal

Medicine

20.4K vues.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Vidéo: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Une méthode pour isoler l&#39;îlot murin et transplantation rénale sous-capsulaires

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Recherche

Médecine

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

L&#39;imagerie non-invasive de rejet aigu après transplantation rénale Rat aide<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Modèle murin de rejet vasculaire allo-induite et Transplant artériosclérose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Rein murin Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

Évaluation de la fonction rénale chez les modèles murins de la maladie glomérulaire

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Greffe orthotopique de rein de rat: une approche chirurgicale nouvelle et simplifiée

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

Effacement optique et imagerie du tissu rénal immunolabeled

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

Surveillance numérique à domicile des patients après une transplantation rénale : la plateforme MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

Transplantation rénale assistée par robot

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...