Financement de recherche sur le rein au Royaume-Uni, le Royal College of Surgeons d&#39;Edimbourg et de la Société européenne de transplantation d&#39;organes a soutenu cette étude.

Éthique institutionnels appropriés nationales et locales devraient être en place avant de procéder à des expérimentations animales. En particulier au Royaume-Uni, les expériences suivantes ont été réalisées dans le cadre des Animaux (Scientific Procedures) Act 1986 Lorsque deux microchirurgiens sont disponibles pour faire fonctionner simultanément le chirurgien des bailleurs de fonds doit exécuter les étapes 1.1 à 1.16 puis 3.1 à 3.5, tandis que le chirurgien bénéficiaire effectue de 2,1 à 2,8 . Pour un seul opérateur les étapes peuvent être suivies successivement. 1. donateurs Préparation Remarque: La procédure présentée ici est un donneur C57BL / 6 BM12 et le destinataire souris C57BL / 6 mâles âgés de 8 à 16 semaines avec un poids supérieur à 20 g. Toutefois, cette procédure peut être effectuée de manière reproductible sur une variété de souches de souris. Les données présentées dans la section des résultats représentatifs ont été obtenues à partir de souris C57BL / 6, souris C57BL / 6 / c BM12 et BALB. <ol><li> procédures de conduite using instruments chirurgicaux stériles et consommables (autoclave), avec s&#39;efforce de maintenir la zone d&#39;exploitation aussi stérile que possible. Effectuer la préparation des bailleurs de fonds en même temps que la préparation du destinataire si deux chirurgiens sont disponibles. </li><li> Anesthésier les souris avec une injection intrapéritonéale (aiguille 31G) de médétomidine (0,5 mg / kg) et du chlorhydrate de kétamine (200 mg / kg). Il en résulte un plan anesthésique qui est maintenue pendant 4 h fournissant suffisamment de temps pour l&#39;ensemble de la procédure à exécuter. Anesthésie supplémentaire n&#39;est pas nécessaire. </li><li> Assurez-vous que la souris est anesthésiée (pas de réponse à pincement de l&#39;orteil). </li><li> Raser l&#39;abdomen de la souris et de supprimer toute cheveux dénoués avec du ruban adhésif. </li><li> Placez la souris sur le dos sur un tapis chauffant stérile et drapé lâche immobiliser les membres avec du ruban de masquage stérile. </li><li> Surveiller la souris tout au long de la procédure pour des brûlures thermiques. Si possible utiliser une source de chaleur non-électrique. </li><li> Appliquer un lubrifiant oculaire et sanitize la paroi abdominale avec une solution diluée d&#39;iode. </li><li> Faire une incision médiane dans l&#39;abdomen pour pénétrer dans la cavité péritonéale et insérer un 3 cm Calibri écarteur abdominal. </li><li> Appliquer une solution saline chauffée à garder les intestins et zone chirurgicale humide et éviter le dessèchement inutile des viscères. </li><li> Couvrir la souris avec des champs stériles et déplacer les intestins à la gauche de l&#39;opérateur (droit de la souris) pour exposer l&#39;aorte, la veine cave et rein gauche. </li><li> Appliquer une pince à cliquet à l&#39;estomac et tirez supérieurement à exposer les principaux vaisseaux et rein gauche complètement. Emballage humide écouvillons stériles (2 mm x 2 mm) dans l&#39;abdomen pour rétracter les tissus de la zone chirurgicale, comme les lobes du foie, des vésicules séminales et des intestins. </li><li> Isoler le rein gauche de adventia environnante, la graisse et la glande surrénale gauche dans la cavité péritonéale par crûment la dissection du tissu conjonctif à l&#39;aide de fines pinces de pointe. Placez les pointes fermées de la pince entre les zones NEed à séparer et laisser lentement les conseils de pince pour ouvrir à disséquer l&#39;espace. </li><li> Isoler la veine rénale gauche par ligature, puis en divisant la veine surrénale gauche et gauche veine gonadique avec 9 / O nylon. Placez la suture près de la veine rénale. </li><li> Ligaturer et diviser l&#39;uretère avec 7 / O soie suture près de la vessie laissant la suture se termine longue. Ces longues extrémités de suture seront utilisés lorsque le rein est récoltée et qui sont nécessaires pour l&#39;anastomose urétérale. </li><li> À mobiliser et à disséquer complètement l&#39;aorte et la veine cave inférieure en haut et à l&#39;artère et la veine rénales utiliser pince fine pointe de disséquer carrément vaisseaux lymphatiques et de la graisse de l&#39;avant et les côtés des navires. </li><li> Trouver le plan du tissu entre l&#39;aorte et la veine cave et répartis lentement la pince. Ouvrir lentement les conseils de la pince à pointe fine pour répandre le tissu avec un traumatisme minime. </li><li> Faire un lâche 7 / O soie autour de l&#39;aorte supérieur et inférieur de l&#39;artère rénale en passant une amende anglepince pointe dans le dos des navires et de dessin une suture à travers. Ces sutures seront resserrées avant le prélèvement de rein pour permettre la perfusion rétrograde de l&#39;Université du Wisconsin solution. </li></ol> 2. bénéficiaire Préparation Comme par le suivi de la préparation des bailleurs de fonds les étapes 1.2 à 1.8. <ol><li> Déplacez les intestins à la droite de l&#39;opérateur (la gauche de la souris) pour exposer l&#39;aorte, la veine cave. Couvrir les intestins avec une solution saline stérile tige imbibé. </li><li> Effectuer une néphrectomie droite par ligature de l&#39;artère rénale droite et la veine avec 7/0 suture de soie, puis diviser. </li><li> Ligaturer l&#39;uretère droit avec 7 / O suture de soie et de partage. </li><li> Mobiliser et disséquer complètement l&#39;aorte et la veine cave inférieure à l&#39;artère et la veine rénales comme décrit à l&#39;étape 1.14 et 1.15. Veiller à dissection complète entre l&#39;aorte et la veine cave. Prenez soin de préserver l&#39;artère spermatique interne qui fonctionne antérieure à la veine cave et Aortavec un faisceau lymphatique. </li><li> Identifier les vaisseaux lombaires s&#39;étendant dans le rétropéritoine de la veine cave et la veine de la colonne vertébrale, ligaturer avec 9 / O soie dans la continuité, il n&#39;est pas nécessaire de diviser les navires. </li><li> Identifier suffisamment d&#39;espace pour placer des pinces microvasculaires avec un espace entre des anastomoses vasculaires. </li><li> Administrer par voie intraveineuse d&#39;héparine (5 unités) par pénienne dorsale veine. </li></ol> 3. rein de donneur de récupération Resserrer les liens 7 / S de soie qui ont été placées autour de l&#39;aorte inférieur et supérieur pour isoler les reins de la circulation artérielle. <ol><li> Infuser rétrogrades froid 0,2 à 0,5 ml de solution de l&#39;Université du Wisconsin avec une aiguille (31G) dans l&#39;aorte. </li><li> Diviser l&#39;aorte dans les sutures et diviser la veine rénale à sa jonction avec la veine cave pour retirer le l&#39;artère rénale avec une longueur de l&#39;aorte et des reins. Diviser les vaisseaux lombaires résultant de l&#39;aorte, s&#39;ils sont présents, en poidsithout ligature. </li><li> Placez le rein dans une solution saline froide sur un écouvillon stérile dans une boîte de culture. </li><li> Euthanasier la souris donneuse par dislocation cervicale. </li></ol> 4. transplantation rénale - Kidney Préparation <ol><li> Créer une pièce aortique en divisant la paroi de l&#39;aorte longitudinalement en face de l&#39;artère rénale. Identifier toutes les lumières des navires dans le patch qui doivent être ligaturé ou évités lors de la réalisation de l&#39;anastomose artérielle. </li><li> Placer une suture 10 / S de l&#39;extérieur vers l&#39;intérieur de la lumière de la veine rénales en haut et un second fil de suture séparé le bas. Les sutures utilisées pour diviser la veine surrénale et la veine gonadique peuvent être utilisés pour orienter le récipient. </li><li> Placez le rein dans le flanc droit du bénéficiaire (Figure 1.1) et s&#39;assurer que les sutures sont bien placés pour assurer anastomoses vasculaires peuvent être menées à bien sans les sutures devenir enlacés dans les écouvillons ou d&#39;autres instruments. </li></ol> 5. rein Transplanmise - vasculaire anastomose Appliquer pinces microvasculaires abord le bas puis englobant supérieurement la veine cave et l&#39;aorte. <ol><li> Ajouter un ventomy avec une aiguille (31G) en perforant la paroi antérieure de la veine cave. Rincer le sang de la veine cave par injection d&#39;environ 50 pi de NaCl à 0,9%. </li><li> Élargir la Phlebotomie en utilisant de fines pinces d&#39;extrémité en les ouvrant à l&#39;intérieur de la Phlebotomie de sorte que la longueur est équivalente au diamètre de la veine rénale du donneur. </li><li> Placer la suture supérieure 10 d&#39;E / S (qui est déjà dans la lumière de la veine rénale) d&#39;abord au niveau du sommet de la Phlebotomie (figure 1.2) et de rejoindre la paroi arrière de l&#39;anastomose en un fil de suture en cours d&#39;exécution jusqu&#39;à ce que le sommet inférieur est atteint (figure 1.3). </li><li> Placez le 10 / O suture inférieure et attachez d&#39;abord avec un seul nœud (Figure 1.4), puis attacher à la suture allant de la paroi arrière. </li><li> Utilisation de la suture inférieure créer l&#39;avant wall de l&#39;anastomose (Figure 1.5) par un surjet et attacher à la fin de suture supérieure au sommet supérieur (Figure 1.6). </li><li> Créer un aortotomie en décrochant le paroi de l&#39;aorte avec une pince et couper une pièce elliptique avec des ciseaux (environ la aortotomie devrait être un cinquième de la circonférence de l&#39;aorte et trois fois la lumière de l&#39;artère rénale en longueur). </li><li> Placez un fil de suture 10 / O au point supérieur du patch aortique de l&#39;extérieur vers l&#39;intérieur (Figure 1.7) et passer à travers l&#39;aorte pour attacher à l&#39;extérieur des bâtiments au sommet supérieur de la aortotomie. </li><li> Créer l&#39;anastomose artérielle par un surjet à partir supérieurement (Figure 1.8) anastomose le patch des bailleurs de fonds à l&#39;aorte bénéficiaire, prendre soin de ne pas resserrer l&#39;anastomose en liant la suture trop serré (Figure 1.9). </li><li> Retirer les pinces vasculaires inférieures d&#39;abord, puis la pince supérieure à la reperfusion du rein (Figure 1.10 et 1.11). Péristaltisme visible de l&#39;uretère peut-être vu si l&#39;approvisionnement en sang adéquat à l&#39;uretère est atteint. </li></ol> 6. transplantation rénale - anastomose urétérale <ol><li> Diviser les pièces jointes de la vessie à partir de la paroi abdominale. </li><li> Passer une aiguille (21G) de gauche à droite de la vessie par deux murs. </li><li> Placez conseils de pince droite dans la lumière d&#39;aiguilles et de passer à la fois à travers la vessie tels que les pinces passent maintenant de droite à gauche sur le côté gauche de la vessie. </li><li> Dessiner la suture sur l&#39;uretère des donateurs à travers la vessie tels que l&#39;uretère passe dans le défaut de la vessie gauche, puis sur le côté droit. </li><li> Suturer l&#39;adventice de l&#39;uretère à l&#39;adventice de la vessie avec trois points séparés simples autour du point d&#39;entrée avec 9 / O nylon suture sur une aiguille ronde valides. </li><li> Couper l&#39;extrémité proximale de l&#39;uretère à la ligature, e ouvrant ainsie uretère pour permettre à l&#39;urine de s&#39;écouler et permettre à l&#39;extrémité de l&#39;uretère à se rétracter dans le corps de la vessie. Production visible de l&#39;urine peut être observé avec des saignements de péri-uretère navires. </li><li> Fermez le droit défaut de la vessie de côté avec une seule interruption de 9 / O soie suture. </li></ol> 7. Récupération et soins post-opératoires Remplacer les viscères gastro-intestinal dans l&#39;abdomen dans leur orientation d&#39;origine et fermer la paroi abdominale en rapprochant les muscles droits avec 6 / O fil résorbable. <ol><li> Se rapprocher de la peau avec des clips de la peau de métal. </li><li> Inverser partiellement l&#39;anesthésie par une injection sous-cutanée de chlorhydrate atipamazole (10 ul / g). </li><li> Administrer analgésie par le chlorhydrate de buprénorphine sous-cutanée (0,05 mg / kg) et de l&#39;injection du fluide de support sous-cutanée de 1 ml de NaCl à 0,9%. </li><li> Récupérer la souris dans une armoire chauffante à 28 ° C pendant 24 à 48 heures. Observez la souris pour maladie jusqu&#39;à lafin de l&#39;expérience. </li><li> Retirer les clips de la peau de métal 7 - 10 jours après l&#39;opération. </li><li> Une fois l&#39;expérience terminée euthanasier la souris par dislocation cervicale. </li><li> Retirer et recueillir les controlatéral rein et allogreffe pour l&#39;analyse histologique. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à divulguer.

La manière la plus bien décrites pour effectuer l&#39;anastomose artérielle est d&#39;utiliser l&#39;aorte distale du donneur, à l&#39;artère rénale dans le prolongement, d&#39;une manière bout à l&#39;autre de l&#39;aorte destinataire. Nous décrivons l&#39;utilisation d&#39;un correctif de l&#39;aorte, similaire à la mise en miroir &#39;Carrell patch&#39; qui a effectué la transplantation de rein humain que nous croyons être plus pratique. Bien que les rapports de la littérature du donneur et du receveur o...

Transplantation rénale réussie pour le traitement de l&#39;insuffisance rénale a été décrite pour la première en 1955 entre jumeaux monozygotes 1, depuis lors, il est devenu un traitement révolutionnaire destiné aux patients en phase terminale d&#39;insuffisance rénale à travers le monde, offrant à la fois une amélioration de la longueur et de la qualité de la vie 2. Cependant la survie du greffon à long terme a été entravée par une multitude de processus pathologiques entraînant des dommages de l&#39;allogreffe chronique 3. Rejet du rein transplanté chez l&#39;homme reste une cause majeure de morbidité, en dépit des améliorations significatives dans les régimes immunosupporessive. Le but de l&#39;élaboration d&#39;un modèle de souris de la transplantation rénale est de répliquer au plus près le processus et la pathologie trouvé dans la transplantation rénale humaine 4. Skoskiewicz et al. Décrit d&#39;abord le modèle de souris de la transplantation rénale en 1973 5. Bien compétences de microchirurgie de pointe sont nécessaires, il est un objet de valeur tool pour plusieurs raisons: le génome de la souris a été bien caractérisé et il ya une grande variété de méthodes et de techniques disponibles pour les études de souris expérimentales. De nombreux groupes en utilisant le modèle de souris de la transplantation rénale ont utilisé le rein transplanté comme un organe qui soutient la vie, mais dans d&#39;autres études et dans notre méthodologie décrite une des reins natif de la souris receveuse est laissé en place pendant la durée de l&#39;expérience 4. L&#39;avantage est que la souris soumise à une anesthésie et opération unique en réduisant ainsi la morbidité de la souris et le risque de décès d&#39;une deuxième procédure. En outre, la souris ne présente pas les effets négatifs de l&#39;insuffisance rénale progressive. Bien que les modèles de rejet allogénique existent dans d&#39;autres organes tels que le cœur et la peau, ce ne sont pas toujours directement applicables à la transplantation rénale. Il existe des preuves que ces modèles suscitent différents modes et dynamique de rejet, par exemple au cours du temps de rejet dans l&#39;allogreffe cardiaque et allogreffe rénale diffère de manière significative dans certaines combinaisons de contrainte 6. Nous avons décrit les modèles de rejet d&#39;allogreffe rénale aiguë chez les BALB / c donateurs dans des souris FVB / nj non-transgéniques, ce modèle a montré une blessure à médiation cellulaire avec accumulation de macrophages et les cellules T 7. Sinon, nous avons décrit un modèle d&#39;endommagement chronique de l&#39;allogreffe qui présente une fibrose interstitielle et atrophie tubulaire, cela résulte de la transplantation d&#39;un rein de souris C57BL / 6 BM12 donneurs dans des souris C57BL / 6 destinataires, que ces souris sont caractérisées par une seule CMH de classe II mis loci -match 8. Plusieurs aspects de la transplantation ont été étudiés en utilisant un modèle de souris de la transplantation rénale, y compris le rejet aigu, le rejet humoral et cellulaire, une lésion de reperfusion de l&#39;ischémie, et trialing nouveaux agents thérapeutiques. Nous avons modifié la t chirurgicaleechnique pour réduire le temps de fonctionnement et d&#39;améliorer la facilité de la chirurgie. En particulier, nous avons décrit la préparation simultanée et donneur de destinataire et une anastomose vasculaire simplifié par l&#39;utilisation d&#39;un patch anastomose aortique continu. Cette vidéo et manuscrit fourniront des points clés pour aider à la mise en place de cette technique.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Le rejet d&#39;allogreffe rénale peut être évaluée par une analyse histologique de coupes de tissus fixés Methacarn paraffine du rein transplanté (figure 2). Transplantation de reins isogreffe entre les résultats des souris syngéniques dans les lésions de reperfusion ischémique rénale, mais de 4 semaines, les tubules ont récupéré et sont histologiquement comparable à reins natifs. Le rejet aigu peut être modélisé par les souris C57BL / 6 dans des receveurs de transplantation rénale de...

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Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Souris Transplantation rénale: Les modèles de rejet des allogreffes

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K vues.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.